Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

يرقات الزرد كنموذج لتقييم المحسسات الإشعاعية المحتملة أو الواقيات

Published: August 25, 2022 doi: 10.3791/64233
Automatic Translation
*1,3, *1,3, 1,4, 2,3, 2, 1
1Tumor microenvironment and animal models lab, Institute of Life Sciences, 2Vascular Biology lab, Institute of Life Sciences, 3Regional Centre for Biotechnology, 4School of Biotechnology, KIIT University
* These authors contributed equally

Summary

تم استغلال الزرد مؤخرا كنموذج للتحقق من صحة معدلات الإشعاع المحتملة. يصف هذا البروتوكول الخطوات التفصيلية لاستخدام أجنة الزرد في تجارب الفحص القائمة على الإشعاع وبعض النهج القائمة على الملاحظة لتقييم تأثير العلاجات والإشعاع المختلفة.

Abstract

تستخدم أسماك الزرد على نطاق واسع في عدة أنواع من الأبحاث لأنها واحدة من نماذج الفقاريات التي يسهل صيانتها وتظهر العديد من ميزات نظام النماذج الفريد والمريح. نظرا لأن الخلايا شديدة التكاثر أكثر عرضة لتلف الحمض النووي الناجم عن الإشعاع ، فإن أجنة الزرد هي نموذج الخط الأمامي في الجسم الحي في أبحاث الإشعاع. بالإضافة إلى ذلك ، يعرض هذا النموذج تأثير الإشعاع والأدوية المختلفة في غضون فترة زمنية قصيرة ، إلى جانب الأحداث البيولوجية الرئيسية والاستجابات المرتبطة بها. استخدمت العديد من دراسات السرطان الزرد ، ويستند هذا البروتوكول إلى استخدام معدلات الإشعاع في سياق العلاج الإشعاعي والسرطان. يمكن استخدام هذه الطريقة بسهولة للتحقق من آثار الأدوية المختلفة على الأجنة المشععة والضابطة (غير المشععة) ، وبالتالي تحديد الأدوية على أنها أدوية تحسس لاسلكي أو عقاقير وقائية. على الرغم من استخدام هذه المنهجية في معظم تجارب فحص الأدوية ، إلا أن تفاصيل التجربة وتقييم السمية مع خلفية التعرض للإشعاع بالأشعة السينية محدودة أو يتم تناولها لفترة وجيزة فقط ، مما يجعل من الصعب تنفيذها. يعالج هذا البروتوكول هذه المشكلة ويناقش الإجراء وتقييم السمية مع توضيح مفصل. يصف الإجراء نهجا بسيطا لاستخدام أجنة الزرد للدراسات الإشعاعية وفحص الأدوية القائم على الإشعاع مع قدر كبير من الموثوقية وقابلية التكاثر.

Introduction

الزرد (Danio rerio) هو نموذج حيواني معروف تم استخدامه على نطاق واسع في الأبحاث على مدى العقود ال 3 الماضية. إنها سمكة مياه عذبة صغيرة يسهل تربيتها وتكاثرها في ظل ظروف المختبر. تم استخدام الزرد على نطاق واسع في العديد من الدراسات التنموية والسمية1،2،3،4،5،6،7،8. الزرد لديه خصوبة عالية وجيل جنيني قصير. الأجنة مناسبة لتتبع مراحل النمو المختلفة ، وهي شفافة بصريا ، وقابلة لأنواع مختلفة من التلاعب الجيني ومنصات الفحص عالية الإنتاجية9،10،11،12،13،14. إلى جانب ذلك ، يوفر الزرد تصويرا كاملا وحيا يمكن من خلاله دراسة عملية نموه وتشوهاته المختلفة في وجود مواد أو عوامل سامة مختلفة بسهولة باستخدام المجهر الاستريو أو الفلورسنت7،15،16.

العلاج الإشعاعي هو أحد الأساليب العلاجية الرئيسية المستخدمة في علاج السرطان17،18،19،20،21،22،23،24. ومع ذلك ، يتطلب العلاج الإشعاعي للسرطان واقيات إشعاعية محتملة لحماية الخلايا السليمة الطبيعية من الموت أثناء قتل الخلايا الخبيثة أو حماية صحة الإنسان أثناء العلاج الذي يتضمن إشعاعات عالية الطاقة25،26،27،28،29. على العكس من ذلك ، يتم أيضا التحقيق في المحسسات الإشعاعية القوية لزيادة كفاءة الإشعاع لقتل الخلايا الخبيثة ، خاصة في العلاجات المستهدفة والدقيقة30،31،32،33. لذلك ، للتحقق من صحة الواقيات الإشعاعية القوية والمحسسات ، يطلب بشدة نموذج مناسب لفحص الأدوية شبه عالية الإنتاجية وإظهار تأثيرات إشعاعية قابلة للقياس. تستخدم العديد من النماذج المتاحة في الدراسات الإشعاعية وتشارك في تجارب فحص الأدوية. ومع ذلك ، فإن الفقاريات الأعلى وحتى الأكثر استخداما في نموذج الجسم الحي ، الفئران ، غير مناسبة لفحص الأدوية على نطاق واسع لأنها تستغرق وقتا طويلا ومكلفة وصعبة لتصميم تجارب الفحص هذه باستخدام هذه النماذج. وبالمثل ، تعد نماذج زراعة الخلايا مثالية لأنواع مختلفة من تجارب فحص الأدوية عالية الإنتاجية34,35. ومع ذلك ، فإن التجارب التي تنطوي على زراعة الخلايا ليست دائما عملية أو قابلة للتكرار بدرجة كبيرة أو موثوقة لأن الخلايا في المزرعة قد تغير سلوكها بشكل ملحوظ وفقا لظروف النمو والحركية. أيضا ، تظهر أنواع مختلفة من أنواع الخلايا حساسية الإشعاع التفاضلي. والجدير بالذكر أن أنظمة زراعة الخلايا 2D و 3D لا تمثل سيناريو الكائن الحي بأكمله ، وبالتالي ، فإن النتائج التي تم الحصول عليها قد لا تلخص المستوى الفعلي للسمية الإشعاعية36,37. وفي هذا الصدد، يوفر الزرد العديد من المزايا في الكشف عن المحسسات الإشعاعية الجديدة وأجهزة الحماية الإشعاعية. إن سهولة التعامل ، وحجم القابض الكبير ، والعمر الافتراضي القصير ، والتطور الجنيني السريع ، وشفافية الجنين ، وحجم الجسم الصغير يجعل الزرد نموذجا مناسبا لفحص الأدوية على نطاق واسع. نظرا للمزايا المذكورة أعلاه ، يمكن تكرار التجارب بسهولة في وقت قصير ، ويمكن ملاحظة التأثير بسهولة تحت مجهر تشريح في لوحات متعددة الآبار. وبالتالي ، يكتسب الزرد شعبية في أبحاث فحص الأدوية التي تتضمن دراسات الإشعاع38,39.

تم إثبات إمكانات الزرد كنموذج جيد لفحص معدلات الإشعاع في دراسات مختلفة 40،41،42،43،44،45. تم الإبلاغ عن التأثير الوقائي الإشعاعي للمعدلات الراديوية المحتملة ، مثل الجسيمات النانوية DF1 ، أميفوستين (WR-2721) ، بروتينات إصلاح الحمض النووي KU80 و ATM ، والخلايا الجذعية المكونة للدم المزروعة ، وتأثيرات المحسسات الإشعاعية ، مثل فلافوبيريدول و AG1478 ، في نموذج الزرد19،41،42،43،44،45،46. باستخدام نفس النظام ، تم تقييم التأثير الوقائي الإشعاعي ل DF-1 (جسيمات الفوليرين النانوية) على المستويين النظامي والخاص بالأعضاء ، كما تم استكشاف استخدام أجنة الزرد لفحص الحماية الإشعاعية47. في الآونة الأخيرة ، تم الإبلاغ عن عسل Kelulut كواقي إشعاعي في أجنة الزرد ووجد أنه يزيد من بقاء الجنين ويمنع الضرر الخاص بالأعضاء ، وتلف الحمض النووي الخلوي ، وموت الخلاياالمبرمج 48.

وبالمثل ، تم فحص التأثيرات الوقائية الإشعاعية للبوليمرات المتولدة عن تفاعل هانتزش على أجنة الزرد في فحص عالي الإنتاجية ، وتم منح الحماية بشكل أساسي من خلال حماية الخلايا من تلف الحمض النووي49. في إحدى الدراسات السابقة ، تم العثور على فلوفاستاتين الستاتين المحب للدهون كمحسس إشعاعي محتمل باستخدام نموذج الزرد مع هذا النهج50. وبالمثل ، تعتبر جسيمات الذهب النانوية محسسا إشعاعيا مثاليا وقد استخدمت في العديد من الدراسات51,52.

يتضمن التطور الجنيني في الزرد انشقاقا في 3 ساعات أولية ينقسم فيها زيجوت وحيد الخلية ليشكل خليتين و 4 خلايا و 8 خلايا و 16 خلية و 32 خلية و 64 خلية يمكن التعرف عليها بسهولة باستخدام مجهر مجسم. بعد ذلك ، تصل إلى مرحلة البلاستولا مع 128 خلية (2.25 ساعة بعد الإخصاب ، hpf) ، حيث تتضاعف الخلايا كل 15 دقيقة وتستمر خلال هذه المراحل التالية: 256 خلية (2.5 hpf) ، 512 خلية (2.75 hpf) ، وتصل إلى 1,000+ خلية في 3 ساعات فقط (الشكل 1). في 4 ساعات ، تصل البويضة إلى مرحلة الكرة ، تليها تشكيل شكل قبة في الكتلة الجنينية7،53،54. يبدأ الجهاز الهضمي في الزرد من 5.25 hpf54 ، حيث يصل إلى مرحلة الدرع. يشير الدرع بوضوح إلى حركة التقارب السريع للخلايا إلى جانب واحد من الحلقة الجرثومية (الشكل 1) وهو مرحلة بارزة ومميزة من أجنة المعدة التي يمكن التعرف عليها بسهولة53,54. وعلى الرغم من أن التعرض للإشعاع للأجنة يمكن أن يحدث في أي مرحلة من مراحل نموها، فإن التعرض للإشعاع أثناء عملية المعدة قد يكون له تغيرات مورفولوجية أكثر وضوحا تيسر قراءات أفضل للسمية الناجمة عن الإشعاع55؛ وبالمثل ، يمكن البدء في إعطاء الأدوية للأجنة في وقت مبكر من 2 HPF54.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

أجريت هذه الدراسة بموافقة مسبقة من واتباع المبادئ التوجيهية للجنة الأخلاقية الحيوانية المؤسسية ، معهد علوم الحياة ، بوبانسوار. وقد أجريت جميع عمليات صيانة وتربية أسماك الزرد في منشأة استزراع الأسماك المحيطة عند 28.5 درجة مئوية، وتم الحفاظ على الأجنة في حاضنة الطلب البيولوجي على الأكسجين (BOD) عند درجة حرارة 28.5 درجة مئوية. هنا ، تم استخدام سلالة الزرد AB ، وتم تنفيذ التدريج وفقا ل Kimmel et al.54. تم إعطاء إشعاع الأشعة السينية عند 6 hpf (مرحلة الدرع) ، ولوحظت أنماط ظاهرية مختلفة حتى 120 hpf.

1. إعداد التربية وجمع الأجنة

  1. اضبط خزانات التربية (المكونة من البولي كربونات ، سعة 1 لتر ، انظر جدول المواد). صب ماء النظام (درجة الحموضة، 6.8-7.5؛ الموصلية، 500 ميكرو ثانية؛ ودرجة الحرارة، 28.5 درجة مئوية) في خزانات التربية التي تغطي ما يقرب من 40٪ من حجمها. ضع الحاجز في الخزان لإنشاء غرفتين ، واحدة للإناث والأخرى للذكور.
  2. من الخزانات الأم ، اجمع بعناية إناث سليمتين وذكرا سليما بمساعدة شبكة ، وضعها في نصفيها ، واحتفظ بها في الظلام طوال الليل (10 ساعات على الأقل) عند 28.5 درجة مئوية.
  3. في صباح اليوم التالي ، قم بإزالة الحاجز واترك الأسماك تتزاوج دون إزعاج خزانات التكاثر.
    ملاحظة: ستبدأ الإناث في التفريخ ، وسيظهر البيض ملقى على قاع الحوض في غضون 10-15 دقيقة بعد السماح للأسماك بالتزاوج56،57،58.
  4. إعادة الأسماك إلى حوضاتها بعد التفريخ ، وجمع الأجنة من حوض التكاثر باستخدام مصفاة ، وغسلها بشكل صحيح بماء النظام ، والاحتفاظ بالبيض الذي تم جمعه في صفيحة بتري مع وسائط E-3 (4.94 mM من كلوريد الصوديوم ، 0.17 mM من KCl ، 0.43 mM CaCl 2 ، 0.85 mM من أملاح MgCl2 ، 1٪ وزن / وزن من الميثيلين الأزرق ، انظر جدول المواد).
  5. راقب البويضات تحت مجهر التشريح ، وقم بإزالة الأجنة غير المخصبة أو الميتة باستخدام ماصة باستور ، واحتفظ بألواح بتري التي تحتوي على بيض مخصب في وسط E-3 عند 28.5 درجة مئوية في حاضنة لنموها وصيانتها بشكل صحيح.
    ملاحظة: يمكن التعرف على البويضات غير المخصبة بمظهر أبيض حليبي مع مشيمية متخثرة أو بخلايا ممزقة داخل المشيمية. جنبا إلى جنب مع البيض غير المخصب ، يجب التخلص من البيض الذي لا يخضع للانقسام والبيض الذي يعاني من تشوهات مثل المخالفات أثناء الانقسام ، على سبيل المثال ، عدم التماثل أو تكوين الحويصلة أو إصابات المشيم ، أو عدم التطور بنشاط ، للحفاظ على صحة الأجنة التي تم جمعها والحفاظ على نظافة الوسائط 7,56.

2. مراقبة الأجنة واختيارها للتجارب الإشعاعية

  1. مراقبة الأجنة النامية تحت مجهر التشريح ، وتحديد المرحلة المناسبة7،54 ، وإزالة أي أجنة ميتة أو غير صحية. ضمان التدريج الكافي للجنين حيث سيتم إعطاء جرعات الإشعاع والدواء في مرحلة معينة من المعدة.
    ملاحظة: كل يوم ، تحقق من مستوى وجودة الوسائط في أطباق الثقافة. قم بتغيير الوسائط كل 24 ساعة ، جنبا إلى جنب مع إزالة الأجنة الميتة. يفضل استخدام ماصات باستور لقطف الأجنة أو تغيير الوسائط.
  2. قبل البدء في التجربة ، قم بتوزيع الأجنة السليمة بعناية في اللوحات التجريبية بمساعدة ماصة باستور. لكل مجموعة تجريبية ، خذ 15-20 جنينا.
    ملاحظة: ضع فقط الأجنة السليمة لمراحل النمو المرغوبة في اللوحة التجريبية. لنفترض أن العلاج الدوائي يجب أن يتم مع الأجنة عند 6 hpf ، ثم ابدأ في زرعها في لوحات تجريبية قبل 30-60 دقيقة على الأقل.

3. العلاج من تعاطي المخدرات

  1. أضف أدوية ذات تركيز مرغوب إلى أجنة الزرد. تحضير وسائط E-3 المحتوية على الدواء في وقت مبكر. تأكد من أن محلول مخزون الدواء لا يحتوي على دواء غير مذاب قبل إعداد وسائط العمل لعلاج أجنة الزرد.
  2. قبل إضافة أي دواء إلى وسيط للفحص الإشعاعي ، تحقق من التأثير السام للخلايا للدواء مع درجات تركيزات الدواء. اتبع إرشادات منظمة التعاون الاقتصادي والتنمية لتقييم LC 50 للأدوية قيد التقييم59،60،61.
    ملاحظة: كن حذرا أثناء تحريك الأطباق والأطباق أثناء وقت التشعيع أو المراقبة. هناك العديد من الفرص لإزعاج الصفائح أثناء هذه المناولة ، مما يتسبب في تسرب الوسائط من الآبار أو تسرب الأجنة من آبارها ، مما قد يؤدي إلى تلويث الآبار القريبة وتدمير التجربة.

4. تشعيع الأشعة السينية

  1. أثناء إعداد تجربة إشعاعية ، قم بتضمين مجموعة تحكم / غير مشععة ومجموعة إشعاعية فقط. وبالمثل ، أثناء إجراء فحص المخدرات ، قم بتضمين مجموعة أخرى حيث سيتم إعطاء الأدوية بنفس تركيز تلك التي يتم إعطاؤها في تجربة الفحص جنبا إلى جنب مع الإشعاع.
    ملاحظة: قم بتسمية كل من غطاء وقاعدة أطباق البئر أو أطباق الاستزراع حتى لا تضيع الأغطية.
  2. توزيع الأجنة في صفيحة بئر إذا كانت الدروع الإشعاعية يمكن أن تغطي وتحمي الآبار الإضافية من الإشعاع بينما تتعرض الآبار الأخرى لجرعة إشعاعية معينة ؛ خلاف ذلك ، استخدم لوحات أو أقراص فردية لزرع الأجنة لكل جرعة إشعاعية.
  3. قم بتشغيل جهاز التشعيع بالأشعة السينية (انظر جدول المواد) ، وابدأ تهيئة الجهاز وتسخينه.
    ملاحظة: يجب أن تكون قيمة المسافة من المصدر إلى الموضوع (SSD) 50 سم ؛ يمكن للمرء استخدام محركات أقراص SSD مختلفة مرة أخرى ، الأمر الذي يتطلب التوحيد القياسي.
  4. ضع اللوحة التجريبية تحت جهاز التشعيع داخل الجهاز في المنتصف ، مع التأكد من أن اللوحة أسفل مصدر الأشعة السينية مباشرة ، ثم اضبط الجرعة (على سبيل المثال ، 5 GY) وابدأ الأشعة السينية.
    ملاحظة: أغلق الألواح بغشاء البارافين لتجنب أي انسكاب أو تلوث غير مرغوب فيه أثناء نقل الألواح من الحاضنة إلى جهاز التشعيع والظهر.
  5. بعد الانتهاء من التشعيع ، أخرج الألواح ، وأغلق برنامج الماكينة ، وأوقف تشغيل الجهاز ، وافحص الألواح الموجودة تحت المجهر مباشرة بعد الإشعاع. إزالة الأجنة الميتة وإعادة الألواح إلى الحاضنة عند 28.5 درجة مئوية. تسجيل عدد الأجنة الميتة بعد تقييمها تحت المجهر التشريحي.
    ملاحظة: تشعيع مجموعات مختلفة من الأجنة بجرعات إشعاعية محددة دون تأخير كبير بين المجموعات الفردية حيث قد يتأثر تأثير الإشعاع بشكل كبير بالاختلاف في مرحلة النمو.
    تنبيه: أثناء تشغيل جهاز الأشعة السينية ، اتخذ تدابير الحماية المناسبة.

5. جمع البيانات وتصويرها وتحليلها

  1. اجمع البيانات على فترات زمنية محددة مسبقا ، مثل كل 24 ساعة بعد إعطاء الإشعاع. سجل جميع الملاحظات الممكنة مثل البقاء على قيد الحياة ، وكفاءة الفقس ، ومرحلة التطور ، وعدد ضربات القلب ، وانحناء الجسم والذيل ، وذمة التامور ، وتمديد كيس الصفار ، وصغر الرأس ، وتطور المثانة في السباحة ، والحركة العامة أو النشاط ، إلخ.62،63،64.
  2. لالتقاط الصور ، اختر أجنة تمثيلية على شريحة نظيفة ، وتحقق من الأجنة تحت المجهر ، وقم بتوجيهها في اتجاه معين ، وانقر على الصور. أعد تسمية ملفات الصور وفقا للمجموعة والوقت.
    ملاحظة: يجب استخدام نفس التكبير والإضاءة أثناء التقاط الصور على فترات زمنية مختلفة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

يوضح الشكل 2 التخطيط العام للبروتوكول. تم تقييم تأثير الإشعاع والتوصيف بطريقة تعتمد على الجرعة من خلال التحليلات التالية.

تقييم السمية المستحثة بالأشعة السينية
باستخدام المجهر المجسم ، تم تقييم التشوهات التالية وتوصيفها بعد العلاج الدوائي و / أو الإشعاع. وفقا للمبادئ التوجيهية لمنظمة التعاون والتنمية في الميدان الاقتصادي 61 ، لتقييم السمية في الأسماك ، تم تضمين أربع نقاط نهاية قمية رئيسية ، بما في ذلك تخثر الأجنة ، والتشوهات في تكوين السوميت ، وعدم انفصال الذيل عن كيس الصفار ، وتقليل أو عدم وجود ضربات القلب ، لتحليل السمية الكلية61. تم تحديد السمية الحادة بناء على نتيجة إيجابية في أي من التشوهات المذكورة أعلاه. بالإضافة إلى نقاط النهاية الرئيسية الأربعة هذه ، تم أيضا إجراء الملاحظة المورفولوجية لثني العمود الفقري أو الذيل ، وتشوه الرأس وصغر الرأس ، وعيوب النمو ، وذمة التامور ، وتشوهات كيس الصفار ، وتشوهات المثانة في السباحة ، والتغيرات في بنية العين (الشكل 3C والشكل 4). يمكن أن يستند تسجيل السمية الإشعاعية إلى نسبة البقاء على قيد الحياة و / أو تسجيل تشوهات مورفولوجية مختلفة.

نسبة البقاء على قيد الحياة ومنحنى البقاء على قيد الحياة
تم حساب النسبة المئوية للبقاء على قيد الحياة بقسمة إجمالي الأجنة الحية على إجمالي عدد الأجنة المأخوذة في البداية في مجموعة وضرب النتيجة في 10038،50،65. بعد ذلك ، تم رسم القيم المقابلة لنقاط زمنية مختلفة ومجموعات تجريبية مختلفة للحصول على منحنى البقاء على قيد الحياة. توفر هذه الدراسة منحنى البقاء على قيد الحياة للأجنة المشععة عند 6 hpf (الشكل 3A).

التشوهات الرئيسية المرتبطة بالسمية الناجمة عن الإشعاع (الشكل 3 والشكل 4)
انحناء الجسم وثني الذيل
هذا هو واحد من أكثر المعلمات شيوعا لتقييم أي تشوهات ناجمة عن السمية في أجنة الزرد50،65،66. يمكن رؤية تشوهات انحناء الجسم في أنماط مختلفة تتراوح من منخفضة ، إلى معتدلة ، إلى شديدة ، مع الانحناء في منطقة الذيل بعد الكبد أو في محور الجسم الرئيسي أو حتى مع العمود الفقري نصف الدائري تماما أو أكثر من انحناء واحد في محور الجسم وفي الذيل. في جرعات الإشعاع المنخفضة ، قد لا يظهر الانحناء في جميع الأجنة ولكن يمكن أن يتطور في معظم الأجنة. مع زيادة الجرعة ، تزداد شدة الانحناء أيضا وتؤثر على جميع الأفراد. في هذه الدراسة ، لوحظت هذه التشوهات في الأجنة المعالجة بجرعة 10 GY من الإشعاع.

وذمة التامور والقلب
الأجنة المعالجة بالتعرض السام مثل الإشعاع والأدوية التي تتجاوز النطاقات المسموح بها أو بجرعات سامة تتطور أيضا إلى وذمة التامور65,66. تظهر الأجنة المعرضة للأشعة السينية وذمة التامور والقلب ، حيث يتراكم السائل في تجويف التامور والقلب ، مما يؤدي إلى تورم التامور والقلب.

وذمة كيس الصفار ، سماكة صفار البيض ، وانقباض كيس الصفار
بعد التعرض للأشعة السينية ، ينظر إلى كيس الصفار في بعض الأسماك على أنه سميك أو محتفظ به ، مما يعني سمية الأشعة السينية. في بعض الحالات ، يمكن أيضا رؤية انقباض كيس الصفار بشكل عام ، حيث يكون امتداد الصفار قصيرا ، أو تطور الوذمة في منطقة الصفار.

انخفاض حجم الرأس (صغر الرأس)
إحدى النتائج المتوقعة للإشعاع الثقيل هي انخفاض حجم الرأس ، أو صغر الرأس ، والذي يمكن تحديده عند مقارنة الأجنة المعالجة بالأجنة في المجموعة الضابطة.

تشوهات المثانة السباحة
بعد التشعيع ، ينظر إلى مثانة السباحة على أنها تقل أو تتعرض للخطر في عدد قليل من الأجنة ، ويكون تشوه المثانة السباحة أكبر في حالة الأجنة المعرضة لجرعات إشعاعية أعلى ، مما قد يساهم في انخفاض الحركة أو انخفاض قدرات السباحة في الأجنة المعرضة لجرعات عالية من الأشعة السينية.

تغير في بنية العين
يمكن أن يسبب الإشعاع تلفا هائلا في الحمض النووي وتغيرات في البروتين ، مما يؤدي في النهاية إلى موت الخلايا وتقليل أعداد الخلايا أو موت أنواع معينة من الخلايا65. يمكن أن تتأثر العين بجرعات الإشعاع الشديدة ، وقد لوحظ صغر حجم العين وانخفاض في طبقات الخلايا55.

نبضات القلب في الدقيقة (نبضة في الدقيقة)
تم حساب نبضات القلب في الدقيقة من خلال مراقبة الأجنة تحت المجهر المجسم. مع زيادة جرعة الإشعاع ، تميل نبضة في الدقيقة إلى الانخفاض (الشكل 3 ب). تم النظر في خمس يرقات لحساب نبضة في الدقيقة في كل نقطة زمنية لكل مجموعة. يمكن أن يشير انخفاض عدد ضربات القلب إلى خلل وظيفي في القلب66.

باستخدام هذا البروتوكول ، كانت جرعة الأشعة السينية البالغة 10 GY سامة بشكل واضح في أجنة الزرد المشععة عند 6 hpf. في المجموعة الضابطة والأجنة المعرضة ل 2 GY و 5 GY ، لم يكن هناك موت كبير في الأجنة (الشكل 3 أ). وبالمثل ، فإن عدد ضربات القلب في الدقيقة يشير إلى أن معدل ضربات القلب انخفض بشكل كبير مع زيادة جرعات الأشعة السينية. في المجموعة الضابطة ، في كل فترة 24 ساعة ، لوحظ زيادة معدل ضربات القلب (الشكل 3 ب). ومع ذلك ، في كل نقطة زمنية ، انخفض معدل ضربات القلب مع زيادة جرعة الإشعاع. ومع ذلك ، فإن الأجنة المعرضة ل 5 GY و 10 GY لم تظهر أي اختلافات ذات دلالة إحصائية حتى اليوم الخامس بعد الإخصاب. يشتبه في حدوث تشوه حاد في القلب والأوعية الدموية في الأجنة المعرضة لإشعاع 15 GY و 20 GY حيث انخفضت ضربات القلب بشكل كبير (الشكل 3B). كما نوقش سابقا ، يتم تصوير وتقييم عيوب النمط الظاهري والنمو المختلفة للأجنة المعرضة لجرعات متفاوتة من الإشعاع في نقاط زمنية مختلفة (الشكل 3C والشكل 4).

Figure 1
الشكل 1: مراحل تطور جنين الزرد. صور تمثيلية لمراحل مختلفة من تطور الزرد المبكر. يتم تغطية المراحل التي تصل إلى 75٪ epiboly (8 hpf). الأجنة في مرحلة الدرع. يستخدم 6 HPF (اللون الأخضر) لتوحيد الإشعاع. شريط المقياس = 276.4 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: مخطط معمم للبروتوكول. أ: تربية الأجنة وجمعها وتحديد مراحلها. (ب) الإعداد التجريبي: بذر الأجنة في ألواح الآبار والعلاج بالعقاقير. ج: أجنة المراحل المطلوبة المعرضة للإشعاع والتغيرات الظاهرية التي لوحظت بعد الإشعاع. د: مخطط لجهاز الأشعة السينية وإعداده. ه: الملاحظات، والحصول على البيانات، والتصوير. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: تأثير جرعات مختلفة من تشعيع الأشعة السينية على أجنة سمك الزرد 6 hpf . (أ) منحنى البقاء على قيد الحياة الذي يوضح الجزء الكلي الباقي من أجنة الزرد المعرضة لجرعات إشعاعية فردية تبدأ من 2 GY إلى 20 GY. (ب) عدد نبضات القلب في الدقيقة لأجنة الزرد المعرضة لجرعات مختلفة من الأشعة السينية عند 6 hpf في الأيام اللاحقة من الإخصاب. (ج) صور تمثيلية لأجنة الزرد المعرضة لجرعات متفاوتة من الإشعاع (من 2 GY إلى 20 GY) ، مشععة عند 6 hpf. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 4
الشكل 4: تمثيل التشوهات المورفولوجية المختلفة بسبب السمية الناجمة عن الإشعاع. (أ) أجنة الزرد الضابطة عند 72 hpf و (ب) الأجنة المشعة عند 72 hpf ؛ يظهر الجنين العلوي تشوهات معتدلة ، في حين أن الجنين السفلي يعاني من تشوهات شديدة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

تستخدم أسماك الزرد كنماذج قيمة في العديد من الدراسات ، بما في ذلك عدة أنواع من أبحاث السرطان. يوفر هذا النموذج منصة مفيدة لفحص المخدرات على نطاق واسع67,68. مثل أي طريقة أخرى لتقييم السمية ، فإن التقييم الكمي للتغيرات البيولوجية الرئيسية عند العلاج الإشعاعي و / أو العلاج بالعقاقير هو الجزء الأكثر أهمية في هذا البروتوكول. في هذه الأنواع من الدراسات ، يجب ألا يكون البقاء على قيد الحياة هو المعيار الوحيد لمراقبة السمية. يجب دعمه بتقييم العيوب الجسدية أو التنموية من خلال أنظمة التسجيل المناسبة. في هذه الحالة ، أيضا ، حتى 72 hpf ، لا يختلف البقاء على قيد الحياة في الأجنة كثيرا بين المجموعات التي تتعرض فيها الأجنة لجرعات الأشعة السينية من 5 GY و 10 GY و 20 GY ؛ ومع ذلك ، عندما يتم فحص التشكل العام والأنماط الظاهرية للأجنة في هذه الجرعات الخاصة ، فمن الواضح أن سمية الأشعة السينية أكثر حدة مما تظهر من خلال الرسم البياني للبقاء على قيد الحياة. شدة التشوه المورفولوجي في الأجنة في هذه الجرعات عالية جدا ، مما يعكس التغيرات في حجم الجسم الكلي ، والعيوب في النمو ، وتشوه الأعضاء الحيوية ، والتغيرات في نشاطها العام. حتى في مجموعة 15 GY و 20 GY ، لا يمكن للأجنة حتى أن تفقس من المشيم وتظهر تشوهات وافرة بطريقة تعتمد على الجرعة. وبالتالي ، لتقييم تأثير المواد السامة ، بما في ذلك الأشعة السينية القاتلة للغاية ، يجب تضمين تسجيل العيوب المورفولوجية والتنموية والفسيولوجية بكل الطرق الممكنة ، ويجب استخدام ذلك لتقييم الاستجابة الشاملة لأجنة الزرد أو الأدوية المختلفة التي تدار في سياق التجربة.

على الرغم من عدم وجود أنظمة تسجيل نهائية لتقييم السمية الإشعاعية في نموذج جنين الزرد على وجه التحديد ، فقد تم أخذ البقاء على قيد الحياة بشكل عام و / أو التغيرات المورفولوجية مثل الانحناء في الجسم ، وذمة التامور ، والتغيرات في كيس الصفار ، وصغر الرأس ، والتغيرات في المثانة والعين ، وتغيرات ضربات القلب ، والعيوب في الحركة في الاعتبار في دراسات مختلفة62 ، 63,64. يمكن تقييم بقاء الأجنة على أساس نبضات القلب أو تقييم نقاط النهاية القمية كما هو موضح في إرشادات منظمة التعاون والتنمية في الميدان الاقتصادي. في الوقت نفسه ، يمكن تسجيل التشوهات المورفولوجية التي لوحظت في مثل هذه التجارب بشكل فردي. على سبيل المثال ، تم اعتماد تسجيل ثني الذيل من قبل العديد من المحققين61.

أثناء العمل مع الزرد وإجراء هذا البروتوكول ، يجب على المرء توخي الحذر بشأن بعض الاعتبارات. وتشمل هذه مجموعة التكاثر ، والتي يجب أن تنتمي دائما إلى نفس سلالة الأسماك. يجب أن تتضمن جميع التجارب سلالة واحدة محددة مسبقا من جنين الزرد. عامل مهم آخر هو مرحلة الجنين. يحتاج المرء إلى أن يكون دقيقا في مرحلة النمو التي يتم فيها تشعيع الأجنة لأن التغيير الطفيف في التوقيت أو المرحلة سيؤدي إلى نتائج مختلفة. قد تؤثر بعض الأدوية على التطور أو تسبب أضرارا جسيمة للأجنة عند تناولها في مرحلة مبكرة من التطور ، مثل 2 hpf. في هذه الحالة ، يجب تحديد الجرعة شبه المميتة المناسبة للدواء ، ومن ثم يمكن إجراء الفحص.

يجب أن تكون معلمات تشعيع الأشعة السينية موحدة لجميع التجارب التي تم إجراؤها. الجوانب الثلاثة المهمة لتشعيع الأشعة السينية القياسي هي نوع المرشح ، وجرعة الإشعاع ونمط التشعيع ، والمسافة بين مصدر الأشعة السينية والجسم. هناك نوعان أساسيان من المرشحات المستخدمة لتوليد أشعة سينية: مرشحات الألومنيوم والمرشحات النحاسية. ومع ذلك ، تستخدم المرشحات ذات التركيبات المختلفة من النحاس والألمنيوم أو المعادن الأخرى أيضا لتوليد الأشعة السينية في حالات أخرى69. بالنسبة لأجنة الزرد ، يتم استخدام مرشح cupper هنا لإنتاج الأشعة السينية. تسمى المسافة من مصدر الأشعة السينية إلى الموضوع التجريبي بالمسافة من المصدر إلى الموضوع (SSD). في هذه الدراسة ، تم تعيين SSD ليكون 50 سم. تم إعطاء الأشعة السينية باستخدام مرشح نحاس 0.3 مم. تم إعطاء تعرض واحد للجرعة المطلوبة بمعدل جرعة 140.32 cGY / دقيقة ضمن نطاق الطول الموجي 0.01-10 نانومتر. قبل إجراء أي تجربة إشعاعية ، يجب توحيد جرعة الإشعاع المناسبة للتجربة والهدف. الغرض من الدراسة ، وتوقيت التشعيع ، وجرعة الإشعاع هي المعايير الرئيسية الثلاثة لتوحيد جرعة الإشعاع. سيشمل توقيت الإشعاع كلا من مرحلة تطور الجنين التي يجب أن يعطى فيها الإشعاع والفترة الزمنية التي سيتعرض فيها الجنين لإشعاع جرعة محددة. من المعروف أنه في مراحل النمو المبكرة ، يتم تعظيم تأثير الإشعاع. في هذا البروتوكول ، تم تشعيع الأجنة في مرحلة نمو تبلغ 6 hpf بجرعات مختلفة من الإشعاع (2 GY و 5 GY و 10 GY و 15 GY و 20 GY) وتمت ملاحظتها لمدة 5 أيام بعد الإخصاب. يجب تحديد أي انحراف عن البروتوكول المعتاد وتوحيده بوضوح.

هذا النموذج له العديد من المزايا لدراسة تأثير المحسسات الإشعاعية أو الواقيات في دراسة طولية تقريبا ، مثل القدرة على الحصول على عدة أجنة من التربية الفردية ، للتكاثر كل أسبوع من خزان والد واحد ، لوضع عدد كبير من الأجنة في مجموعات تجريبية ، لمراقبة تأثيرات النمط الظاهري في غضون أيام قليلة بعد العلاج ، ورؤية مجموعة من المتغيرات المظهرية بعد العلاج. يمكن أن يعكس هذا النموذج تأثير الإشعاع تقريبا على جميع أنظمة الجنين ، ويمكن اختبار أدوية متعددة في وقت واحد في أشكال لوحة جيدة. ومع ذلك ، فإن هذا النهج يواجه أيضا بعض القيود. على سبيل المثال ، لا يمكن لهذا النموذج تلخيص جميع التشوهات التي أظهرتها الإشعاعات في العليا والبشر. بالإضافة إلى ذلك ، فإن العديد من الدراسات القائمة على البروتين أو الميكانيكية في هذه الأسماك محدودة بسبب مشكلات توافر الكاشف ، مثل الأجسام المضادة. ومع ذلك ، على الرغم من هذه القيود ، يثبت الزرد أنه نموذج ممتاز للدراسات الإشعاعية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ولم يعلن أصحاب البلاغ عن أي مصالح متنافسة.

Acknowledgments

يتم تمويل مختبر SS ومختبر RKS من خلال منح من DBT و SERB ، الهند. APM حاصلة على زمالة ICMR ، حكومة الهند. حاصل على زمالة CSIR ، حكومة الهند. حصلت الأمم المتحدة على زمالة DST-Inspire ، حكومة الهند. تم إنشاء الشكل 2 باستخدام Biorender (https://biorender.com).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
6 Well plates Corning CLS3335 Polystyrene
B.O.D Incubator Oswald JRIC-10
Calcium Chloride Fisher Scientific 10101-41-4
Dissecting Microscope Zeiss Stemi 2000
External Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTE Polycarbonate
Glass petriplates Borosil 3165A75 Glass
GraphpadPrism GraphPad Software, Inc. Version 5.01
Kline concavity slides Himedia GW092-1PK Glass
Magnesium Chloride Sigma-Aldrich M8266
Methylene blue hydrate Sigma-Aldrich 66720-100G
Parafilm Tarsons 380020 Paraffin film
Pasteur pipettes Himedia PW1212-1X500NO Polyethylene plastic
Perforated Internal Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTI Polycarbonate
Polycarbonate Divider for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTD Polycarbonate
Polycarbonate Lid for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTL Polycarbonate
Potassium Chloride Sigma-Aldrich P5655
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S7653-5KG
Sodium hydroxide pellet SRL 1949181
Stereo Microscope Leica M205FA Leica Model/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precision X-Ray Precision X-Ray X-RAD 225XL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , Chapter 1, Unit 1.7 (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561 (2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457 (2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235 (2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14 (2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212 (2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785 (2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791 (2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720 (2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy - Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70 (0), 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma's next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44 (2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20 (2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. Cancer Research. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879 (2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259 (2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology - Biology - Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. Cancer Research. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557 (2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch's reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74 (2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196 (2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species -- An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio--A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, Suppl 1 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315 (2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928 (2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , OECD Publishing. Paris, France. (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053 (2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727 (2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647 (2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).

Tags

يرقات الزرد ، النموذج ، المحسسات الإشعاعية ، الحماة ، أبحاث الإشعاع ، نموذج الجسم الحي ، تلف الحمض النووي الناجم عن الإشعاع ، دراسات السرطان ، معدلات الإشعاع ، العلاج الإشعاعي ، فحص الأدوية ، تقييم السمية ، التعرض للإشعاع بالأشعة السينية ، الإجراء ، الموثوقية ، التكاثر
يرقات الزرد كنموذج لتقييم المحسسات الإشعاعية المحتملة أو الواقيات
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mohapatra, A. P., Parida, D.,… More

Mohapatra, A. P., Parida, D., Mohapatra, D., Nayak, U., Swain, R. K., Senapati, S. Zebrafish Larvae as a Model to Evaluate Potential Radiosensitizers or Protectors. J. Vis. Exp. (186), e64233, doi:10.3791/64233 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter