Summary
마우스에서 요통 모델의 간단하고 신속한 유도를 위한 방법은 요로 플라스미노겐 활성제의 인대 내 주입을 사용하여 여기에서 제공됩니다.
Abstract
지속되는 허리 통증의 모델은 본원에 기술된 간단한 방법론으로 마우스에서 유도될 수 있다. 인간과 다른 동물에 존재하는 세린 프로테아제인 우로키나아제-유형 플라스미노겐 활성제(urokinase)의 주사를 사용하여 마우스에서 지속되는 요통 모델의 간단하고 신속한 유도를 위한 단계별 방법이 여기에 제공됩니다. 마우스에서 지속적인 허리 통증을 유도하는 방법은 요추의 인대 삽입 부위를 따라 우로키나아제를 간단히 주입하는 것입니다. 우로키나아제 염증제는 플라스미노겐을 플라스민으로 활성화시킵니다. 일반적으로 모델은 10분 이내에 유도될 수 있으며 과민증은 최소 8주 동안 지속됩니다.
과민성, 보행 장애 및 기타 표준 불안 및 우울증과 유사한 척도를 지속 모델에서 테스트할 수 있습니다. 허리 통증은 가장 흔한 유형의 통증입니다. 요통에 대한 인식을 개선하기 위해 국제통증연구협회(IASP)는 2021년을 "요통에 관한 글로벌 해"로, 2022년을 "통증 지식을 실무로 번역하는 글로벌 해"로 지정했습니다. 통증 치료제의 치료 발전에 대한 한 가지 한계는 지속성 및 만성 통증을 테스트하는 데 적합한 모델이 없다는 것입니다. 이 모델의 특징은 요통 및 그 부수적 특성의 감소를 목표로 하는 잠재적인 치료법을 테스트하는 데 적합하며, IASP가 2022년을 통증 지식을 실무로 번역하는 글로벌 연도로 지정하는 데 기여했습니다.
Introduction
요통은 전 세계적으로 5명 중 1명이 앓고 있는 가장 흔한 장애 원인중 하나입니다 1. 이러한 노력에도 불구하고, 통증 분야의 동물 연구, 특히 생쥐를 대상으로 한 동물 연구에서 널리 사용되는 신뢰할 수 있는 요통 동물 모델은 거의 없습니다. 이전 모델에서는 요추 후관절 2,3에 요로 플라스미노겐 활성제(uPA)를 주입하거나, 몸통 근육계에 신경 성장 인자(NGF)를 주입하거나4 요오드아세트산나트륨(MIA)5 또는 인터루킨-1베타6를 주입하여 유발하는 만성 요통(CBP)을 유도하기 위해 쥐를 거의 독점적으로 사용했다 추간판 주사. 물론, 쥐는 주로 더 큰 크기와 염증제 주입에 대한 접근 용이성 때문에 이러한 모델에 선호됩니다.
분명한 것은수년 동안 사용된 추간판 변성의 SPARC-null 마우스 모델과 같은 요통 마우스 모델이 존재하지만7 주사 기반 모델보다 확립하는 데 더 많은 비용과 시간이 소요된다는 것입니다. 최근 쥐 연구에서는 수직 만성 억제 스트레스와 함께 요근에 NGF 주입을 결합하여 요통 모델을 확립했다8. 다음 프로토콜에서는 마우스2에 대해 쥐의 uPA 유도 CBP 모델을 적용했습니다. 과민증은 1주일 이내에 확립되어 최대 6-8주까지 지속됩니다. 또한 쥐가 불안 및 우울증과 유사한 행동을 발달시킨다는 것을 확인했습니다. 요통의 유병률과 분자 통증 연구에서 마우스의 더 일반적인 사용을 감안할 때, 이 내구성 모델은 요통 완화를 위한 새로운 치료 전략 개발에 사용하기 위해 쉽게 확립됩니다.
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Protocol
설명된 모든 동물 시술은 NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals를 준수합니다. 연구는 뉴멕시코 대학교 보건 과학 센터의 지역 기관 관리 및 사용 위원회(IACUC #23-201364-HSC)의 승인을 받았습니다. 모든 연구는 파트 III에 설명된 바와 같이 연구에 동물을 사용하는 것에 대한 OLAW 준수 보증(A3002-01)의 후원 하에 정책을 준수합니다. II. 보증 및 인증. 동물은 실험실 직원과 실험실 및 동물 자원부(DLAR) 직원이 관리하는 동물 자원 센터(ARC) 수용 시설에 수용됩니다. 안락사 방법(100μL의 59mg/mL 펜토바르비탈 주사)은 빠르고 신뢰할 수 있으며 추가 연구를 위해 다양한 조직을 해부하고 수집할 수 있습니다.
1. 동물
- 집 성충 (~ 3-4 주) 수컷 및 암컷 BALB / c 마우스 (20-25g)를 역 12 시간 : 12 시간 빛 : 어두움주기로 사용하여 어둠 속에서 활동하는 시간은 실험실 작업 시간 동안 발생합니다.
알림: 설치류는 자연적으로 야행성 동물이기 때문에 동물의 자연 활동 시간 동안 모든 매개변수를 평가할 수 있습니다. 이것은 생체 시계의 변화의 기여를 줄여 동물들이 현재 낮인 활동 시간 동안 실험될 수 있도록 합니다. - 하루에 두 번 동물을 모니터링하십시오.
- 통증 관련 행동에 대한 약물 효과를 평가하는 경우 표준 설치류 차우(과민성을 변경하는 것으로 알려짐)에 비해 콩 단백질 함량이 낮은 일반 마우스 브리더차우에서 마우스를 유지합니다.
- 건강한 체중 증가를 유지하기 위해 일주일에 한 번 동물의 무게를 잰다.
참고: 8-10주 연구 기간 동안 체중 그룹 차이는 관찰되지 않았으며, 이는 연구 눈가림을 허용했습니다.
2. 모델 유도
- 마우스를 제자리에 고정하기 위해 안정화 장치를 부착하는 수단이 있는 따뜻하고 멸균된 평평한 표면에서 모델 유도를 수행합니다(그림 1A). 멸균된 표면에서 해부 현미경으로 수술을 수행합니다.
알림: 마취 포획을 사용할 수 없는 경우 화학 등급 흄 후드를 사용하십시오. - 재료 표에서 권장하는 베이스 플레이트를 사용하는 경우 플레이트의 늑골이 있는 가장자리에 연결된 끈 끝에 고무 밴드가 매듭이 있는 수술용 실크 또는 실을 구속으로 사용하십시오.
- 주입 직후 마우스를 스테이션으로 옮기기 위해 수술 설정에 인접한 표면에 가열 패드 회수 스테이션을 놓습니다(그림 1B).
알림: 케이지가 쾌적한 온도(10°C)까지 가열될 수 있도록 주입 최소 10분 전에 가열 패드에 빈 하우징 케이지를 놓습니다. 케이지를 패드에서 반쯤 떨어뜨려 깨어 있는 쥐가 회복 온도를 선호할 수 있도록 합니다. - 우로키나아제를 멸균수에 희석하여 준비한다. 알코올로 해밀턴 주사기를 세척하고 멸균수로 헹굽니다. 마우스가 가능한 한 짧은 시간 동안 마취 상태에 있도록 미리 용액을 작성하십시오. 모델에 5μL의 2mg/mL 요로 플라스미노겐 활성제를 사용합니다. 샴의 경우 5μL의 멸균 식염수를 사용하십시오.
- 이 짧은 시술을 위해 이소플루란 마취 스테이션을 4% 이하로 설정합니다. 마우스를 유도 챔버에 놓습니다. 일반적으로 마우스의 빠른 호흡 속도는 1-2분 이내에 느려져 가슴 위쪽 움직임에서 아래쪽 가슴 운동으로 이동합니다.
- 1.5L/min의 산소 수준과 활성탄 F 캐니스터를 사용하거나 생물학적 흐름 또는 머리 위 대피 후드 아래에서 작업하여 동물 외과 의사에게 노출되지 않도록 이소플루란을 문지릅니다. 사용할 수 없는 경우 화학 안전 후드에서 절차를 수행하십시오.
- 37°C 워밍 패드에서 마우스와 마취 흐름을 수술 부위로 빠르게 전환하고 마우스의 코를 노즈콘에 넣어 마취 수준을 유지합니다(그림 1C,D). 마우스가 발가락을 꼬집고 베이스 플레이트에 마우스를 고정하기 위해 반사적으로 움직이지 않는지 확인하십시오.
알림: 움직임이 있으면 마우스를 유도 챔버에 다시 넣고 이 작업을 반복합니다. - 알코올 면봉으로 뒷 피부 부위를 청소하십시오. 필요에 따라 LED 조명을 조정하여 마취된 쥐의 등을 선명하게 볼 수 있습니다.
알림: 필요한 경우 전기 면도기를 사용하여 마우스 등의 털을 제거하여 피부 아래 척추 융기가 방해받지 않도록 합니다. 실험용 쥐를 면도한 경우 연구 실명을 위해 순진하고 가짜 쥐의 등도 면도하십시오. - 완전히 마취하고 고정한 상태에서 마우스를 주입합니다(교정 반사 및 발가락 꼬집기 철회 없음). 두 손가락을 사용하여 쥐의 흉곽 바닥과 척추가 만나는 부분을 부드럽게 만져봅니다(그림 2A). 그 지점 아래에는 목재 척추 세그먼트가 있습니다. 여기 L2-L3에 주사를 조준하십시오.
- Hamilton 주사기의 끝을 척추 옆에 놓습니다(그림 2B,C). 주사기를 뼈에 바로 인접한 척추 간 인대에 ~45° 각도로 조준합니다.
알림: 마우스 피부의 인성에 따라 때로는 활성 압력과 90° 각도 대신 중력에 의존하는 것이 더 잘 작동할 수 있습니다. - 바늘 끝을 척추 간 인대에 부드럽지만 단단히 삽입합니다(그림 3B,C).
참고: 목표는 복강을 뚫는 것이 아니라 인대를 주입하는 것입니다. - 바늘의 내용물을 천천히 비우십시오. 어느 지점에서든 끝에 액체가 있으면 바늘이 피부를 통과하지 않은 것입니다. 5μL가 모두 주입될 때까지 계속합니다.
- 주사로 인한 역류를 방지하기 위해 바늘을 ~5초 동안 제자리에 고정합니다. 말기 또는 급성 파일럿 시험에서 청색 염료를 사용하는 것이 좋습니다.
알림: 올바르게 수행되면 그림과 같이 액체가 인대로 퍼져야 합니다(그림 3A). - 바늘을 부드럽고 천천히 제거하십시오. 혈액이나 분비물이 없는지 확인하십시오.
- 마우스를 홈 케이지로 되돌리기 전에 깨어나 움직일 수 있을 때까지 케이지 상단이 있는 열 회수 스테이션에 마우스를 놓습니다.
알림: 절차가 빠르게 수행되었다고 가정하면 마우스가 깨어나기까지 1분 이상 걸리지 않아야 합니다. - 수술 후 1시간 동안 쥐를 확인하여 예방 조치로 모든 정상적인 운동 기능이 계속되는지 확인하십시오.
알림: 올바르게 수행되면 이 절차로 인한 합병증이 없어야 합니다. - 체중 평가 및 주사 부위 검사를 포함하여 수술 후 일주일 동안 매일 쥐를 확인하여 감염이나 합병증이 발생하지 않았는지 확인합니다. 체중 감소 및 무기력과 같은 행동 변화가 있는 경우 추가 실험을 위해 마우스를 사용하지 마십시오.
그림 1: 우로키나아제 CBP 유도를 위한 설정. (A) 마우스 수술에 권장되는 Fine Science Tools 베이스 플레이트. 늑골이 있는 가장자리에는 마우스를 제자리에 고정하기 위해 고리 끈이 있을 수 있습니다. (B) 복구 스테이션. 빈 하우징 케이지를 사용하는 것이 좋으며, 절반은 가열 패드에, 절반은 분리하는 것이 좋습니다. 마우스가 편안하게 쉴 수 있도록 바닥에 깨끗한 천을 깔았습니다. (C) 마취 기계 설정 권장 사항. 2채널 전달 시스템을 사용하여 하나의 호스를 유도 챔버에 설치하고 다른 호스를 수술 스테이션에 설정합니다. (D) 마우스 구속 장치의 모습. 두 개의 끈을 베이스 플레이트의 늑골이 있는 가장자리에 매듭을 지은 다음 각각 마우스의 목과 뒤쪽을 가로질러 부드럽게 당깁니다. 정상적으로 숨을 쉴 수 있도록 마우스를 너무 세게 조이지 마십시오. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: CBP의 우로키나아제 주입 유도. (A) 주입 부위 배치의 모습. 그림과 같이 손가락으로 만져보고 L4-L5의 기준점을 찾기 위해 마우스 흉곽 바닥을 찾습니다. (B) 적절한 주입을 위한 각도를 보여주는 주입 공정의 모습. (C) 여기서는 45° 각도가 바람직하지만 바늘이 필요한 위치에 도달하도록 필요에 따라 조정합니다. 필요한 경우 더 나은 시각화를 위해 주사 부위를 면도하십시오. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 주입 부위의 다이어그램. (A) 주사 부위의 위치 사진. 잉크는 액체가 L2와 L3 척추 사이의 척추 간 인대에 들어갈 위치를 나타내는 데 사용됩니다. (B) 바늘의 올바른 위치와 주입 부위의 위치를 측면에서 본 다이어그램. (C) 척추뼈의 하향식 보기와 척추 인대 간 인대의 주입 부위를 보여주는 그림. 주사는 일반적으로 척추 옆의 척추 인대에 이루어지지만 바늘은 척추 사이와 횡단 척추 사이의 공간에도 삽입할 수 있습니다. 파일럿 시험에서 파란색 염료를 사용하는 것은 (A)와 같이 권장됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
3. 행동 분석
- von Frey 기계적 반사 응답 임계값 테스트
알림: 기계적 인출 임계값은 ~50g 증가로 직경이 등급이 매겨진 일련의 8개의 von Frey 모노필라멘트로 0.2%의 시간 동안 응답을 유도하는 데 필요한 최소 힘으로, 기계적 힘의 로그 단계 변화를 제공합니다(재료 표).- 요천골 신경의 신경 분포 영역인 뒷발에 적용된 von Frey 섬유로 기계적 자극을 테스트합니다. 수술 전에 기준선 발 철수 값을 결정하십시오. 수술 후 만성 실험 중에 일주일에 한 번 기계적 역치를 결정하십시오.
- 동물을 사육실에서 옮기고 실험 전에 집 케이지에서 30분 동안 실험실에 적응시킵니다. 거기에서 동물을 움직여 활동 수준에 따라 15-20분 동안 스크린이 있는 테스트 테이블의 작고 투명한 칸막이에 개별적으로 구속합니다.
알림: 실험은 쥐가 휴식 자세에 정착하고 챔버에서 회전하거나 움직이지 않은 후에 시작할 수 있습니다. 구속 큐비클에 적응하면 응력 유발 효과가 최소화됩니다. 마우스가 역광 주기로 유지된 경우 적색광 조건에서 테스트를 수행해야 합니다. - 아래 및 Chaplan et al.9에 설명된 대로 등급이 매겨진 일련의 von Frey 섬유를 사용하여 테스트를 진행합니다.
- 구부릴 때 0.4g 의 힘을 끌어내는 3.61 von Frey 필라멘트를 사용하여 각 동물의 일관된 지점에서 발판을 조사합니다(재료 표). 1.0g 의 힘을 끌어내는 4.08 von Frey 필라멘트로 자극을 가합니다.
참고: 이 섬유질 중 어느 것도 순진하고 순응적인 동물에서 반응을 유도하지 않습니다. - 각 필라멘트를 발 패드에 수직으로 >5초 간격으로 5회 바르되 접힌 부분/틈새나 머리카락을 만지지 않도록 주의합니다. 긍정적인 반응은 5가지 자극 중 3가지에 발을 빼는 것입니다. 동물이 기계적 자극에 반응하지 않을 때까지 시리즈에서 다음으로 약한 필라멘트를 적용하십시오. 이 시점에서 다음으로 높은 필라멘트를 사용하십시오. 반응을 유도하면 발 패드의 기계적 자극에 대한 반응이 바뀐 후 4번의 시도가 적용될 때까지 하부 필라멘트를 다시 사용하십시오.
- 결과 응답 패턴을 사용하여 곡선 피팅 알고리즘9을 사용하여 50%의 시간 동안 응답을 유도하는 데 필요한 최소 힘인 기계적 인출 임계값을 계산합니다. 순진한 쥐 또는 동물 자체의 기준선에 비해 발 철수 반응을 유도하는 데 필요한 힘의 감소는 동물의 민감도가 증가했음을 나타냅니다.
- 구부릴 때 0.4g 의 힘을 끌어내는 3.61 von Frey 필라멘트를 사용하여 각 동물의 일관된 지점에서 발판을 조사합니다(재료 표). 1.0g 의 힘을 끌어내는 4.08 von Frey 필라멘트로 자극을 가합니다.
- 열 반사 반응 임계값 테스트
알림: 열 및 저온 반응 임계값은 각각 Hargreaves 및 냉각판 테스트로 확인됩니다.- 하그리브스 검정
- 아래에서 적외선 방출기로 가열되는 유리 표면의 칸막이에 쥐를 놓습니다. 발이 빠지는 대기 시간을 장치에서 제공하는 적외선(50°C) 자극을 마우스의 뒷발에 가한 후 자극에서 벗어날 때까지의 시간(초)으로 기록합니다.
- 냉각판 테스트
- -9°C로 냉각된 냉각판 장치에 마우스를 놓습니다. 마우스를 장치에 놓은 후 마우스가 발을 들어 올리기 시작할 때까지의 시간(초)으로 발을 빼는 대기 시간을 기록합니다.
- 또는 마우스가 철망 위에 갇혀 있는 동안 -9°C로 냉각된 콜드 프로브를 마우스의 뒷발 아래에 놓습니다. 뒷발 아래에 장치를 배치한 후 마우스가 발을 들거나 핥거나 흔들기 시작할 때까지의 시간(초)으로 철수 대기 시간을 기록합니다. 통각 수용성 반응을 유발하지 않으려면 마우스가 실온에서 프로브에 닿는 것에 적응하십시오.
- 하그리브스 검정
- 인지 및 감정 의존적 행동 분석
참고: 동물의 오래 지속되는 과민증은 정서적 및 인지 의존적 기능 장애를 일으킵니다. 이는 일반적으로 연습 효과를 피하기 위해 통증 모델 유도 후 6주차에 한 번만 측정됩니다.- 불안 테스트
참고: 불안과 우울증도 모델의 효과를 확인하기 위해 안정적으로 테스트할 수 있습니다. 동반 질환이 발생할 수 있도록 유도 주사 후 최소 4-6주까지 기다리는 것이 가장 좋습니다. 밝은 방보다 어두운 방을 선호하는 것은 통각 관련 불안의 척도입니다. 0 또는 플러스 미로 테스트에서, 통증 모델 마우스는 순진한 대조군 동물보다 열린 사분면에서 더 적은 시간을 보내며, 이는 불안과 유사한 행동을 나타낸다 10,11.- 밝은/어두운 장소 선호도 테스트: 두 개의 챔버 사이에 통로가 있는 장소 선호도 테스트 상자에 각 동물을 넣습니다(10 x 10 x 10cm3). 장치의 한 챔버는 밝게 켜져 있고 반대쪽은 어둡습니다. 각 10분 테스트 동안 컴퓨터로 동물의 위치를 모니터링하여 밝고 어두운 점유 시간과 전환 횟수를 결정합니다.
알림: 또는 테스트 챔버 위에 비디오 카메라를 장착하고 각 챔버에서 보낸 시간을 수동으로 기록합니다. - 상승된 플러스 또는 0 미로: 모델 설치류 또는 순진한 동물을 미로에 놓고 스톱워치를 사용하여 미로의 닫힌 부분에서 보낸 시간을 평가합니다. 벽으로 둘러싸인 두 개의 "안전한" 영역과 두 개의 열린 "안전하지 않은" 영역에서 보낸 시간을 결정합니다. 통증이 있는 동물은 폐쇄된 안전한 공간을 선호합니다.
참고: 불안과 유사한 행동은 0 또는 플러스 미로(10분)에서 테스트할 수 있습니다. 제로 미로는 "더하기 기호 모양"인 플러스 미로와 반대되는 원형 트랙입니다. 둘 다 두 개의 열린 사분면과 두 개의 닫힌 사분면이 있어 지속적인 탐색 동작을 허용합니다. 둘 다 지면에서 1m 높이로 솟아 있으며, 원형 또는 플러스 모양의 통로가 4개의 동일한 크기의 사분면으로 나뉩니다.
- 밝은/어두운 장소 선호도 테스트: 두 개의 챔버 사이에 통로가 있는 장소 선호도 테스트 상자에 각 동물을 넣습니다(10 x 10 x 10cm3). 장치의 한 챔버는 밝게 켜져 있고 반대쪽은 어둡습니다. 각 10분 테스트 동안 컴퓨터로 동물의 위치를 모니터링하여 밝고 어두운 점유 시간과 전환 횟수를 결정합니다.
- 자당 스플래시 우울증 테스트
알림: 자당 스플래시 테스트는 우울증과 유사한 행동을 결정하는 데 사용됩니다. 스플래시 테스트를 통해 만성 통증으로 인한 우울증의 증상으로 정상적인 그루밍 행동의 부재를 측정할 수 있습니다.- 등쪽 털에 10-10% 자당 용액을 분사한 후 30분 동안 그루밍의 빈도, 지속 시간 및 대기 시간을 점수화합니다(꼬리 기저 부근 ~250μL). 눈이 먼 관찰자에게 비디오 테이프 녹화에서 그루밍 동작의 횟수를 세게 함12.
참고: 이 지수는 만성 경미한 스트레스와 같은 기분 장애의 설치류 모델에서 영향을 받는 것으로 보고되었으며, 만성 항우울제 치료에 의해 교정되는 것으로 보고되었다13.
- 등쪽 털에 10-10% 자당 용액을 분사한 후 30분 동안 그루밍의 빈도, 지속 시간 및 대기 시간을 점수화합니다(꼬리 기저 부근 ~250μL). 눈이 먼 관찰자에게 비디오 테이프 녹화에서 그루밍 동작의 횟수를 세게 함12.
- 소설 물체 테스트
참고: 인지 기능 장애는 새로운 물체 테스트로 측정할 수 있습니다.- 상단이 열린 투명한 플라스틱 케이지(56 x 30 x 20cm)에 마우스를 개별적으로 1시간 동안 적응시킵니다. 똑같은 장난감 미니피겨 두 개를 새장 반대편 구석에 5분 동안 배치하세요.
- 실험 당일, 동물들을 다시 투명 케이지에 1시간 동안 적응시킨 후, 두 마리의 동일한 미니 피겨를 케이지의 같은 위치에 5분 동안 놓은 후 홈 케이지로 돌려보냅니다.
- 원래 그림 중 하나를 뚜렷하게 다른 새로운 물체로 교체하고, 4시간 후에 쥐를 테스트 케이지로 되돌려 놓고, 물체를 탐색하는 데 소요된 시간을 기록합니다.
- 보고된 인식 지수(RI)를 총 물체 탐사 시간14의 새로운 물체를 탐색하는 데 소요된 시간의 백분율로 계산합니다.
- 운동 기능 평가
알림: 잉크블롯 이동성 및 보행 장애 테스트15 는 요통 모델의 운동 기능을 평가합니다.- 한쪽 가장자리를 세로로 자른 종이 타월 튜브로 터널을 만듭니다. 깨끗한 프린터 용지 위에 터널을 펼칩니다.
- 쥐가 진정될 때까지 수건으로 부드럽게 감싼 쥐를 잡습니다. 무독성 인도 잉크로 적신 스탬프 패드에 발을 올려 잉크로 코팅하거나 면봉을 사용하여 쥐 발바닥에 잉크를 칠합니다. 터널 입구에 있는 쥐를 풀어주고 터널을 통과하게 하여 마지막에 포획하세요.
- 세 가지 매개변수, 즉 보폭(한 인쇄물의 뒤쪽 끝에서 다음 인쇄물까지의 수직 거리), 보폭(인쇄물 사이의 수평 거리) 및 발가락 스프레드(발바닥의 반대쪽 발가락 사이의 거리)를 기반으로 발자국을 채점합니다.
알림: 승인된 간식은 쥐가 터널을 통과하도록 유도하는 데에도 사용할 수 있습니다. 발자국이 번지거나 불분명한 경우 실험을 반복해야 합니다.
- 불안 테스트
그림 4: CBP 유도 후 기계적 및 열적 과민증. 통증은 모델 유도 후 일주일 후에 측정할 수 있으며 8주 동안 지속됩니다. (A) 폰 프레이 테스트. 기계적 임계값 테스트는 4주 동안 여기에 표시된 대로 업-다운 방법으로 메쉬 상단 테이블을 통해 풋패드에 적용된 von Frey 필라멘트로 수행됩니다. 순진한 수컷 문턱(녹색)은 순진한 암컷 쥐의 파란색 선 아래에 숨겨져 있습니다. CBP 마우스(n=수컷 4마리, 암컷 4마리)는 순진한 대조군(n=수컷 2마리, 암컷 2마리)에 비해 기계적 민감도가 유의하게 증가했음을 보여주었습니다. 이원 분산 분석(Dunnett의 다중 비교 검정)은 그룹당 n=4인 데이터에 대해 수행되었습니다. 사후 분석에서 CBP와 Naive의 주별 비교를 위해 모든 P-값에 대한 Bonferroni 조정은 11개 값 모두 0.0011< 산출되었습니다. p < 0.0001입니다. (B) 하그리브스 테스트. 열 임계값은 Hargreaves 테스트(50°C)로 풋패드에서 테스트되었습니다. CBP 마우스(n=수컷 12마리, 암컷 12마리)는 순진한 대조군(n=수컷 6마리, 암컷 6마리)에 비해 열 민감도가 현저히 증가한 것으로 나타났다. 유의성을 검정하기 위해 Mann-Whitney 양측 t-검정을 수행했습니다(p < 0.0001). (C) 냉증. 상기 콜드 프로브 시험은 -9°C로 냉각된 냉각판 장치 위에 마우스를 놓아 수행하였다. 인출 대기 시간은 마우스를 장치에 놓은 후 마우스가 발을 들어 올리거나 핥거나 흔들기 시작할 때까지의 시간(초)으로 기록되었습니다. 표시된 데이터에서 -9°C로 냉각된 콜드 프로브를 마우스의 뒷발 아래에 놓고 마우스를 철망 위에 케이지에 넣었습니다. 모든 마우스는 주사 후 1-3 주 동안 테스트되었습니다. CBP 마우스(n=수컷 4마리, 암컷 6마리)는 순진한 대조군(n=수컷 2마리, 암컷 4마리)에 비해 추위 민감도가 유의하게 증가한 것으로 나타났습니다. 유의성을 검정하기 위해 Mann-Whitney 양측 t-검정을 수행했습니다(p = 0.0002). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
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Representative Results
통각수용성 관련 행동 검사 및 데이터 분석
유발된 조치
발바닥의 과민증은 우로키나아제 주사 후 하루 이내에 발생합니다. 1주일 이내에 금단 역치가 현저히 감소하고 안락사될 때까지 지속됩니다. 이는 수술 후 4주차까지 나타납니다(그림 4A). 발 철수 대기 시간은 von Frey 업다운 방법9 및 Hargreaves 테스트를 사용하여 분석됩니다. 플롯된 예에서 CBP(n = 수컷 4명, 암컷 4명)가 있는 마우스는 대조군(n=수컷 2명, 암컷 2명)에 비해 기계적 민감도가 크게 증가한 것으로 나타났습니다. 이 모델은 6-7주에 소멸됩니다. 이 시간 과정을 통해 만성 시점에서 과민증을 약화시키는 화합물을 평가할 수 있으며, 이는 임상 환자의 수년간의 통증 경험과 동일합니다. 반사적 폰 프레이 테스트는 단기간 지속되는 화합물의 효능을 측정할 때 하루에 여러 번 반복할 수 있습니다.
von Frey 기계적 감도 테스트
발판의 민감도와 따라서 허리 통증 모델의 중증도는 정의된 인장 강도로 등급이 매겨진 von Frey 필라멘트의 인출 이벤트 수로 정량화됩니다. 가장 낮은 섬유질(0.008g, 1.65)을 사용한 자극은 일반적으로 이질증의 심각한 경우를 제외하고는 감지할 수 없습니다. 가장 큰 섬유(6.0g, 4.74)는 뭉툭한 종이 클립 끝 정도의 크기이며, 쥐가 느낄 수 있지만 순진한 쥐는 일반적으로 바르면 움찔하지 않습니다. 동물들은 자발적으로 자극으로부터 발을 떼어낼 자유가 있다. 인출 이벤트의 평균 발생은 5개 중 응답 수로 표현되며, 0은 인출이 없음을 나타내고 5는 최대 인출 횟수를 나타냅니다. 대조군에 비해 낮은 섬유질에 대한 반응은 감도가 증가했음을 나타냅니다. 이 모델을 유도한 후 통계적으로 유의한 기계적 과민증이 일주일 이내에 발생하고 주사 후 여러 주 동안 지속됩니다(그림 4A).
Hargreaves 열 감도 임계값 테스트
IR로 인한 열 자극에 노출된 후 몇 초 만에 발을 빼는 것을 그룹 간에 비교합니다. 인출 대기 시간이 초 단위로 감소하면 열 과민증을 나타냅니다(그림 4B). 동물들은 자발적으로 자극으로부터 발을 떼어낼 자유가 있다.
콜드 프로브 열 과민증
허리 통증 모델은 발바닥에 냉기 과민증을 유발합니다. 동물들은 자발적으로 자극으로부터 발을 떼어낼 자유가 있다. 인출 대기 시간이 초 단위로 감소하면 저온 과민증을 나타냅니다(그림 4C). 금단 행동은 영향을 받은 뒷발을 핥거나 튕기거나 반복적으로 들어 올리는 쥐에 차가운 자극을 가했을 때부터 스톱워치로 금단 잠복기를 측정했습니다.
유발되지 않은 자발적 통증 대책
그림 5: 유발되지 않은 행동 측정의 변경. (A) CBP 모델의 불안. 라이트/다크 박스의 라이트 챔버에서 보낸 총 시간과 사육 이벤트 횟수는 CBP가 있는 마우스에서 현저히 낮았으며, 이는 불안을 나타냅니다. 일원 분산 분석(Dunnett의 다중 비교 검정)은 (n = 4 CBP, n = 6 Naive) 데이터에 대해 수행되었습니다. 특정 그룹 평균 간의 차이를 확인하기 위해 Tukey 사후 검정을 수행했습니다. * p < 0.05, ** p < 0.01. (B) CBP 모델의 우울증. 그루밍에 소요된 총 시간 및 슈크로스 스플래시 테스트 동안 그루밍된 횟수는 CBP가 있는 마우스에서 현저히 낮은 반면, 그루밍이 시작되기 전의 시간은 현저하게 증가했다. 일원 분산 분석(Dunnett의 다중 비교 검정)은 (n = 4 CBP, n = 6 Naive) 데이터에 대해 수행되었습니다. 특정 그룹 평균 간의 차이를 확인하기 위해 Tukey 사후 검정을 수행했습니다. * p < 0.05, *** p < 0.001. (C) CBP 모델을 사용한 마우스의 보폭 변화. CBP를 가진 쥐와 순진한 쥐 사이의 보폭은 유의하게 달랐다. 일원 분산 분석(Dunnett의 다중 비교 검정)은 그룹당 n = 4인 데이터에 대해 수행되었습니다. 특정 그룹 평균 간의 차이를 확인하기 위해 Tukey 사후 검정을 수행했습니다. ** p < 0.01. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
밝은/어두운 테스트
표준 밝은/어두운 챔버는 불안 분석10에 사용할 수 있습니다. 허리 통증 모델을 가진 마우스는 라이트 챔버에서 시간을 보낼 가능성이 현저히 적고 양육 행동이 적으며, 이는 모델의 불안과 심각성을 나타냅니다. 또는 상승된 0 또는 플러스 미로를 사용하여 불안과 유사한 행동을 측정할 수 있습니다. 불안과 유사한 행동을 보이는 통증 모델을 가진 설치류는 순진한 대조군 동물보다 열린 사분면에 들어가 더 적은 시간을 보냅니다(그림 5A).
우울증과 유사한 행동
슈크로스 스플래시 테스트는 요통 모델11에서 우울증과 유사한 행동을 평가하는데 활용될 수 있다. 이 검사는 유발된 통증 모델12,13으로 인한 우울증의 징후로 그루밍 행동의 부재를 평가합니다. 허리 통증이 있는 쥐는 그루밍 횟수가 현저히 적고 전체적으로 더 짧은 시간 동안 그루밍을 할 뿐만 아니라 그루밍을 시작하는 데 더 오래 걸립니다(그루밍 대기 시간)(그림 5B).
이동성 운동 동작
마지막으로, 잉크블롯 테스트는 모델과 대조군 마우스(15) 사이의 보행 차이를 구별하는데 사용될 수 있다. 허리 통증이 있는 쥐는 대조군에 비해 훨씬 더 짧고 넓은 보폭을 보입니다(그림 5C). 그룹 비교를 위해 보폭을 측정하고 보폭 모양의 차이를 확인합니다.
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Discussion
이 만성 요통 모델은 유발하기 쉬우며, 1주일 이내에 확립된 과민증은 최대 8주(그리고 가능하면 그 이상) 동안 지속될 수 있습니다. 이를 통해 한두 주 동안만 지속되는 다른 급성 모델과 달리 만성 통증 상태를 정확하게 연구할 수 있습니다. 생쥐에서 모델을 보여주지만, uPA 유도 CBP 모델은 쥐2에서도 확립될 수 있다. 이 모델의 장점은 장시간 경과가 만성 요통 환자에서 관찰되는 불안 및 우울증과 유사한 행동의 발달을 유발한다는 것입니다. 요통의 유병률을 감안할 때(16), 통증 분자 연구에서 보다 일반적으로 사용되는 마우스 모델에서 수행할 수 있는 능력은 장점이다.
uPA를 이용한 통증 모델의 유도는 골관절염을 유발하기 위한 관절 내 주사와 유사하게 수행되었지만, 여기에 표시된 방법(인대 내)은 마우스에 대한 손상 위험을 훨씬 적게 하면서 더 빨리 수행할 수 있습니다. 봉합이 필요하지 않으며 관절강 천공으로 인한 출혈 위험이 없습니다. 준비 작업이 거의 없는 단일 주입이기 때문에 보다 정확한 결과를 위해 기술자를 그룹으로 블라인드하는 것도 쉽습니다.
이 모델의 주요 한계는 von Frey 테스트에 대한 마우스의 적절한 적응과 관련이 있습니다. 실제로, 모델 유도 최소 일주일 전에 쥐가 큐비클과 필라멘트에 적응하여 움찔움찔 반응이 그들이 처한 환경의 참신함 때문이 아니거나 발 아래에서 움직이는 것을 보았기 때문이 아닌지 확인하는 것이 좋습니다.
우로키나아제에 대한 반응을 극대화하기 위해 인대에 주사하는 것이 중요하며, 반응의 절반 정도를 생성하는 근육에는 주사하지 않는 것이 중요합니다. 주사가 척추에 가깝기 때문에 주사 후 최소 1주일 동안 매일 모든 마우스를 모니터링하여 절차로 인한 합병증이 없는지 확인하는 것이 여전히 중요합니다. 쥐가 무기력, 체중 감소, 마비, 비정상적인 행동 또는 주사 부위의 과도한 그루밍의 징후를 보이는 경우 연구에서 쥐를 제거하는 것이 좋습니다.
향후 연구에서는 체외 패치 클램프 기록으로 등근 신경절(DRG)을 검사할 것입니다. 흐름 분석은 신경 면역 반응과 DRG에 침입하는 염증 세포의 존재를 결정합니다.
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Disclosures
저자는 재정적 이익이 상충되지 않는다고 선언합니다. KNW는 NeuroChronix, Bessor Pharma 및 USA Elixeria BioPharm, Inc.와의 무상 상담을 인정합니다.
Acknowledgments
보조금은 NIH HEAL UG3 NS123958에서 제공했습니다. 주택 시설은 AAALAC의 검사 및 인증을 받았습니다. 동물들은 실험실 직원과 실험실 및 동물 자원부(DLAR) 직원이 관리하는 동물 자원 센터(ARC) 수용 시설에 수용되었습니다. 행동 검사 절차는 미국 통증 학회(American Pain Society)와 국제 통증 연구 협회(International Association for the Study of Pain)에서 승인한 해당 분야의 표준 방법입니다. 안락사 방법은 미국 수의학 협회의 안락사 패널의 권고와 일치합니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animals and Consumables | |||
| 70% ethanol | Local Source | ||
| BALB/c mice | Envigo | 20-25 g | |
| Cotton balls | Fisher Scientific | 19-090-702 | |
| Cotton-tipped applicators | Fisher Scientific | 19-062-616 | |
| Isoflurane inhalant anesthetic | MedVet | RXISO-250 | |
| Labeling tape | Fisher Scientific | NGFP7002 | |
| Nitrile exam gloves | Fisher Scientific | ||
| Oxygen tank | Local Source | ||
| Surgical drape, Steri-Drape Utility Sheet, Absorbent Prevention | VWR | 76246-788 | cut into 15 x 15 cm pieces |
| Tygon tubing with 3 mm inner diameter | Grainger | 22XH87 | |
| Equipment | |||
| #11 carbon steel scalpel blades | VWR | 21909-612 | |
| Anesthesia induction chamber | Summit Medical Equipment Company | AS-01-0530-LG | |
| Autoclave | Local Unit | ||
| Biology Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | 11252-30 | |
| Glass bead sterilizer Germinator 500 | VWR | 102095-946 | |
| IITC Life Sciences Series 8 Model PE34 Hot/Cold Plate Analgesia Meter | IITC | PE34 | |
| Integra Miltex cotton & dressing pliers | Safco Dental Supply | 66-317 | |
| OPTIKA CL31 double arm LED illuminator | New York Microscope Company | OPCL-31 | |
| Plantar Test System with InfraRed Emitter, i. e. Hargreaves Apparatus | Ugo Basile | 37370-001 and 37370-002 | |
| Scalpel Handle No. 3 | VWR | 25607-947 | |
| Small animal heating pad | Valley Vet Supply | 47375 | |
| Student Vannas spring scissors, straight blade | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Table top animal research portable anesthesia workstation “PAM” | Patterson Scientific | AS-01-0007 | |
| Von Frey Filaments | Ugo Basile | 37450-275 |
References
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