Summary
O presente protocolo descreve o estudo das interações neutrófilo-biofilme. Os biofilmes de Staphylococcus aureus são estabelecidos in vitro e incubados com neutrófilos humanos derivados do sangue periférico. A resposta de explosão oxidativa dos neutrófilos é quantificada e a localização dos neutrófilos dentro do biofilme é determinada por microscopia.
Abstract
Os neutrófilos são a primeira linha de defesa implantada pelo sistema imunológico durante a infecção microbiana. In vivo, os neutrófilos são recrutados para o local da infecção, onde usam processos como fagocitose, produção de espécies reativas de oxigênio e nitrogênio (ROS, RNS, respectivamente), NETosis (armadilha extracelular de neutrófilos) e degranulação para matar micróbios e resolver a infecção. Interações entre neutrófilos e micróbios planctônicos têm sido extensivamente estudadas. Tem havido interesses emergentes no estudo de infecções causadas por biofilmes nos últimos anos. Os biofilmes exibem propriedades, incluindo tolerância à matança por neutrófilos, distintas de suas contrapartes cultivadas em plâncton. Com o estabelecimento bem-sucedido de modelos de biofilme in vitro e in vivo , as interações entre essas comunidades microbianas com diferentes células imunes podem agora ser investigadas. Aqui, técnicas que usam uma combinação de modelos tradicionais de biofilme e ensaios de atividade de neutrófilos bem estabelecidos são adaptadas especificamente para estudar interações de neutrófilos e biofilmes. A microscopia de fluorescência de campo amplo é usada para monitorar a localização de neutrófilos em biofilmes. Esses biofilmes são cultivados em condições estáticas, seguidos pela adição de neutrófilos derivados do sangue periférico humano. As amostras são coradas com corantes apropriados antes da visualização ao microscópio. Além disso, a produção de EROs, que é uma das muitas respostas de neutrófilos contra patógenos, é quantificada na presença de um biofilme. A adição de células imunes a esse sistema estabelecido expandirá a compreensão das interações hospedeiro-patógeno, garantindo o uso de condições padronizadas e otimizadas para medir esses processos com precisão.
Introduction
Um biofilme é uma comunidade de micróbios associados à superfície ou agregados não ligados envoltos em uma substância polimérica extracelular (EPS)1,2. Essas comunidades protegem os microrganismos envolvidos de estressores ambientais, incluindo a tolerância a agentes antimicrobianos e ao sistema imunológico3. Várias espécies microbianas patogênicas formam biofilmes que têm sido associados a infecções crônicas4. O desenvolvimento de biofilmes é um processo intrincado que envolve a fixação a superfícies, a produção de EPS, a proliferação celular, a estruturação do biofilme e o descolamento celular5. Uma vez que as células se dispersam para formar um biofilme, elas permanecem planctônicas ou se translocam para um novo substrato e reiniciam o desenvolvimento do biofilme6.
Staphylococcus aureus, um patógeno oportunista, segue um esquema geral de desenvolvimento de biofilme, incluindo fixação, proliferação, maturação e dispersão7. O processo de fixação em biofilmes de S. aureus é ditado por interações hidrofóbicas, ácidos teicóicos e componentes da superfície microbiana que reconhecem moléculas de matriz adesiva (MSCRAMMs)8,9. À medida que a proliferação de S. aureus começa, a EPS, que consiste principalmente em polissacarídeos, proteínas, DNA extracelular e ácidos teicóicos, é produzida5. À medida que os componentes da EPS são produzidos, várias exoenzimas e pequenas moléculas também são produzidas, contribuindo para a estrutura tridimensional do biofilme e auxiliando no descolamento5. S. aureus aproveita esse estilo de vida altamente coordenado para estabelecer várias infecções crônicas, incluindo infecções devido à permanência de dispositivos médicos10.
O S. aureus resistente à meticilina (MRSA) é uma das principais causas de infecções relacionadas a dispositivos médicos de demora, como cateteres venosos e urinários centrais, próteses articulares, marcapassos, valvas cardíacas mecânicas e dispositivos intrauterinos11. Durante essas infecções, os neutrófilos são as primeiras células imunes hospedeiras recrutadas para o local da infecção para combater patógenos por meio de múltiplas estratégias12. Estes incluem fagocitose, degranulação, produção reativa de espécies de oxigênio e nitrogênio (ROS/RNS) ou liberação de armadilhas extracelulares de neutrófilos (TNEs) para eliminar patógenos13.
A geração de EROs na fagocitose de micróbios é uma das principais respostas antimicrobianas exibidas pelos neutrófilos14. A fagocitose é aumentada se os micróbios forem revestidos de opsoninas, particularmente imunoglobulinas e componentes do complemento encontrados no soro15. Os micróbios opsonizados são então reconhecidos pelos receptores da superfície celular nos neutrófilos e engolfados, formando um compartimento chamado fagossomo15. Os neutrófilos geram e liberam EROs no fagossomo através da NADPH-oxidase associada à membrana16. Esse complexo enzimático multicomponente gera ânions superóxidos pela transferência de elétrons para oxigênio molecular16. Além disso, os neutrófilos também geram RNS através da expressão da óxido nítrico sintase induzível (iNOS)17. Esses radicais de alto superóxido e óxido nítrico dentro do fagossomo têm amplas atividades antimicrobianas. Podem interagir com centros metálicos em enzimas e danificar ácidos nucleicos, proteínas e membranas celulares do patógeno 18,19,20,21. Numerosos micróbios adotam um estilo de vida biofilme e empregam diferentes estratégias para evitar a morte por ROS22,23. Assim, ensaios padronizados que acoplam biofilmes com neutrófilos para quantificar ROS são benéficos para resultados consistentes.
Embora os ensaios, como a quantificação da produção de ROS de neutrófilos, forneçam informações sobre as respostas dos neutrófilos aos biofilmes, a capacidade de visualizar as interações dos neutrófilos dentro de um biofilme também pode servir como uma ferramenta poderosa. O uso de corantes fluorescentes para microscopia geralmente requer otimização para obter imagens de alta qualidade que podem ser usadas para análise de imagens microscópicas. A flexibilidade para otimizar algumas condições é limitada, pois os neutrófilos podem sofrer morte celular pós-isolamento. Além disso, os biofilmes são tipicamente lavados para remover a população planctônica da configuração experimental antes da adição de neutrófilos. Durante a lavagem, a variabilidade entre os biofilmes replicados pode surgir devido à perda de biomassa parcial se os biofilmes forem fracamente aderidos à superfície.
Em linhas gerais, os métodos atuais no campo para analisar as interações entre neutrófilos e biofilmes incluem principalmente microscopia, citometria de fluxo e enumeração de unidades formadoras de colônias (UFC)24,25,26,27. A microscopia envolve o uso de corantes que mancham diretamente os neutrófilos e biofilmes, ou visam várias respostas de neutrófilos contra micróbios, como formação de NET, degranulação e morte celular25,28. Um subconjunto dessas respostas, como morte celular de neutrófilos e degranulação, também pode ser analisado por citometria de fluxo, mas requer que os neutrófilos sejam preferencialmente não associados a grandes agregados de micróbios em um biofilme28,29. A citometria de fluxo também pode quantificar alguns parâmetros do biofilme, como a viabilidade celular27. Esses processos, no entanto, requerem ruptura da biomassa do biofilme e não seriam úteis para visualizar outras interações importantes, como a distribuição espacial dos neutrófilos e seus componentes dentro de um biofilme27,29,30.
O presente protocolo se concentra na adaptação de alguns dos métodos tradicionalmente utilizados para estudar as interações neutrófilo-biofilme em biofilmes que foram otimizados para fornecer variabilidade mínima durante o manuseio. Este protocolo, portanto, fornece métodos padronizados para cultivar e quantificar biofilmes, isolar neutrófilos humanos primários do sangue periférico, quantificar a produção de ROS e visualizar interações biofilme-neutrófilo via microscopia. Este protocolo pode ser adaptado a diferentes sistemas para entender as interações biofilme-neutrófilo, considerando a heterogeneidade entre os grupos de doadores.
Protocol
Todos os procedimentos foram aprovados pelo Ohio State University Institutional Review Board (IRB) (2014H0154). O consentimento informado por escrito foi obtido de todos os doadores para coleta de sangue periférico para isolamento primário de neutrófilos humanos. Staphylococcus aureus (USA300 LAC)31 foi utilizado como organismo modelo para a realização dos experimentos. Os experimentos foram realizados com equipamentos de proteção individual (EPIs) adequados devido à exposição potencial a um patógeno transmitido pelo sangue.
1. Preparação de biofilme in vitro
- Obter colônias isoladas de S. aureus de um estoque criopreservado31 usando uma técnica de placa de estrias32,33 em uma placa de ágar rica em nutrientes, como o ágar de soja tríptico (ver Tabela de Materiais).
- Revestir poços individuais de uma placa de 96 poços com 100 μL de poli-L-lisina (PLL) a 0,001% (v/v) diluídos em H2O estéril e incubar à temperatura ambiente por 30 min. Asseticamente, aspirar a solução PLL usando um purgador de aspiração assistida por vácuo. Deixe os poços secarem durante a noite à temperatura ambiente.
NOTA: Todas as etapas de aspiração no protocolo são realizadas usando um purgador de aspiração assistida por vácuo, salvo indicação em contrário. - Preparar uma cultura noturna inoculando uma colônia de S. aureus em meio essencial alfa mínimo (MEMα) suplementado com glicose a 2% e incubar a 37 °C, agitando a 200 rpm por 16-18 h.
- Diluir a cultura noturna transferindo 50 μL a 5 mL de MEMα fresco suplementado com glicose a 2% e incubar a 37 °C, agitando a 200 rpm, até a fase logarítmica média, geralmente entre densidade óptica 600 (OD600nm) de 0,5-0,8. Use MEMα para normalizar a cultura logarítmica média para uma OD de600nm de 0,1.
- Transfira 150 μL de cultura normalizada para cada poço da placa de 96 poços tratada com LLC. Incubar estaticamente durante 18-20 h numa câmara humidificada a 37 °C.
NOTA: Os biofilmes também podem ser cultivados em outros formatos, como slides de canal μ (consulte Tabela de materiais). - Aspirar o sobrenadante para remover as células planctônicas. Lave suavemente a biomassa restante com 150 μL de Solução Sal Balanceada de Hanks (HBSS) para remover as células desligadas. Adicione HBSS dropwise para evitar interromper o biofilme.
NOTA: Ao aspirar o sobrenadante e o HBSS durante as lavagens, deixe apenas líquido suficiente (sobrenadante ou HBSS) nos poços que contêm biofilme, de modo que o biofilme ainda esteja imerso. Isso evita a ruptura da estrutura do biofilme quando o HBSS é adicionado gota a gota para lavar o biofilme. - Repita a etapa 1.6 pelo menos mais duas vezes para remover todas as células planctônicas. Neste ponto, os biofilmes estão prontos para experimentos imediatos a jusante.
NOTA: Se os biofilmes não forem usados para experimentos com neutrófilos, o HBSS pode ser substituído por solução salina tamponada com fosfato (PBS). O HBSS é preferido ao PBS, pois o HBSS contém componentes, incluindo glicose, que fornecem condições ótimas para a ativação de neutrófilos34.
2. Quantificação da biomassa de biofilme
- Preparar um estoque de solução de Violeta Cristal (CV) a 0,1% (p/v) (ver Tabela de Materiais) dissolvendo em etanol a 20% (v/v) e 80% (v/v) H 2 O. Certifique-se de que o CV está completamente dissolvido em etanol antes de adicionar H2O. Filtre-esterilize a solução.
- Adicionar 150 μL de solução CV a 0,1% ao biofilme lavado e incubar durante 20 minutos à temperatura ambiente. Use pelo menos três poços vazios como controles somente de mídia.
- Aspirar a solução CV a 0,1% dos biofilmes e lavar os biofilmes corados com 200 μL de PBS 1x. Repita este processo para um total de três lavagens para remover qualquer excesso de CV dos poços.
- Adicionar 150 μL de ácido acético glacial a 33% (v/v) diluído com H2O. Incubar à temperatura ambiente num balancim a 50 rpm durante 30 min para permitir que o CV ligado à biomassa se dissolva completamente.
CUIDADO: Execute esta etapa em um exaustor de fluxo laminar com EPI apropriado, pois o ácido acético glacial é um produto químico corrosivo. - Enquanto isso, configure o leitor de microplacas (consulte Tabela de Materiais) para ler os valores de coloração CV. Após o tratamento com ácido acético glacial, leia a placa no comprimento de onda de 595 nm.
NOTA: O comprimento de onda usado para medir o OD do CV pode variar de 500-600 nm35.
3. Isolamento de neutrófilos
NOTA: Os neutrófilos foram isolados seguindo um método previamente publicado com pequenas alterações36. Este protocolo de isolamento combina primeiro a centrifugação do gradiente de densidade, seguida pela sedimentação de dextrano a 3%. Esta seção cobre apenas o protocolo geral de isolamento de neutrófilos, concentrando-se nas alterações feitas no protocolo publicado. Além disso, o protocolo descrito abaixo é um dos muitos métodos que podem isolar neutrófilos e podem ser substituídos conforme necessário. Outros métodos para isolar neutrófilos incluem o uso de meios de separação celular ou separação celular de anticorpos magnéticos37.
- Extrair sangue de um doador adulto via punção venosa, de acordo com o protocolo descrito no IRB institucional. Antes da colheita de sangue, certifique-se de que a seringa tem heparina sem conservantes suficiente, de modo a que a concentração final de heparina seja de 20 U/ml.
- Diluir o sangue heparinizado com 3/4 do volume de NaCl a 0,9% livre de endotoxinas (ver Tabela de Materiais) em H2O à temperatura ambiente.
- Para cada 20 ml da amostra de sangue diluído, alíquota de 14 ml de um meio de gradiente de densidade comercialmente disponível (ver Tabela de Materiais) num tubo cónico fresco de 50 ml. Coloque cuidadosamente a amostra de sangue diluída sobre o meio de gradiente de densidade.
- Centrifugar a amostra de sangue em camadas a 400 x g durante 40 min à temperatura ambiente. Certifique-se de que a centrífuga tenha uma ruptura lenta para evitar perturbar a camada uma vez que a centrifugação esteja concluída.
NOTA: A amostra de sangue terá cinco camadas contendo uma mistura de solução salina e plasma, uma camada de células mononucleares, meio de gradiente de densidade, neutrófilos e eritrócitos. - Usando uma pipeta sorológica, aspirar todas as camadas acima dos neutrófilos e do pellet eritrocitário, seguido de uma suave ressuspensão do pellet em NaCl frio a 0,9% livre de endotoxinas em H2O. Para cada pellet gerado a partir de uma amostra de sangue de 20 mL, ressuscite o pellet de volta para 20 mL de volume total. Adicionar 1:1 volume de 3% de dextrano (ver Tabela de Materiais). Incube o tubo ereto por 18-20 min no gelo.
NOTA: Certifique-se de que o dextrano a 3% é feito com NaCl 0,9% livre de endotoxinas em H2O. - Remova 20 mL da camada superior que contém neutrófilos e alguns eritrócitos em um novo tubo cônico de 50 mL e centrifuga-o a 355 x g por 10 min a 4 °C. Despeje o sobrenadante deixando para trás uma pelota vermelha.
- Ressussuscite suavemente o pellet em 10 mL de H2O frio e estéril por 30 s para lisar os eritrócitos restantes. Adicione imediatamente 10 mL de solução salina a 0,9% livre de endotoxinas frias à mistura para restaurar a tonicidade. Centrifugar a solução a 233 x g durante 3 min a 4 °C.
- Despeje o sobrenadante e ressuspenda o pellet contendo 95%-97% de neutrófilos em 1 mL de HBSS frio por 20 mL da amostra de sangue.
- Transfira 10 μL dos neutrófilos ressuspensos em 90 μL de corante de exclusão azul de tripano a 0,4% e conte as células usando um hemocitômetro (ver Tabela de Materiais).
NOTA: As células não viáveis são coradas de azul, uma vez que o corante de exclusão azul de tripano é impermeável em células viáveis. Esse protocolo proporciona >99% de viabilidade celular37,38. - Adicione HBSS adicional de tal forma que a concentração final de neutrófilos seja de 4 x 106 células/mL.
NOTA: Para casos com <99% de viabilidade celular, a concentração final de 4 x 106 células/mL ainda pode ser alcançada; no entanto, o volume total de solução contendo 4 x 106 células/mL obtido diminuirá. A concentração final de neutrófilos pode ser ajustada de acordo com as necessidades experimentais do usuário. Os neutrófilos foram ressuspensos na concentração final de 4 x 106 células/mL para todos os experimentos descritos a seguir. Para explicar a variabilidade doador-doador, é altamente recomendável que todos os experimentos envolvidos com neutrófilos sejam realizados com pelo menos três doadores diferentes.
4. Medição de ROS produzidas por neutrófilos
- Adicionar 100 μL de soro humano 20% normal (diluído em HBSS) gota a gota ao biofilme lavado (passo 1.6) e incubar a 37 °C em condições estáticas durante 30 minutos para opsonizar o biofilme.
- Aspirar a solução sérica a 20% e lavar os biofilmes gota a gota com 150 μL de HBSS uma vez. Aspirar o HBSS, deixando para trás poços com biofilmes opsonizados.
NOTA: Para interpretação do experimento, recomenda-se um mínimo de quatro grupos: (A) Neutrófilos + Biofilme, (B) Neutrófilos + PMA (controle positivo, ver Tabela de Materiais), (C) Somente neutrófilos e (D) Somente Biofilme. - Adicionar luminol (ver Tabela de Materiais) aos neutrófilos ressuspensos em HBSS a uma concentração de 4 x 106 células/ml de modo a que a concentração final de luminol seja de 50 μM. Esta solução está pronta para uso para os grupos (A) e (C). Adicionar 4 x 105 neutrófilos misturados com luminol aos poços com biofilmes opsonizados.
- Num tubo separado, preparar uma solução de luminol 50 μM em HBSS sem neutrófilos e adicioná-la ao biofilme que contém o poço (grupo D).
- Aliquot 350 μL de neutrófilos misturados com luminol e adicionar 12-miristato de forbol 13-acetato (PMA) a uma concentração final de 500 ng/mL à mistura. Para o grupo (B), adicionar 4 x 105 neutrófilos desta mistura em poços sem biofilme. Isso serve como um controle positivo.
NOTA: A concentração de PMA indicada nesta etapa é relativamente alta para garantir uma resposta robusta à explosão, pois os neutrófilos estimulados pelo PMA são um controle positivo. O PMA pode ser usado em uma concentração mais baixa para ativar neutrófilos, dependendo do experimento. - Centrifugar a placa a 270 x g durante 30 s a 4 °C.
- Certifique-se de que o leitor de placas está ajustado para 37 °C, juntamente com a configuração para luminescência e leitura cinética por 60 minutos com intervalos de 3 minutos. Coloque a placa no leitor de placas para medir a produção de ROS por neutrófilos por 60 min.
NOTA: Para este ensaio, os biofilmes foram cultivados em placas brancas utilizadas para ensaios de luminescência. A PMA é um agonista conhecido para a resposta oxidativa à explosão39. Ao realizar estudos envolvendo PMA, certifique-se de que o PMA é adicionado na etapa final, enquanto a solução contendo neutrófilos está fria, uma vez que o PMA inicia imediatamente a resposta de explosão.
5. Interações biofilme-neutrófilo por imagem
- Configure um biofilme usando as etapas 1.2-1.6. Para facilitar a imagem do biofilme, empregar uma cepa fluorescente de S. aureus, como a USA300 expressando proteína fluorescente verde (GFP)40,41, para aumentar a facilidade da microscopia.
NOTA: Uma lâmina de 6 μ canais (ver Tabela de Materiais) foi usada em vez de uma placa de 96 poços para demonstrar o modelo de biofilme in vitro (etapa 1). - Incubar 4 x 106 células/ml de neutrófilos com 100 μM de Corante CMAC Azul (7-amino-4-clorometilcumarina) (BCD, ver Tabela de Materiais) durante 30 min num balancim a 37 °C e 5% de CO2. Certifique-se de que as amostras estão incubadas no escuro e limite a exposição à luz para as etapas restantes.
- Para lavar o excesso de BCD, centrifugar neutrófilos a 270 x g por 5 min e aspirar o sobrenadante. Ressuspender os neutrófilos em HBSS fresco. Neste ponto, adicione homodímero etídio-1 (ver Tabela de Materiais) aos neutrófilos corados com BCD a uma concentração final de 4 μM para monitorar a morte de neutrófilos e bactérias.
- Adicione 150 μL de neutrófilos ao biofilme de S. aureus que foi cultivado em lâminas de μ, de modo que a proporção de neutrófilos/bactérias seja de 1:30 (neutrófilo: bactérias). Incubar as lâminas de μ em câmara umidificada por 30 min. O número de células bacterianas é baseado nas contagens de células obtidas a partir do revestimento de um biofilme de 18 h.
- Fotografe a interação neutrófilo-biofilme usando canais fluorescentes correspondentes aos comprimentos de onda de excitação e emissão dos corantes/proteínas fluorescentes.
NOTA: Para o presente estudo, a BCD é de 353/466 nm, o homodímero etídio-1 é de 528/617 nm e a GFP é de 395/509 nm. Limitar a exposição da amostra ao laser ou à luz para evitar o fotobranqueamento das amostras. - Analise as imagens usando software de análise de imagens de microscopia ou programas como FIJI/ImageJ, COMSTAT2, BiofilmQ e BAIT, entre muitos outros42,43,44,45.
NOTA: Ao trabalhar com manchas, é importante considerar a especificidade dos corantes em uso. Algumas manchas funcionam em células procarióticas e eucarióticas, enquanto outras funcionam apenas em uma. Se neutrófilos e biofilmes forem corados separadamente usando corantes que possam manchar ambos os tipos de células, certifique-se de lavar qualquer corante restante antes de combinar neutrófilos e biofilmes para evitar a coloração cruzada.
Representative Results
Os meios utilizados para o cultivo de biofilmes bacterianos influenciam a sobrevivência dos neutrófilos. Diferentes meios foram testados para reduzir o efeito dos meios isolados sobre a viabilidade dos neutrófilos para o estudo das interações neutrófilo-biofilme (Figura 1). Meios de crescimento bacteriano, como o caldo de soja tríptico, minimizam a viabilidade dos neutrófilos, de modo que ~60% dos neutrófilos estão vivos após um período de incubação de 30 minutos a 37 °C com 5% de CO2. Meios de cultura de células de mamíferos, como o MEMα, não afetam a viabilidade dos neutrófilos e apoiam o crescimento de biofilmes de S. aureus. De fato, o meio mínimo promove o crescimento robusto de biofilmes em outras bactérias46,47.
Para avaliar o efeito do meio sobre o crescimento do biofilme e a variabilidade na quantificação da biomassa de biofilme após a lavagem da biomassa para eliminar células planctônicas, um biofilme de S. aureus de 18 h foi cultivado em uma placa de 96 poços, com poços tratados ou não com poli-L-lisina. Um meio rico em nutrientes (Caldo de Soja Tríptico (TSB)) e mínimo (MEMα) foi utilizado como está ou suplementado com glicose a 2%. A biomassa de biofilme corada com CV revelou que o biofilme de S. aureus cultivado em MEMα suplementado com glicose a 2% produziu o biofilme mais robusto entre todos os meios testados (Figura 2A). Além disso, os biofilmes cultivados em poços pré-tratados com PLL contendo MEMα + 2% de glicose apresentaram menor variabilidade do que os biofilmes em poços não tratados com PLL contendo MEMα + glicose a 2%. Esses biofilmes apresentaram menor variabilidade na quantificação via ensaio CV35 e UFC/mL quando banhados após o manuseio preciso de biofilmes para quantificação de biomassa. Esses biofilmes contiveram, em média, 1 x 108 UFC/mL, como demonstrado pelo revestimento dos biofilmes em 3 dias distintos (Figura 2B). Este número é útil para determinar o número de neutrófilos a serem adicionados aos biofilmes para ensaios de funcionalidade de neutrófilos.
Para medir a produção de ROS por neutrófilos em resposta a biofilmes, os biofilmes de S. aureus foram cultivados estaticamente por 18-20 h em uma placa de 96 poços. Biofilmes foram então opsonizados e neutrófilos foram adicionados. A produção de EROs foi então medida por 60 min (Figura 3A). A área sob a curva é calculada a partir da curva cinética para quantificar a produção total de ROS por neutrófilos. Neutrófilos tratados com um agonista, como o PMA, usado como controle, mostram um aumento na produção de EROs. Na ausência de biofilmes, os neutrófilos tratados com PMA apresentaram produção robusta de EROs. Na presença de biofilme de S. aureus , a produção global de EROs por neutrófilos tratados com PMA diminuiu. Na ausência de PMA, os neutrófilos dependem exclusivamente de sua interação com o biofilme, o que reduz ainda mais a quantidade de EROs produzidas (Figura 3B).
Para visualizar as interações neutrófilo-biofilme usando microscopia de fluorescência, foi utilizada uma cepa de S. aureus que expressa GFP, corante Blue CMAC e homodímero etídio-1, que cora o citoplasma de células vivas e o DNA de células mortas, respectivamente. O biofilme de S. aureus foi cultivado por 18 h em um slide de 6 μ canais. Neutrófilos marcados com corante CMAC azul foram adicionados juntamente com homodímero de etídio-1 aos biofilmes lavados e incubados por 30 min a 37 °C com 5% de CO2 antes da imagem. A microscopia fluorescente de campo amplo revelou que muitos neutrófilos estavam localizados na superfície dos biofilmes de S. aureus, enquanto alguns estão dentro do biofilme (Figura 4A). A interação entre as células de S. aureus dentro dos neutrófilos também foi aparente (Figura 4C). A maioria das células de S. aureus que interagiam com neutrófilos (ciano) estava morta (magenta), enquanto algumas permaneciam vivas (amarelo), conforme determinado pela coloração de mortos-vivos (Figura 4C). Para comparação, os biofilmes de S. aureus que expressam GFP foram corados com homodímero etídio-1, o que revelou uma fração da população morta de S. aureus dentro do biofilme (Figura 4B). Neutrófilos não viáveis que foram positivos para homodímero de etídio-1 foram quantificados usando software de análise (ver Tabela de Materiais) após incubação com biofilmes de S. aureus. Aproximadamente 48% dos neutrófilos já estavam mortos dentro de 30 minutos da incubação com biofilme de S. aureus. Durante a otimização do protocolo de microscopia, avaliou-se também o efeito da lavagem do biofilme e dos neutrófilos após 30 min de incubação para remoção de neutrófilos não aderidos, revelando cerca de 33% de neutrófilos mortos ainda aderidos ao biofilme (Figura 4D).
Figura 1: O ensaio LIVE-DEAD compara a sobrevivência de neutrófilos entre os meios de crescimento bacterianos e mamíferos. Os neutrófilos foram isolados e incubados em HBSS, MEMα, TSB ou SDS a 0,1% por 30 min. A coloração LIVE-DEAD foi realizada usando Calcein AM (vivo) e homodímero etídio-1 (morto). A porcentagem de neutrófilos vivos foi determinada, onde os neutrófilos incubados com HBSS foram tratados como neutrófilos 100% vivos. Os resultados representam uma média de dois experimentos independentes realizados em triplicata, com neutrófilos obtidos de dois doadores diferentes. Os dados são apresentados como DP médio ± (*p < 0,05, ****p < 0,0001. ANOVA unidirecional). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Quantificação da biomassa de biofilme em diferentes condições e contagem de viabilidade bacteriana de biofilmes cultivados nas condições otimizadas. (A) S. aureus foi semeado em uma placa de 96 poços revestida ou não revestida com poli-L-lisina (PLL). Os biofilmes foram cultivados em TSB, MEMα ou qualquer um dos meios suplementados com glicose a 2% em condições estáticas por 18 h. A coloração violeta cristal (CV) foi realizada para corar a biomassa do biofilme. A coloração CV eluída foi diluída à 1:10 e lida em um leitor de microplacas. Os resultados representam uma média de três experimentos independentes realizados em triplicado. Os dados são apresentados como média ± DP. O DP para cada grupo é mostrado na parte inferior para demonstrar a variabilidade das diferentes condições de crescimento do biofilme. (B) As contagens bacterianas de UFC foram obtidas a partir de biofilmes cultivados em meio otimizado (MEMα + glicose a 2%). Os biofilmes estáticos de 18 h foram submetidos ao mesmo número de lavagens seguidas de uma sonicação de 10 min para soltar a biomassa do biofilme e passaram por uma agulha 22G para interromper os agregados antes do revestimento. Os resultados representam três repetições realizadas em triplicata. Os dados são apresentados como média ± DP (ns = não significativo. ANOVA unidirecional). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Quantificação da produção de EROs por neutrófilos via ensaio de quimioluminescência. (A) Os neutrófilos (PMN) foram incubados com biofilmes de S. aureus (BF) lavados com HBSS, seja na presença (triângulo cinza fechado) ou ausência (triângulo invertido cinza aberto) de PMA para medir a produção de ROS por neutrófilos. O luminol foi utilizado para detectar EROs a cada 3 min por 60 min em um leitor de microplacas. Enquanto os neutrófilos tratados com PMA na ausência de um biofilme (círculo preto fechado) serviram como um controle positivo, apenas os grupos neutrófilos (círculo preto aberto) e biofilme apenas (triângulo cinza aberto) serviram como controles negativos. Os dados representam uma média de dois experimentos independentes realizados em triplicado com neutrófilos obtidos de dois doadores diferentes. Os dados são apresentados como média ± DP. (B) A área sob a curva de (A) foi calculada para quantificar as EROs totais geradas pelos neutrófilos. Os dados são representados como média ± DP. (***p < 0,0001. ANOVA unidirecional). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Visualização da interação entre o biofilme de S. aureus e neutrófilos utilizando microscopia de fluorescência de campo amplo. Neutrófilos marcados com corante CMAC azul (ciano) foram suplementados com homodímero-1 de etídio (magenta; morto) antes da incubação com um biofilme de S. aureus de 18 h (amarelo). As interações biofilme-neutrófilo foram fotografadas usando microscopia fluorescente de campo amplo e as imagens processadas usando um software de análise de imagens. Foram realizados experimentos com três doadores diferentes. Imagens representativas são apresentadas como (A) visão 3D do biofilme de S. aureus com neutrófilos vivos (cianos) e mortos (magenta; alguns indicados com setas brancas), (B) visão 3D de um biofilme de S. aureus na ausência de neutrófilos com S. aureus vivo expressando GFP (amarelo) ou S. aureus morto corado com homodímero-1 (magenta), (C) uma visão ortogonal de S. aureus e interação com neutrófilos, conforme representado pelos planos xy, yz e xz, e (D) quantificação da viabilidade dos neutrófilos na presença de biofilme de S. aureus após 30 minutos imediatamente (não lavado) ou após três rodadas de lavagens com HBSS para remover neutrófilos não aderidos (lavados). A morte celular de neutrófilos é apresentada como média ± DP (teste t de Student). A barra de escala indica 50 μm em (A) e (B) e 10 μm em (C). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
Tem havido inúmeros esforços para cultivar biofilmes robustos e reprodutíveis de S. aureus para experimentos a jusante in vitro48,49,50. É delineado um protocolo padronizado que aproveita a natureza catiônica do PLL, bem como a suplementação do meio com glicose para o crescimento de biofilmes robustos de S. aureus in vitro. A adição de PLL permite uma melhor fixação da célula bacteriana carregada negativamente às superfícies revestidas de PLL carregadas positivamente. É importante notar que a LLC em uma concentração de 10 μg/mL tem atividade antimicrobiana contra Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli e S. aureus quando incubada por 24 h51. A mesma concentração é usada para revestir superfícies; no entanto, o excesso de PLL é aspirado, tornando a concentração de PLL inferior a 10 μg/mL ao semear para o crescimento do biofilme.
É importante ressaltar que a LPA tem atuado apenas em meios de crescimento específicos, como o MEMα com glicose a 2%, onde foi observado que S. aureus produziu biofilmes robustos com variabilidade mínima (Figura 2A). A concentração de PLL a ser usada em conjunto com outros tipos de meios exigiria otimização adicional, como o uso de uma concentração aumentada de PLL para revestir os poços. Além disso, essas condições foram otimizadas para um biofilme de S. aureus monoespécie. Embora os biofilmes de feridas crônicas sejam frequentemente polimicrobianos, a padronização de ensaios para estudar o biofilme de monoespécies e suas interações com neutrófilos e outras células imunes é fundamental para entender sua contribuição para a patogênese52. Esses protocolos padronizados podem ser otimizados ainda mais para sustentar e estudar biofilmes polimicrobianos e suas interações com neutrófilos.
Observou-se também que meios de cultura bacteriana ricos, como o TSB, levaram à perda da viabilidade dos neutrófilos (Figura 1). Portanto, as condições de crescimento dos biofilmes de S. aureus em MEMα, utilizados para culturas de células de mamíferos, foram otimizadas. Para estudos envolvendo neutrófilos, este meio suporta a viabilidade dos neutrófilos e promove o crescimento de S. aureus. Embora tenha sido observado que a mídia afeta a viabilidade dos neutrófilos, também é importante considerar que os neutrófilos isolados do sangue humano periférico sofrem apoptose ex vivo com aproximadamente 70% de neutrófilos apoptóticos até 20 h53. Isso requer manuseio adequado, como armazenar os neutrófilos no gelo ao se preparar para experimentos, usar reagentes livres de endotoxinas e prevenir a ativação de neutrófilos, evitando o vórtice de amostras com neutrófilos.
A avaliação da explosão oxidativa em neutrófilos é realizada rotineiramente para determinar o efeito de morte dos neutrófilos sobre o patógeno14,54,55. Esses estudos são frequentemente realizados com bactérias planctônicas, onde os neutrófilos são adicionados, e a resposta de explosão oxidativa é quantificada usando quimioluminescência amplificada por luminol que detecta ânions superóxido produzidos por neutrófilos. O presente protocolo é modificado pela substituição de bactérias planctônicas por biofilme de S. aureus de 18 h cultivado estaticamente. Como tal, os neutrófilos podem ser adicionados diretamente ao biofilme para avaliar sua ativação. Por outro lado, bactérias em biofilmes produzem enzimas, como catalase e superóxido dismutase para desintoxicar ROS23,56. Os biofilmes de Staphylococcus epidermidis produzem maior catalase do que sua contraparte planctônica sob estresse57. A quimioluminescência total de neutrófilos estimulados por PMA em um biofilme de S. aureus é significativamente menor do que a dos neutrófilos estimulados por PMA, onde o biofilme está ausente (Figura 2). Isso pode ser devido à atividade dessas enzimas desintoxicantes. Além disso, os biofilmes de S. aureus produzem várias toxinas formadoras de poros chamadas leucocidinas que matam os neutrófilos58. A resposta reduzida à explosão também é provavelmente devido à viabilidade reduzida de neutrófilos na presença de biofilme de S. aureus. Embora este estudo utilize luminol que detecta as EROs totais produzidas dentro e fora das células, outros reagentes, como o CM-H 2 DCFDA (5-(e-6)-clorometil-2'7'-diacetato de diclorodihidrofluoresceína) ou o isoluminol, precisam ser considerados se o objetivo do trabalho é estudar a produção de ERO intracelular ou extracelular14,53,54 especificamente.
A capacidade de visualizar interações neutrófilo-biofilme via microscopia pode ser informativa sobre o comportamento de neutrófilos e biofilmes na presença um do outro. Os espectros de excitação e emissão dos corantes e proteínas fluorescentes representam um instantâneo da interação entre um biofilme de S. aureus de 18 h e neutrófilos após uma incubação de 30 minutos. Para capturar efetivamente os sinais das células coradas, é importante limitar a exposição das amostras a fontes de luz ao configurar as amostras para microscopia. Durante a imagem, o fotobranqueamento rápido das amostras foi evitado, diminuindo a intensidade da fonte de luz ao ajustar todos os parâmetros, como a altura da pilha Z e o tempo de exposição para diferentes canais.
Essas práticas simples permitiram a microscopia adequada, onde foi observado que poucos neutrófilos estão localizados dentro do biofilme (Figura 4A). Isso pode ser devido aos espaços presentes no biofilme, pois o biofilme de 18 h de S. aureus cultivado em MEMα com glicose a 2% não cobre uniformemente a superfície (Figura 4B). No entanto, o uso de meios ricos por outros estudos mostrou um gramado uniforme de crescimento de biofilme de S. aureus e leucócitos penetrando através do biofilme30,58. Além disso, observa-se também que houve morte celular de neutrófilos após 30 min de incubação com biofilmes de S. aureus devido a leucocidinas produzidas por biofilme de S. aureus que lisam neutrófilos58 (Figura 4A,D). A adição de uma etapa de lavagem para remoção de neutrófilos não aderidos após incubá-los com biofilme por 30 min removeu ~15% dos neutrófilos mortos do sistema em comparação com o grupo não lavado, no qual a microscopia foi realizada imediatamente após 30 min de incubação (Figura 4D). Neutrófilos interagindo com S. aureus também foram observados (Figura 4C). Mais experimentos são necessários para avaliar se o S. aureus é engolido por neutrófilos ou ligado à superfície celular dos neutrófilos54. A imagem de neutrófilos e biofilmes é o primeiro passo para avaliar várias funcionalidades de neutrófilos a jusante, como fagocitose e NETosis54,59. O efeito dos neutrófilos sobre os biofilmes também pode ser avaliado quantificando a biomassa do biofilme, as mudanças estruturais do biofilme e a viabilidade do biofilme, entre muitas outras, utilizando ferramentas de análise de imagens listadas na etapa 5.6. Por último, existe uma variabilidade doador-doador nos neutrófilos; assim, recomenda-se que pelo menos três doadores diferentes sejam utilizados para estudos envolvendo neutrófilos.
No geral, ensaios in vitro padronizados foram combinados para avaliar as interações entre neutrófilos e biofilmes. Embora esses ensaios utilizem S. aureus, os protocolos descritos podem ser facilmente adaptados para estudar outros patógenos. Embora existam vários modelos in vivo para estudar as interações hospedeiro-patógeno, eles podem ser caros e trabalhosos, especialmente se as condições não forem otimizadas. Trabalhar com ensaios in vitro padronizados permite otimizar as condições experimentais e confirmar as observações antes de passar para um sistema in vivo. Finalmente, vários modelos de infecção animal têm sido usados para estudar as interações biofilme-neutrófilo in vivo. No entanto, é importante considerar as diferenças imunológicas entre humanos e modelos animais60,61,62,63. Isso requer o uso de neutrófilos derivados de humanos para estudar essas complexas interações hospedeiro-patógeno.
Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Alergia e Doenças Infecciosas (R01AI077628) para DJW e um Prêmio de Desenvolvimento de Carreira da American Heart Association (19CDA34630005) para ESG. Agradecemos ao Dr. Paul Stoodley por nos fornecer a cepa USA 300 LAC GFP. Além disso, reconhecemos os recursos do Campus Microscopy and Imaging Facility (CMIF) e do OSU Comprehensive Cancer Center (OSUCCC) Microscopy Shared Resource (MSR), da Ohio State University. Também agradecemos a Amelia Staats, Peter Burback e Lisa Coleman, do laboratório Stoodley, pela realização de coletas de sangue.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride irrigation, USP | Baxter | 2F7124 | Endotoxin-free; Used for isolation of neutrophils |
| 150 mL rapid-flow filter unit | Thermo Scientific | 565-0020 | |
| 200 proof ethanol | VWR | 89125-188 | |
| 3 mL syringe | BD | 309657 | Used for blood draw |
| 50 mL conical centrifuge tubes | Thermo Scientific | 339652 | |
| 60 mL syringe | BD | 309653 | Used for blood draw |
| Agar | Fisher Bioreagents | BP1423-2 | |
| Alcohol swab | BD | Used for blood draw | |
| Band-aids | Used for blood draw | ||
| BD Bacto Tryptic Soy Broth | BD | DF0370-07-5 | Combine with 1.5% agar to make Tryptic Soy Agar |
| Cell counter | Bal Saupply | 202C | |
| CellTracker blue CMCH | Invitrogen | C2111 | Blue CMAC Dye (BCD) |
| Clear bottom 96-well flat bottom polystyrene plates | Costar | 3370 | |
| Cotton gauze | Fisherbrand | 13-761-52 | Used for blood draw |
| Crystal violet | Acros Organic | 40583-0250 | |
| Culture tubes | Fisherbrand | 14-961-27 | Borosilicate Glass 13 x 100 mm |
| D-(+)-glucose | Sigma | G-8270 | |
| Dextran from Leuconostoc spp. | Sigma | 31392-250G | Used for isolation of neutrophils |
| Dulbecco's phosphate buffered saline (DPBS) 1x | Gibco | 14190-144 | |
| Ethidium homodimer-1 | Invitrogen | L3224 B | |
| Ficoll-Paque plus | Cytiva | 17144003 | Used for isolation of neutrophils (density gradient medium) |
| Hanks' balanced salt solution (HBSS) 1x | Corning cellgro | 21-022-CV | without calcium, magnesium, and phenol red |
| Hemacytometer | Bright Line | ||
| Heparin | Novaplus | NDC 63323-540-57 | 1000 USP units/mL, Used for blood draw |
| IMARIS 9.8 | Oxford Instruments | Microscopy image analysis software | |
| Luminol | Sigma | A8511-5G | |
| Minimal essential media (MEM) Alpha 1x | Gibco | 41061-029 | |
| Needle (23 G1) | BD | 305145 | Used for blood draw |
| Nikon Eclipse Ti2 | Nikon | ||
| NIS-Elements | Nikon | Quantification of dead neutrophils | |
| Normal human serum | Complement Technology | NHS | |
| Petri Dish (100 x 15 mm) | VWR | 25384-342 | |
| Phorbol 12-myristate 13-acetate | |||
| Poly-L-lysine solution | Sigma | P4707-50ML | |
| Sodium chloride | Fisher Bioreagents | BP358-10 | Used for neutrophil isolation |
| SoftMax Pro Software | Molecular Devices | Microplate reader software used for data acquisition | |
| SpectraMax i3x | Molecular Devices | Microplate reader | |
| Sterile water for irrigation, USP | Baxter | 2F7114 | Endotoxin-free; Used for neutrophil isolation |
| Surflo winged infusion set | Terumo | SC*19BLK | 19 G x 3/4", used for blood draw |
| Trypan blue stain (0.4%) | Gibco | 15250-061 | |
| Turnicate | Used for blood draw | ||
| UltraPure distilled water | Invitrogen | 10977015 | |
| White opaque 96-well plates | Falcon | 353296 | Tissue culture treated and flat bottom plate |
| μ-Slide VI 0.4 | Ibidi | 80601 | μ-channel slide |
References
- Donlan, R. M. Biofilms: microbial life on surfaces. Emerging Infectious Diseases. 8 (9), 881-890 (2002).
- Alhede, M., et al. Phenotypes of non-attached Pseudomonas aeruginosa aggregates resemble surface attached biofilm. PLoS One. 6 (11), 27943 (2011).
- Hall-Stoodley, L., Costerton, J. W., Stoodley, P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nature Reviews: Microbiology. 2 (2), 95-108 (2004).
- Donlan, R. M., Costerton, J. W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clinical Microbiology Reviews. 15 (2), 167-193 (2002).
- Schilcher, K., Horswill, A. R. Staphylococcal biofilm development: structure, regulation, and treatment strategies. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 84 (3), 0002 (2020).
- Kaplan, J. B. Biofilm dispersal: mechanisms, clinical implications, and potential therapeutic uses. Journal of Dental Research. 89 (3), 205-218 (2010).
- Otto, M.
- Moormeier, D. E., Bayles, K. W. Staphylococcus aureus biofilm: a complex developmental organism. Molecular Microbiology. 104 (3), 365-376 (2017).
- Gross, M., Cramton, S. E., Gotz, F., Peschel, A. Key role of teichoic acid net charge in Staphylococcus aureus colonization of artificial surfaces. Infection and Immunity. 69 (5), 3423-3426 (2001).
- Zheng, Y., He, L., Asiamah, T. K., Otto, M. Colonization of medical devices by staphylococci. Environmental Microbiology. 20 (9), 3141-3153 (2018).
- Donlan, R. M.
- Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nature Reviews Immunology. 13 (3), 159-175 (2013).
- Amulic, B., Cazalet, C., Hayes, G. L., Metzler, K. D., Zychlinsky, A. Neutrophil function: from mechanisms to disease. Annual Review of Immunology. 30, 459-489 (2012).
- Chen, Y., Junger, W. G.
- van Kessel, K. P., Bestebroer, J., van Strijp, J. A.
- Nguyen, G. T., Green, E. R., Mecsas, J. Neutrophils to the ROScue: Mechanisms of NADPH oxidase activation and bacterial resistance. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 373 (2017).
- Saini, R., Singh, S. Inducible nitric oxide synthase: An asset to neutrophils. Journal of Leukocyte Biology. 105 (1), 49-61 (2019).
- Imlay, J. A. The molecular mechanisms and physiological consequences of oxidative stress: lessons from a model bacterium. Nature Reviews Microbiology. 11 (7), 443-454 (2013).
- Segal, A. W. The function of the NADPH oxidase of phagocytes and its relationship to other NOXs in plants, invertebrates, and mammals. The International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 40 (4), 604-618 (2008).
- Fang, F. C. Antimicrobial reactive oxygen and nitrogen species: concepts and controversies. Nature Reviews Microbiology. 2 (10), 820-832 (2004).
- Bogdan, C. Nitric oxide and the immune response. Nature Immunology. 2 (10), 907-916 (2001).
- Chua, S. L., et al. Reactive oxygen species drive evolution of pro-biofilm variants in pathogens by modulating cyclic-di-GMP levels. Open Biology. 6 (11), 160162 (2016).
- El Haj, C., Lichtenberg, M., Nielsen, K. L., Bjarnsholt, T., Jensen, P. O. Catalase protects biofilm of Staphylococcus aureus against daptomycin activity. Antibiotics. 10 (5), 511 (2021).
- Ghimire, N., et al. Direct microscopic observation of human neutrophil-Staphylococcus aureus interaction in vitro suggests a potential mechanism for initiation of biofilm infection on an implanted medical device. Infection and Immunity. 87 (12), 00745 (2019).
- Bhattacharya, M., et al. Leukocidins and the nuclease nuc prevent neutrophil-mediated killing of Staphylococcus aureus biofilms. Infection and Immunity. 88 (10), 00372 (2020).
- Bogachev, M. I., et al. Fast and simple tool for the quantification of biofilm-embedded cells sub-populations from fluorescent microscopic images. PLoS One. 13 (5), 0193267 (2018).
- Kerstens, M., et al. A flow cytometric approach to quantify biofilms. Folia Microbiologica. 60 (4), 335-342 (2015).
- Meyle, E., et al. Destruction of bacterial biofilms by polymorphonuclear neutrophils: relative contribution of phagocytosis, DNA release, and degranulation. The International Journal of Artificial Organs. 33 (9), 608-620 (2010).
- Oveisi, M., et al. Novel assay to characterize neutrophil responses to oral biofilms. Infection and Immunity. 87 (2), 00790 (2019).
- Leid, J. G., Shirtliff, M. E., Costerton, J. W., Stoodley, P. Human leukocytes adhere to, penetrate, and respond to Staphylococcus aureus biofilms. Infection and Immunity. 70 (11), 6339-6345 (2002).
- Fey, P. D., et al. A genetic resource for rapid and comprehensive phenotype screening of nonessential Staphylococcus aureus genes. mBio. 4 (1), 00537 (2013).
- Cody, W. L., et al. Skim milk enhances the preservation of thawed -80 degrees C bacterial stocks. Journal of Microbiological Methods. 75 (1), 135-138 (2008).
- Sanders, E. R. Aseptic laboratory techniques: plating methods. Journal of Visualized Experiments. 63, 3064 (2012).
- Freitas, M., Porto, G., Lima, J. L., Fernandes, E. Optimization of experimental settings for the analysis of human neutrophils oxidative burst in vitro. Talanta. 78 (4-5), 1476-1483 (2009).
- Merritt, J. H., Kadouri, D. E., O'Toole, G. A. Growing and analyzing static biofilms. Current Protocols in Microbiology. , Chapter 1 Unit 1B 1 (2005).
- Nauseef, W. M. Isolation of human neutrophils from venous blood. Methods in Molecular Biology. 412, 15-20 (2007).
- Zhou, L., et al. Impact of human granulocyte and monocyte isolation procedures on functional studies. Clinical and Vaccine Immunology. 19 (7), 1065-1074 (2012).
- Quach, A., Ferrante, A. The application of dextran sedimentation as an initial step in neutrophil purification promotes their stimulation, due to the presence of monocytes. Journal of Immunology Research. 2017, 1254792 (2017).
- Karlsson, A., Nixon, J. B., McPhail, L. C. Phorbol myristate acetate induces neutrophil NADPH-oxidase activity by two separate signal transduction pathways: dependent or independent of phosphatidylinositol 3-kinase. Journal of Leukocyte Biology. 67 (3), 396-404 (2000).
- Staats, A., et al. Rapid aggregation of Staphylococcus aureus in synovial fluid is influenced by synovial fluid concentration, viscosity, and fluid dynamics, with evidence of polymer bridging. mBio. , 0023622 (2022).
- Chiu, I. M., et al. Bacteria activate sensory neurons that modulate pain and inflammation. Nature. 501 (7465), 52-57 (2013).
- Hartig, S. M. Basic image analysis and manipulation in ImageJ. Current Protocols in Molecular Biology. 102 (1), 14-15 (2013).
- Heydorn, A., et al. Quantification of biofilm structures by the novel computer program COMSTAT. Microbiology. 146 (10), 2395-2407 (2000).
- Hartmann, R., et al. Quantitative image analysis of microbial communities with BiofilmQ. Nature Microbiology. 6 (2), 151-156 (2021).
- Luo, T. L., et al. Introducing BAIT (Biofilm Architecture Inference Tool): a software program to evaluate the architecture of oral multi-species biofilms. Microbiology. 165 (5), 527-537 (2019).
- Naves, P., et al. Measurement of biofilm formation by clinical isolates of Escherichia coli is method-dependent. Journal of Applied Microbiology. 105 (2), 585-590 (2008).
- Eze, E. C., El Zowalaty, M. E. Combined effects of low incubation temperature, minimal growth medium, and low hydrodynamics optimize Acinetobacter baumannii biofilm formation. Infection and Drug Resistance. 12, 3523-3536 (2019).
- Harris, L. G., Tosatti, S., Wieland, M., Textor, M., Richards, R. G. Staphylococcus aureus adhesion to titanium oxide surfaces coated with non-functionalized and peptide-functionalized poly(L-lysine)-grafted-poly(ethylene glycol) copolymers. Biomaterials. 25 (18), 4135-4148 (2004).
- Miao, J., et al. Biofilm formation of Staphylococcus aureus under food heat processing conditions: first report on cml production within biofilm. Scientific Reports. 9 (1), 1312 (2019).
- Lade, H., et al. Biofilm formation by Staphylococcus aureus clinical isolates is differentially affected by glucose and sodium chloride supplemented culture media. Journal of Clinical Medicine. 8 (11), 1853 (2019).
- Guzel Kaya, G., et al. Antibacterial activity of linezolid against gram-negative bacteria: utilization of epsilon-Poly-l-Lysine capped silica xerogel as an activating carrier. Pharmaceutics. 12 (11), 1126 (2020).
- Clinton, A., Carter, T. Chronic wound biofilms: pathogenesis and potential therapies. Laboratory Medicine. 46 (4), 277-284 (2015).
- Scheel-Toellner, D., et al. Reactive oxygen species limit neutrophil life span by activating death receptor signaling. Blood. 104 (8), 2557-2564 (2004).
- Pestrak, M. J., et al. Pseudomonas aeruginosa rugose small-colony variants evade host clearance, are hyper-inflammatory, and persist in multiple host environments. PLoS Pathogens. 14 (2), 1006842 (2018).
- Guerra, F. E., et al. Staphylococcus aureus SaeR/S-regulated factors reduce human neutrophil reactive oxygen species production. Journal of Leukocyte Biology. 100 (5), 1005-1010 (2016).
- Suo, Y., Huang, Y., Liu, Y., Shi, C., Shi, X. The expression of superoxide dismutase (SOD) and a putative ABC transporter permease is inversely correlated during biofilm formation in Listeria monocytogenes 4b G. PLoS One. 7 (10), 48467 (2012).
- Olwal, C. O., Ang'ienda, P. O., Ochiel, D. O. Alternative sigma factor B (sigma(B)) and catalase enzyme contribute to Staphylococcus epidermidis biofilm's tolerance against physico-chemical disinfection. Scientific Reports. 9 (1), 5355 (2019).
- Bhattacharya, M., et al. Staphylococcus aureus biofilms release leukocidins to elicit extracellular trap formation and evade neutrophil-mediated killing. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 7416-7421 (2018).
- Masuda, S., et al. NETosis markers: Quest for specific, objective, and quantitative markers. Clinica Chimica Acta. 459, 89-93 (2016).
- Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant related spine infection. Journal of Orthopaedic Research. 35 (1), 193-199 (2017).
- Pletzer, D., Mansour, S. C., Wuerth, K., Rahanjam, N., Hancock, R. E. New mouse model for chronic infections by gram-negative bacteria enabling the study of anti-infective efficacy and host-microbe interactions. mBio. 8 (1), 00140 (2017).
- Davis, M. M. A prescription for human immunology. Immunity. 29 (6), 835-838 (2008).
- Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. The Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
