Summary
Att visualisera myelinisering är ett viktigt mål för många forskare som studerar nervsystemet. CARS är en teknik som är kompatibel med immunofluorescens som naturligt kan avbilda lipider i vävnad som hjärnan som belyser specialiserade strukturer som myelin.
Abstract
Koherent anti-Stokes Raman-spektroskopi (CARS) är en teknik som klassiskt används av kemister och fysiker för att producera en sammanhängande signal om signaturvibrationer av molekyler. Dessa vibrationssignaturer är emellertid också karakteristiska för molekyler i anatomisk vävnad som hjärnan, vilket gör den alltmer användbar och tillämplig för neurovetenskapliga applikationer. Till exempel kan CARS mäta lipider genom specifikt spännande kemiska bindningar inom dessa molekyler, vilket möjliggör kvantifiering av olika aspekter av vävnad, såsom myelin som är involverat i neurotransmission. Dessutom, jämfört med andra tekniker som vanligtvis används för att kvantifiera myelin, kan CARS också ställas in för att vara kompatibelt med immunofluorescerande tekniker, vilket möjliggör sammärkning med andra markörer såsom natriumkanaler eller andra komponenter för synaptisk överföring. Myeliniseringsförändringar är en i sig viktig mekanism vid demyeliniserande sjukdomar som multipel skleros eller andra neurologiska tillstånd som bräckligt X-syndrom eller autismspektrumstörningar är ett framväxande forskningsområde. Sammanfattningsvis kan CARS användas på innovativa sätt för att svara på pressande frågor inom neurovetenskap och ge bevis för underliggande mekanismer relaterade till många olika neurologiska tillstånd.
Introduction
Åtgärdspotentialer är den grundläggande enheten för information i hjärnan, och handlingspotentialutbredning genom axoner utgör en pelare i informationsbehandling 1,2,3. Neuroner tar vanligtvis emot afferenta ingångar från flera andra neuroner och integrerar dessa ingångar inom ett givet smalt tidsfönster 4,5. Därför har verkningsmekanismerna potentiell förökning i axoner fått en betydande uppmärksamhet från utredare.
Vid förökning genom en axon regenereras en åtgärdspotential upprepade gånger längs axonen för att säkerställa tillförlitlig förökning6. I de flesta neuroner av käkade ryggradsdjur (gnathostomer) är axoner omgivna av en mantel av myelin, som är en lipidrik substans som produceras av närliggande oligodendrocyter eller Schwann-celler, som är typer av gliaceller (granskad i 7,8). Denna myelinmantel isolerar axonen elektriskt, minskar dess kapacitans och möjliggör utbredning av åtgärdspotential effektivt, snabbt och med lägre energiförbrukning. Myelin täcker inte axonen enhetligt, men den mantlar axonen i segment som har korta luckor mellan dem, kallade Ranviers noder (granskad i 9,10). Både myelineringstjocklek, som styr nivån på elektrisk isolering av en axon, och avståndet mellan Ranviers noder, som styr frekvensen med vilken åtgärdspotentialer regenereras längs en axon, påverkar hastigheten på åtgärdspotentialutbredningen (granskad i11).
Det finns en stor mängd litteratur som tyder på att myeliniseringstjockleken påverkar hastigheten på åtgärdspotentialutbredningen i axoner12,13,14. Dessutom kan förändringar i axonmyelinisering resultera i ett antal CNS-underskott 15,16,17,18,19,20,21. Det är därför inte förvånande att fokus för många forskningsinsatser involverar mätning och karakterisering av axonmyelinisering. Mätningar av myelintjocklek har oftast gjorts med elektronmikroskopi, en teknik som kräver en betydande mängd vävnadsberedning och är utmanande att använda i kombination med immunhistokemi. Det finns dock också en snabbare och enklare teknik för att mäta axonmyelinisering som bygger på Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy (CARS). En CARS-laser kan ställas in på olika frekvenser och när den är inställd på frekvenser som är lämpliga för att excitera lipider kan myelin avbildas utan behov av ytterligare etiketter22. Lipidavbildningen kan kombineras med standardimmunhistokemi så att lipider kan avbildas tillsammans med flera fluorescerande kanaler23. Avbildningsmyelinering med CARS är betydligt snabbare än elektronmikroskopi och har en upplösning som, om än lägre än EM, är tillräcklig för att upptäcka även små skillnader i myelinering i samma typ av axoner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla experiment följde alla tillämpliga lagar, National Institutes of Health riktlinjer och godkändes av University of Colorado Anschutz Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Djur
- Använd C57BL/6J (stock #000664) möss (Mus musculus ) erhållna från Jackson Laboratory eller mongoliska gerbiler (Meriones unguiculatus) som ursprungligen erhållits från Charles River.
2. Vävnadsberedning
- För transkardiell perfusion, överdosera gnagararter av intresse med pentobarbital (120 mg/kg kroppsvikt) och transkardiellt perfusa dem med fosfatbuffrad saltlösning (PBS; 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 1,76 mM KH 2 PO 4, 10 mM Na2HPO 4) följt av4% paraformaldehyd (PFA)24.
- Öppna specifikt buken och bröstkorgen med sax och håll bröstkorgen på plats med Kelly hemostatiska tång för att exponera hjärtat.
- Sätt i en 23 GA nål ansluten till en perfusionspump i vänster kammare och skär snabbt det högra atriumet med fin sax.
- Administrera PBS genom perfusionspumpen och nålen i hjärtat i 10 minuter för att rensa hjärnan och kroppen från blod.
- Byt perfusionspumpen till 4% PFA i 10 min och kontrollera om lemmarna och svansen är styva för att bekräfta framgångsrik perfusion.
- Efter perfusion, halshugga djuren och ta bort hjärnan från skallen. Håll hjärnorna över natten i 4% PFA innan du överför till PBS. Bädda in hjärnstammar i 4% agaros (i PBS) och skiva koronalt med ett vibratomi vid 200 μm tjocklek.
3. Färgning
- Fläckfritt flytande sektioner för Nissl, för att visualisera cellkroppar (1:100), i antikroppsmedier (AB-media: 0,1 M fosfatbuffert (PB: 50 mM KH 2 PO 4, 150 mM Na2HPO4), 150 mM NaCl, 3 mM Triton-X, 1% bovint serumalbumin (BSA)) i 30 min vid rumstemperatur på en vanlig laboratorieskakare25.
- Skydda sektioner från ljus med aluminiumfolie och / eller ett lock. 550 nm eller lägre våglängder är kompatibla med CARS-avbildning (figur 1).
OBS: Även om vi inte förväntar oss att Triton-X eller andra reagenser har en inverkan på CARS-avbildning av lipider, kan ytterligare kontroller med specifika antikroppsmedier vara motiverade.
- Skydda sektioner från ljus med aluminiumfolie och / eller ett lock. 550 nm eller lägre våglängder är kompatibla med CARS-avbildning (figur 1).
- PAUSPUNKT: Förvara fritt flytande sektioner (medan de är skyddade från ljus) i PBS tills de är avmaskade. När du har delat, bild hjärnsektioner inom 2 veckor.
Figur 1: CARS-avbildning kan kombineras med immunofluorescerande avbildning. Graferna visar att CARS-avbildning sker vid 660/640 nm rött signalspektrum26. Denna våglängd är tillräckligt långt borta från det gröna, blå eller UV-området, vilket möjliggör en kombination av CARS-signalen med immunofluorescens i dessa områden. Specifikt indikerar grafen också excitation och utsläpp för Nissl märkt med blå fluorofor, som kombinerades med CARS under insamlingen av representativa resultat för denna publikation. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
4. Bildbehandling
OBS: CARS-laseruppsättningen innehåller en fiberlaser som ger 80 MHz-klockan och en OPO-laser (optisk parametrisk oscillator) med ett avstämbart intervall på 770-990 nm med Stokes-strålen fixerad vid 1031 nm, som behövs för att samla in CARS-signalen. Det finns en bländare för båda balkarna.
- Innan du tar prover till mikroskopet, slå på och värm upp CARS-lasern i minst 1 timme, rikta in CARS-lasern och Koehler kondensoroptiken och membranet i mikroskopet för framåtriktad CARS-avbildning.
OBS: Detta steg är avgörande för korrekt funktion av CARS-mikroskopi.- För rumslig inriktning av de två laserstrålarna (pump och stokes), åtkomst till de två interna PSD: erna (positionskänsliga detektorer) via CARS laser GUI.
- Uppnå tidsmässig inriktning genom att använda fördröjningsfunktionen i CARS laser GUI, vilket kan hjälpa till att överlappa pulserna hos de två lasrarna (pump och stokes) som har olika dispersioner på grund av deras olika våglängder. Därför görs både den tidsmässiga och rumsliga överlappningen av pump- och stokesbalkarna med användarinmatningen via GUI.
- Justera det yttre periskopet (de två sista speglarna i installationen) för att centrera de rumsligt överlappade två lasrarna på mikroskopets skanningshuvudspeglar.
- För bästa framåtriktade CARS-detektering av icke-avskannade, se till att kondensorn är Koehler-ed (vilket innebär att kondensorn är centrerad och fokuserad på membranet för att uppnå enhetlig belysning)
- För immunofluorescenskonfokal avbildning och CARS-avbildning, montera CARS-lasern, med både framåtriktade och epi CARS icke-avkodade detektorer (NDD), genom att införliva ett konfokalmikroskop utrustat med synliga lasrar för fluorescensavbildning (figur 2).
- Placera sektioner i en odlingsskål med täckglas (för inverterad mikroskopi), PBS för att undvika att vävnaden torkar ut och en glasvikt för att hålla vävnaden nära täckglas.
- Ta z-stackar eller enstaka bilder med ett 60X, 1.2 NA infrarött korrigerat vattenmål, som tjänar till insamling av CARS-signalen i epiriktningen och genom en 0.55 NA-kondensor i framåtriktningen för avbildning av hjärnområden som den mediala kärnan i trapetskroppen (MNTB).
- Ta CARS-bilderna med cirka 600 mW pump/sond och 300 mW Stokes, med hjälp av CARS laser GUI. Dessa lasereffektvärden mäts internt av systemet. Båda lasrarnas krafter på provplatsen är mindre än 25 mW och säkra för vävnadsprovet.
- Överlappa pumpen och Stokes strålar rumsligt och tidsmässigt. Ställ in OPO till 797,2 nm. Detta ger en CARS-våglängd på 650 nm. På grund av den högre energinivån är den resulterande återgången till marktillståndet anti-Stokes (blå förskjuten) till excitationen.
- Fånga CARS-signalen i epi- eller framåtriktade icke-avkalkade detektorer med hjälp av bandpassfilter (640-680 nm) följt av sekventiell detektion av immunofluorescensetiketten (i detta fall fluorescerande märkt Nissl).
OBS: Nissl neuronal soma markör fångas inte i CARS 640-680 nm bandpassfilter, vilket möjliggör kombinationen av fluorescens och CARS-avbildning i bilderna som presenteras nedan. - CARS och fluorescens delar inte PMT: er. Använd dessa inställningar för optimal lipidsignal för att selektivt avbilda myelinisering i hjärnområdet.
VARNING: Skydda användaren från laserstrålen
- Spara bilderna som .oib-filer, som kan importeras till ett bildanalysprogram för ytterligare kvantifiering (figur 3).
Figur 2: CARS-instrumentdiagram som visar CARS-lasrar (röda pilar) och icke-avkodade (NDD) epi- och framåtdetektering införlivade i en laserskanningskonfokal. I forward NDD förvärvar vi CARS för C-H-bindningar (mörkröda pilar) och SHG (andra harmoniska generatioin) vid 515 nm (orange pil). I epi NDD förvärvar vi CARS för C-H-bindningar (mörkröda pilar) och 2PE (tvåfotonemission) autofluorescens (ljusblå pil). Sekventiellt kan fluorescenskonfokalbilder förvärvas (gröna pilar för synlig laser, blå pilar för konfokal detektering). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: CARS kan belysa myelin (magenta) i hjärnvävnad (hjärnstam) samtidigt som man avbildar Nissl (cyan) eller fluorescerande markörer. De två panelerna visar representativa resultat från en mongolisk gerbil (enkel bild M. unguiculatus, figur 3A, C, E) och mus (z-stack max projektion M. musculus, figur 2B, D, F) hjärna, vilket indikerar att denna teknik kan användas över arter. Figur 3A,B som visar Nissl i cyan, C,D visar CARS-signalen i magenta, E,F kombinerar Nissl- och CARS-signalerna med varje panel för gerbil respektive mus. Båda uppsättningarna bilder visar en del av den mediala kärnan i trapetskroppen (MNTB) i hjärnstammen. Neuroner i MNTB tar emot ingångar från kraftigt myeliniserade axoner, som slutar i kalyxen av hålls, en typ av jättesynaps27. Skalfältet är 20 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En av de största fördelarna med CARS-mikroskopi jämfört med andra tekniker är kompatibiliteten med fluorescerande avbildning23. Figur 1 visar CARS-spektra jämfört med Nissl taggade med immunofluorescerande markör som visar liten / ingen överlappning i spektra. Figur 2 illustrerar laseruppsättningen för CARS i kombination med konfokalmikroskopi. Figur 3 visar två representativa bilder, en som en enda stack och en z-stack max projektion från gerbil och mus som kan erhållas med hjälp av CARS-avbildning som visar både cellkroppar (cyan) och myelinsignal (magenta).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En växande mängd litteratur betonar myelins roll i hjärnans funktion 13,16,21,28. Dessutom vet vi att myelineringstjocklek och myeliniseringsmönster kan förändras vid flera neurologiska tillstånd som multipel skleros (granskad i29), åldrande (granskad i 30), autism20,31 och många andra. Det är därför inte förvånande att fler och fler utredare behöver bedöma myelinering över hjärnvävnader och djurmodeller, vid flera medicinska tillstånd och i ett växande antal experimentella situationer. Traditionella metoder för att avbilda myelinisering i hjärnvävnad inkluderar antikroppsmärkning följt av ljusmikroskopi och elektronmikroskopi (EM). Båda teknikerna är tidskrävande och kräver flerstegs vävnadsberedningsprotokoll, som är förknippade med eventuella fel och förändringar i vävnadskompositionen. Vi demonstrerade en alternativ metod som kan ge liknande resultat mycket snabbare på grund av förmågan att avbilda myelin mycket snabbare, och som kan kombineras med ytterligare fluorescensljusmikroskopi. Viktigt är att denna teknik kan användas för att avbilda lipider i hjärnvävnad utan behov av ytterligare markörer eller etiketter. Denna teknik möjliggör inte bara avbildning av myelin längs intakta axoner, utan möjliggör avbildning av myelinnedbrytningsprodukter såsom plack eller vätskedroppar32, som har visat sig förekomma till exempel vid multipel skleros33.
Frekvensen som CARS-lasern var inställd på var lämplig för att förspänna bilden kraftigt till förmån för lipider, vilket resulterade i övergripande högkvalitativa bilder av myelinisering, eftersom myelin är den överlägset vanligaste lipidrika substansen i hjärnan. Principen för denna teknik är att en CARS-laser, som kan ställas in på olika frekvenser, är inställd på 792, 2 nm, vilket är en frekvens som är lämplig för att exciteraCH2-bindningar . Dessa är rikliga i lipider, som innehåller långa kedjor avCH2-grupper kopplade av kol-kolbindningar med en terminal karboxylsyragrupp i slutet. Spännande lipider med denna frekvens resulterade i en signal som sedan kunde avbildas med standard konfokalmikroskopdetekteringsteknik. Kvaliteten på de resulterande bilderna stöder kvantitativa analyser som antingen kan göras av en mänsklig observatör eller automatiserade algoritmer34. Denna metod märker emellertid inte uteslutande myelin eftersomCH2-bindningar inte är exklusiva för myelin, och därför är CARS mindre specifik än en antikropp skulle vara. Som ett resultat visar bilderna en viss etikett, som inte är associerad med myelin. Det är viktigt att denna bakgrundsmärkning inte äventyrar mätningarnas kvalitet eller förmågan till kvantitativa analyser.
Upplösningen av CARS-avbildning är diffraktionsbegränsad och liknar två fotonmikroskopi (~ 250 nm) och därmed lägre än för EM. Därför måste utredare som syftar till att bedöma mycket små skillnader i myeliniseringstjocklek som det förekommer, till exempel vid vissa medicinska tillstånd, vara medvetna om denna begränsning. Ytterligare EM-kontroller i ett litet urval kan bekräfta att upplösningen är tillräcklig för deras forskningssyfte.
En stor fördel med CARS för avbildning av myelin, förutom hastigheten och lättheten, är möjligheten att kombinera den etikettfria lipidavbildningen med fluorescenskonfokalmikroskopi. Beroende på mikroskopet som används för CARS kan två eller till och med tre ytterligare kanaler avbildas så att myelinavbildning kan kombineras med antikroppsmärkning, Nissl-fläck, transgena muslinjer som uttrycker fluorescerande proteiner eller liknande. Potentiella begränsningar med längre våglängdsfluorofor beror främst på att CARS-signalen observeras genom 640-680 nm bandpassfilter som kan fånga utsläpp av gröna och / eller röda fluoroforer. Pikosekundlasern som används för CARS-excitation har dock en topppulsenergi på ~ 10 gånger mindre än standard femtosekundlaser som används för tvåfotonexcitation, översatt till ~ 100 mindre fluorescens. Dessutom är 797,2 nm puls picosekundlaser som används för CARS excitation spektralt långt ifrån toppen av tvåfotontvärsnittsabsorptionen av de synliga fluoroforerna. Därför är CARS picosekundlaser mycket ineffektiv för tvåfotonexcitering av synliga fluoroforer, vilket gör den fluorescerande signalen försumbar för att korsa in i CARS-detekteringen. Detta bör dock testas genom att avbilda ett negativt kontrollprov som inte har några fluorescerande etiketter jämfört med ett prov med fluorescerande markörer.
Sammanfattningsvis är CARS-avbildning en lämplig teknik för att avbilda myelin i hjärnvävnad. Även om upplösningen är jämförbar med standardljusmikroskopi och därmed är lägre än EM, gör hastigheten och användarvänligheten denna teknik till ett attraktivt alternativ till befintliga metoder.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Stöds av NIH R01 DC 17924, R01 DC 18401 (Klug) och NIH 1R15HD105231-01, T32DC012280 och FRAXA (McCullagh). CARS-avbildningen utfördes i Advanced Light Microscopy Core-delen av NeuroTechnology Center vid University of Colorado Anschutz Medical Campus som delvis stöds av NIH P30 NS048154 och NIH P30 DK116073.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic: | |||
| 1 mL disposable syringe with needle 27 GA x 0.5" | Exel int | 260040 | |
| Fatal + | Vortech | ||
| Surgery: | |||
| Spring Scissors - 8mm Cutting Edge | Fine Science Tools | 15024-10 | |
| Standard tweezers | Fine Science Tools | 11027-12 | |
| Perfusion: | |||
| 4% Paraformaldehyde | Fisher Chemical | SF994 (CS) | |
| Fine Scissors - Sharp | Fine Science Tools | 14063-11 | |
| Kelly hemostats | Fine Science Tools | 13019-14 | |
| Millipore H2O | |||
| Needle tip, 23 GA x 1" | BD precision glide | 305193 | |
| Phosphate buffered saline (PBS): | |||
| Potassium chloride | Sigma | P9333 | |
| Potassium phosphate monobase | Sigma | P5655 | |
| pump with variable flow or equivalent | |||
| Sodium chloride | Fisher Chemical | s271-1 | |
| Sodiumphosphate dibasic | Sigma | S7907 | |
| Dissection: | |||
| 50 mL vial with 4% PFA | |||
| Bochem Chemical Spoon 180mm | Bochem | 230331000 | |
| Fine Scissors - Sharp | Fine Science Tools | 14063-11 | |
| Noyes Spring Scissors | Fine Science Tools | 15011-12 | |
| Pair of fine (Graefe) tweezers | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Shallow glass or plastic tray, approximately 10" x 10" | |||
| Standard tweezers | Fine Science Tools | 11027-12 | |
| Surgical Scissors - Blunt | Fine Science Tools | 14000-20 | |
| Slicing: | |||
| Agar, plant | RPI | 9002-18-0 | |
| Vibratome | Leica | VT1000s | |
| well plate | Alkali Sci. | TPN1048-NT | |
| Staining: | |||
| AB Media: | 1n 1,000 mL of Millipore H2O | ||
| Phosphate buffered (PB): | |||
| Potassium Phosphate Monobase | Sigma | P5655 | |
| Sodium Phosohate Dibasic | Sigma | S7907 | |
| BSA (Bovine serum albumin) | Sigma life science | A2153-100g | |
| Sodium Chloride | Fisher Chemical | s271-1 | |
| Triton X-100 | Sigma - Aldrich | x100-500ml | |
| Nissl 435/455 | Invitrogen | N21479 | |
| CARS: | |||
| APE picoemerald laser | Angewandte Physik & Elektronik GmbH | ||
| bandpass filter (420-520 nm) | Chroma Technology | HQ470/100m-2P | |
| bandpass filter (500-530 nm) | Chroma Technology | HQ515/30m-2P | |
| bandpass filters (640-680 nm) | Chroma Technology | HQ660/40m-2P | |
| Confocal microscope | Olympus | FV1000 | |
| Cut Transfer pipet | Fisher | 13-711-7M | |
| dichroic longpass 565 nm | Chroma Technology | 565dcxr | |
| dichroic longpass 585 nm | Chroma Technology | 585dcxr | |
| dichroic shortpass 750 nm | Chroma Technology | T750spxrxt | |
| glass bottom culture dish | MatTek | P35G-0-10-C | |
| glass weight (10 mm x 10 mm boro rod) | Allen Scientific Glass Inc | ||
| multiphoton shortpass emission filter 680 nm | Chroma Technology | ET680sp-2p8 | |
| PBS |
References
- Cole, K., Curtis, H. Electric impedance of the squid giant axon during activity. The Journal of General Physiology. 22 (5), 649-670 (1939).
- Cole, K. S., Curtis, H. J. Membrane potential of the squid giant axon during current flow. Journal of General Physiology. 24 (4), 551-563 (1941).
- Alcami, P., El Hady, A.
- Neumann, E., Nachmansohn, D. Nerve excitability-Toward an integrating concept. Aharon Katzir Memorial Volume. , 99-166 (1975).
- Waxman, S. G. Integrative properties and design principles of axons. International Review of Neurobiology. 18, 1-40 (1975).
- Fitzhugh, R. Computation of impulse initiation and saltatory conduction in a myelinated nerve fiber. Biophysical Journal. 2 (1), 11-21 (1962).
- Zalc, B. The acquisition of myelin: a success story. Novartis Foundation Symposium. 276, 275-281 (2006).
- Salzer, J. L., Zalc, B.
- Boullerne, A. I.
- Kuhn, S., Gritti, L., Crooks, D., Dombrowski, Y. Oligodendrocytes in development, myelin generation and beyond. Cells. 8 (11), 1424 (2019).
- Saab, A. S., Nave, K. -A. Myelin dynamics: protecting and shaping neuronal functions. Current Opinion in Neurobiology. 47, 104-112 (2017).
- Chomiak, T., Hu, B. What is the optimal value of the g-Ratio for myelinated fibers in the rat CNS? A theoretical approach. PLOS ONE. 4 (11), 7754 (2009).
- Ford, M. C., et al. Tuning of Ranvier node and internode properties in myelinated axons to adjust action potential timing. Nature Communications. 6, 8073 (2015).
- Stange-Marten, A., et al. Input timing for spatial processing is precisely tuned via constant synaptic delays and myelination patterns in the auditory brainstem. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (24), 4851-4858 (2017).
- Bu, J., Banki, A., Wu, Q., Nishiyama, A. Increased NG2+ glial cell proliferation and oligodendrocyte generation in the hypomyelinating mutant shiverer. Glia. 48 (1), 51-63 (2004).
- Pacey, L. K. K., et al. Delayed myelination in a mouse model of fragile X syndrome. Human Molecular Genetics. 22 (19), 3920-3930 (2013).
- Green, A. J., et al. Clemastine fumarate as a remyelinating therapy for multiple sclerosis (ReBUILD): a randomised, controlled, double-blind, crossover trial. Lancet. 390 (10111), London, England. 2481-2489 (2017).
- Jeon, S. J., Ryu, J. H., Bahn, G. H. Altered translational control of fragile X mental retardation protein on myelin proteins in neuropsychiatric disorders. Biomolecules & Therapeutics. 25 (3), 231-238 (2017).
- Barak, B., et al. Neuronal deletion of Gtf2i, associated with Williams syndrome, causes behavioral and myelin alterations rescuable by a remyelinating drug. Nature Neuroscience. 22 (5), 700-708 (2019).
- Phan, B. N., et al. A myelin-related transcriptomic profile is shared by Pitt-Hopkins syndrome models and human autism spectrum disorder. Nature Neuroscience. 23 (3), 375-385 (2020).
- Lucas, A., Poleg, S., Klug, A., McCullagh, E. A. Myelination deficits in the auditory brainstem of a mouse model of fragile X syndrome. Frontiers in Neuroscience. 15, 1536 (2021).
- Wang, H., Fu, Y., Zickmund, P., Shi, R., Cheng, J. -X. Coherent anti-stokes raman scattering imaging of axonal myelin in live spinal ttissues. Biophysical Journal. 89 (1), 581-591 (2005).
- Kim, S. -H., et al. Multiplex coherent anti-stokes raman spectroscopy images intact atheromatous lesions and concomitantly identifies distinct chemical profiles of atherosclerotic lipids. Circulation Research. 106 (8), 1332-1341 (2010).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Tu, L., et al.
- Fluorescence SpectraViewer. , Available from: https://www.thermofisher.com/order/fluorescence-spectraviewer (2022).
- Held, H.
- Sherman, D. L., Brophy, P. J. Mechanisms of axon ensheathment and myelin growth. Nature Reviews Neuroscience. 6 (9), 683-690 (2005).
- Gruchot, J., et al. The molecular basis for remyelination failure in multiple sclerosis. Cells. 8 (8), 825 (2019).
- Rivera, A. D., et al. Epidermal growth factor pathway in the age-related decline of oligodendrocyte regeneration. Frontiers in Cellular Neuroscience. 16, 838007 (2022).
- Kútna, V., O'Leary, V. B., Hoschl, C., Ovsepian, S. V. Cerebellar demyelination and neurodegeneration associated with mTORC1 hyperactivity may contribute to the developmental onset of autism-like neurobehavioral phenotype in a rat model. Autism Research: Official Journal of the International Society for Autism Research. 15 (5), 791-805 (2022).
- Ozsvár, A., et al. Quantitative analysis of lipid debris accumulation caused by cuprizone induced myelin degradation in different CNS areas. Brain Research Bulletin. 137, 277-284 (2018).
- Prineas, J. W., Graham, J. S. Multiple sclerosis: capping of surface immunoglobulin G on macrophages engaged in myelin breakdown. Annals of Neurology. 10 (2), 149-158 (1981).
- Bégin, S., et al. Automated method for the segmentation and morphometry of nerve fibers in large-scale CARS images of spinal cord tissue. Biomedical Optics Express. 5 (12), 4145-4161 (2014).
