Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

זחלי דגי זברה כמודל להערכת רדיוסנסיטיזרים או מגינים פוטנציאליים

Published: August 25, 2022 doi: 10.3791/64233
Automatic Translation
*1,3, *1,3, 1,4, 2,3, 2, 1
1Tumor microenvironment and animal models lab, Institute of Life Sciences, 2Vascular Biology lab, Institute of Life Sciences, 3Regional Centre for Biotechnology, 4School of Biotechnology, KIIT University
* These authors contributed equally

Summary

דג הזברה נוצל לאחרונה כמודל לאימות משנים פוטנציאליים של קרינה. הפרוטוקול הנוכחי מתאר את השלבים המפורטים לשימוש בעוברים של דגי זברה לניסויי סינון מבוססי קרינה וכמה גישות תצפיתיות להערכת ההשפעה של טיפולים וקרינה שונים.

Abstract

דגי זברה נמצאים בשימוש נרחב במספר סוגים של מחקר מכיוון שהם אחד המודלים המתוחזקים בקלות של בעלי חוליות ומציגים מספר תכונות של מערכת מודל ייחודית ונוחה. מכיוון שתאים בעלי שגשוג גבוה רגישים יותר לנזק לדנ"א הנגרם על ידי קרינה, עוברים של דגי זברה הם מודל in vivo בחזית במחקר הקרינה. בנוסף, מודל זה מקרין את השפעת הקרינה ותרופות שונות תוך זמן קצר, יחד עם אירועים ביולוגיים מרכזיים ותגובות נלוות. מספר מחקרי סרטן השתמשו בדגי זברה, ופרוטוקול זה מבוסס על שימוש במשנים קרינה בהקשר של הקרנות וסרטן. שיטה זו יכולה לשמש בקלות כדי לאמת את ההשפעות של תרופות שונות על עוברים מוקרנים ובקרה (שאינם מוקרנים), ובכך לזהות תרופות כתרופות רגישות רדיו או תרופות הגנה. למרות שמתודולוגיה זו משמשת ברוב ניסויי סינון התרופות, פרטי הניסוי והערכת הרעילות על רקע החשיפה לקרינת רנטגן מוגבלים או מטופלים רק בקצרה, מה שמקשה על ביצועו. פרוטוקול זה מטפל בבעיה זו ודן בהליך ובהערכת רעילות עם המחשה מפורטת. הנוהל מתאר גישה פשוטה לשימוש בעוברים של דגי זברה למחקרי קרינה ולבדיקת תרופות מבוססות קרינה עם אמינות ויכולת שחזור רבה.

Introduction

דג הזברה (Danio rerio) הוא מודל ידוע של בעלי חיים שנמצא בשימוש נרחב במחקר במהלך 3 העשורים האחרונים. זהו דג מים מתוקים קטן שקל לגדל ולגדל בתנאי מעבדה. דג הזברה נמצא בשימוש נרחב במחקרים התפתחותיים וטוקסיקולוגיים שונים 1,2,3,4,5,6,7,8. דג הזברה הוא בעל פריון גבוה ודור עוברי קצר; העוברים מתאימים למעקב אחר שלבי התפתחות שונים, הם שקופים מבחינה חזותית, והם מתאימים למגוון רחב של מניפולציות גנטיות ופלטפורמות סינון בתפוקה גבוהה 9,10,11,12,13,14. מלבד זאת, דג הזברה מספק טוטו והדמיה חיה שעבורה ניתן ללמוד בקלות את תהליך התפתחותו ועיוותים שונים בנוכחות חומרים או גורמים רעילים שונים באמצעות סטריאו או מיקרוסקופ פלואורסצנטי 7,15,16.

רדיותרפיה היא אחת הדרכים הטיפוליות העיקריות המשמשות לטיפול בסרטן 17,18,19,20,21,22,23,24. עם זאת, הקרנות סרטן דורשות רדיואקטיבים פוטנציאליים כדי להגן על תאים בריאים נורמליים מפני מוות תוך הריגת תאים ממאירים או לשמור על בריאות האדם במהלך טיפול הכולל קרינה באנרגיה גבוהה 25,26,27,28,29. לעומת זאת, רדיוסנסיטיזרים חזקים נחקרים גם כדי להגביר את יעילות הקרינה להרוג תאים ממאירים, במיוחד בטיפולים ממוקדים ומדויקים 30,31,32,33. לכן, כדי לאמת רדיו-מגינים ורגישים חזקים, מודל המתאים לסינון תרופות בתפוקה גבוהה למחצה ומציג השפעות קרינה באופן מדיד מתבקש מאוד. מספר מודלים זמינים משמשים במחקרי קרינה ומעורבים בניסויי סינון תרופות. עם זאת, בעלי חוליות גבוהים יותר ואפילו מודל ה-in vivo הנפוץ ביותר, עכברים, אינם מתאימים לבדיקות סקר בקנה מידה גדול מכיוון שזה גוזל זמן, יקר ומאתגר לתכנן ניסויי סינון כאלה עם מודלים אלה. באופן דומה, מודלים של תרביות תאים אידיאליים עבור סוגים שונים של ניסויי סינון תרופות בתפוקה גבוהה34,35. עם זאת, ניסויים המערבים תרביות תאים אינם תמיד פרגמטיים, ניתנים לשחזור או אמינים מכיוון שתאים בתרבית עשויים לשנות את התנהגותם באופן ניכר בהתאם לתנאי הגידול והקינטיקה שלהם. כמו כן, סוגים שונים של תאים מראים רגישות דיפרנציאלית לקרינה. יש לציין כי מערכות תרבית תאים דו-ממדיות ותלת-ממדיות אינן מייצגות את תרחיש האורגניזם כולו, ולכן, התוצאות המתקבלות עשויות שלא לשחזר את רמת הרדיוטוקסיות בפועל36,37. בהקשר זה, דג הזברה מספק מספר יתרונות בהקרנה עבור radiosensitizers חדשים radioprotectors. קלות הטיפול, גודל המצמד הגדול, תוחלת החיים הקצרה, ההתפתחות העוברית המהירה, שקיפות העובר וגודל הגוף הקטן הופכים את דג הזברה למודל מתאים לבדיקת תרופות בקנה מידה גדול. בשל היתרונות הנ"ל, ניתן לחזור על ניסויים בקלות תוך זמן קצר, וניתן לצפות באפקט בקלות תחת מיקרוסקופ מנתח בלוחות מרובי בארות. לפיכך, דג הזברה צובר פופולריות במחקר סינון תרופות הכולל מחקרי קרינה38,39.

הפוטנציאל של דגי זברה כמודל בונאפיד לסינון משנים של קרינה הוכח במחקרים שונים 40,41,42,43,44,45. ההשפעה הרדיו-מגינה של משנים פוטנציאליים של רדיו, כגון ננו-חלקיקים DF1, אמיפוסטין (WR-2721), חלבוני תיקון DNA KU80 ו-ATM, ותאי גזע המטופויטיים מושתלים, וההשפעות של רדיוסנסיטיזרים, כגון פלבופרידול ו-AG1478, במודל דגי הזברה דווחו 19,41,42,43,44,45,46 . באמצעות אותה מערכת, ההשפעה הרדיו-מגינה של DF-1 (ננו-חלקיק פולרן) הוערכה הן ברמה המערכתית והן ברמה הספציפית לאיברים, וגם השימוש בעוברים של דגי זברה לבדיקת רדיו-פרוטקטורים נחקר עוד יותר47. לאחרונה דווח על דבש קלולוט כמגן רדיו בעוברים של דגי זברה ונמצא כי הוא מגביר את הישרדות העובר ומונע נזק ספציפי לאיברים, נזק לדנ"א התאי ואפופטוזיס48.

באופן דומה, ההשפעות הרדיו-הגנתיות של פולימרים שנוצרו באמצעות תגובתו של האנטש נבדקו על עוברים של דגי זברה בסינון בתפוקה גבוהה, וההגנה ניתנה בעיקר על ידי הגנה על התאים מפני נזק לדנ"א49. באחד המחקרים הקודמים, סטטין פלובסטטין ליפופילי נמצא כרדיוסנסיטיזר פוטנציאלי באמצעות מודל דג הזברה בגישה זו50. באופן דומה, ננו-חלקיקי זהב נחשבים לרדיו-סנסיטיזר אידיאלי ושימשו במחקרים רבים51,52.

ההתפתחות העוברית בדגי זברה כרוכה בפיצול ב-3 השעות הראשונות שבהן זיגוטה חד-תאית מתחלקת ליצירת 2 תאים, 4 תאים, 8 תאים, 16 תאים, 32 תאים ו-64 תאים שניתן לזהות בקלות באמצעות סטריאומיקרוסקופ. לאחר מכן, הוא מגיע לשלב הבלסטולה עם 128 תאים (2.25 שעות לאחר ההפריה, hpf), שבו התאים מכפילים את עצמם כל 15 דקות וממשיכים דרך השלבים הבאים: 256 תאים (2.5 hpf), 512 תאים (2.75 hpf), ומגיעים ל-1,000+ תאים תוך 3 שעות בלבד (איור 1). בשעה 4 הביצית מגיעה לשלב הכדור, ואחריו נוצרת צורת כיפה במסה העוברית 7,53,54. הגסטרולציה בדגי זברה מתחילה מ-5.25 כ"ס54, שם היא מגיעה לשלב המגן. המגן מציין בבירור את תנועת ההתכנסות המהירה של התאים לצד אחד של טבעת הנבט (איור 1), והוא שלב בולט ומובהק של עוברים מתגבשים שניתן לזהות בקלות53,54. אף על פי שחשיפה לקרינה לעוברים יכולה להיעשות בכל שלב של התפתחותם, חשיפה לקרינה במהלך גסטרולציה עשויה להיות בעלת שינויים מורפולוגיים ברורים יותר המאפשרים קריאה טובה יותר של רעילות הנגרמת על ידי קרינה55; באופן דומה, מתן תרופות לעוברים יכול להתחיל כבר 2 HPF54.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

המחקר הנוכחי נערך באישור מראש ובהתאם להנחיות הוועדה האתית המוסדית לבעלי חיים, המכון למדעי החיים, בובנסוואר. כל התחזוקה והרבייה של דגי הזברה נערכו במתקן לגידול דגי סביבה בטמפרטורה של 28.5 מעלות צלזיוס, והעוברים נשמרו באינקובטור ביקוש חמצן ביולוגי (BOD) בטמפרטורה של 28.5 מעלות צלזיוס. כאן נעשה שימוש בזן AB של דגי הזברה, וההיערכות בוצעה על פי קימל ואחרים 54. קרינת רנטגן ניתנה ב 6 HPF (שלב המגן), ופנוטיפים שונים נצפו עד 120 hpf.

1. מערך רבייה ואיסוף עוברים

  1. הגדר את מיכלי הגידול (המורכבים מפוליקרבונט, קיבולת 1 ליטר, ראה טבלת חומרים). יוצקים את מי המערכת (pH, 6.8-7.5; מוליכות, 500 μS; וטמפרטורה, 28.5 מעלות צלזיוס) לתוך מכלי הרבייה המכסים כמעט 40% מנפחם. הניחו את המחיצה במיכל כדי ליצור שני תאים, אחד לנקבות והשני לזכרים.
  2. ממיכלי ההורים, אספו בזהירות שתי נקבות בריאות וזכר בריא אחד בעזרת רשת, הכניסו אותם לחצאים המתאימים שלהם, ושמרו אותם בחושך למשך הלילה (מינימום 10 שעות) ב 28.5 מעלות צלזיוס.
  3. למחרת בבוקר, הסירו את המחיצה ואפשרו לדגים להזדווג מבלי להפריע למכלי הרבייה.
    הערה: הנקבות יתחילו להשריץ, והביצים ייראו שוכבות על קרקעית המיכל תוך 10-15 דקות לאחר שהדגים יורשו להזדווג56,57,58.
  4. להחזיר את הדגים למכלים שלהם לאחר ההשרצה, לאסוף את העוברים ממיכל הרבייה באמצעות מסננת, לשטוף אותם כראוי עם מי המערכת, ולשמור את הביצים שנאספו בצלחת פטרי עם מדיה E-3 (4.94 mM של NaCl, 0.17 mM של KCl, 0.43 mM CaCl 2, 0.85 mM של מלחי MgCl2, 1% w / v של כחול מתילן, ראו טבלת חומרים).
  5. התבוננו בביציות תחת מיקרוסקופ נתיחה, הוציאו את העוברים הלא מופרים או המתים באמצעות פיפטת פסטר, ושמרו את לוחות פטרי המכילים ביציות מופרות בתווך E-3 בטמפרטורה של 28.5 מעלות צלזיוס באינקובטור לצורך גדילתם ותחזוקתם התקינה.
    הערה: ניתן לזהות ביציות לא מופרות עם מראה לבן חלבי עם כוריון קרוש או עם תאים קרועים בתוך הכוריון. יחד עם ביציות לא מופרות, ביציות שאינן עוברות מחשוף וביציות עם עיוותים כמו אי סדרים במהלך המחשוף, למשל, אסימטריה, היווצרות שלפוחית, או פציעות של הכוריון, או שאינן מתפתחות באופן פעיל, יש להשליך כדי לשמור על העוברים שנאספו בריאים ולשמור על המדיה נקייה 7,56.

2. מעקב אחר עוברים וברירה לניסויי קרינה

  1. עקוב אחר העוברים הגדלים תחת המיקרוסקופ המנתח, זהה את השלב הנכון 7,54, והסר עוברים מתים או לא בריאים. יש להקפיד על היערכות נאותה של העובר, שכן מנות הקרינה והתרופות יינתנו בשלב מסוים של גסטרולציה.
    הערה: בכל יום, בדוק את רמת ואיכות המדיה במנות התרבות. שנה את המדיה כל 24 שעות, יחד עם הסרת עוברים מתים. פיפטות פסטר מועדפות לשימוש לקטיף עוברים או לשינוי מדיה.
  2. לפני תחילת הניסוי, בזהירות להפיץ את העוברים הבריאים בצלחות הניסוי בעזרת פיפטה פסטר. עבור כל קבוצת ניסוי, לקחת 15-20 עוברים.
    הערה: יש להניח בצלחת הניסוי רק עוברים בריאים משלבי ההתפתחות הרצויים. נניח שהטיפול התרופתי צריך להיעשות עם עוברים ב 6 hpf, ואז להתחיל לזרוע אותם בצלחות ניסיוניות לפחות 30-60 דקות קודם לכן.

3. טיפול תרופתי

  1. הוסף תרופות בריכוז הרצוי לעוברים של דגי זברה. הכינו את המדיה E-3 המכילה את התרופה זמן רב מראש. ודא כי בתמיסת המלאי של התרופה אין תרופה בלתי מומסת לפני הכנת המדיה העובדת לטיפול בעוברים של דגי זברה.
  2. לפני הוספת תרופה כלשהי למדיום לבדיקת קרינה, בדוק את ההשפעה ציטוטוקסית של התרופה עם דרגות הריכוזים של התרופה. עקוב אחר הנחיות ה- OECD כדי להעריך את LC 50 של התרופות תחת הערכה 59,60,61.
    הערה: היזהר בעת הזזת הצלחות והכלים בזמן ההקרנה או התצפית. ישנם סיכויים רבים שהלוחות יופרעו במהלך הטיפול הזה, מה שיגרום לתקשורת לדלוף החוצה מהבארות או לעוברים להישפך מהבארות שלהם, מה שעלול לזהם בארות סמוכות ולהרוס את הניסוי.

4. הקרנת רנטגן

  1. בעת הגדרת ניסוי קרינה, כלול קבוצת בקרה/לא מוקרנת וקבוצת קרינה בלבד. באופן דומה, בעת ביצוע בדיקת סמים, יש לכלול קבוצה נוספת שבה התרופות יינתנו באותו ריכוז כמו אלה שניתנו בניסוי הסינון יחד עם קרינה.
    הערה: יש לתייג הן את המכסה והן את הבסיס של צלחות באר או כלי תרבית כדי שהמכסים לא ייתפסו שלא במקומם.
  2. לפזר את העוברים בצלחת באר אם מגיני הקרינה יכולים לכסות ולהגן על הבארות הנוספות מפני קרינה בעוד הבארות האחרות חשופות למנת קרינה מסוימת; אחרת, השתמש בצלחות או דיסקים בודדים כדי לזרוע את העוברים בכל מנת קרינה.
  3. הפעל את מכשיר הקרנת קרני הרנטגן (ראה טבלת חומרים), והתחל את אתחול המכשיר וחימום.
    הערה: ערך המקור למרחק נושא (SSD) חייב להיות 50 ס"מ; אפשר להשתמש שוב בכונני SSD שונים, מה שדורש סטנדרטיזציה.
  4. הניחו את צלחת הניסוי מתחת למקרין בתוך המכונה במרכז, וודאו שהצלחת נמצאת ישירות מתחת למקור הרנטגן, ולאחר מכן קבעו את המינון (למשל, 5 GY) והתחילו את צילום הרנטגן.
    הערה: אטמו את הצלחות בסרט פרפין כדי למנוע שפיכה או זיהום לא רצוי במהלך הובלת הצלחות מהאינקובטור למקרין ובחזרה.
  5. לאחר סיום ההקרנה, הוציאו את הלוחות, כבו את תוכנית המכונה, כבו את המכונה ובדקו את הצלחות תחת המיקרוסקופ מיד לאחר הקרינה. הסר את העוברים המתים והחזיר את הצלחות לאינקובטור ב 28.5 מעלות צלזיוס. רשום את מספר העוברים המתים לאחר הערכתם תחת המיקרוסקופ המנתח.
    הערה: יש להקרין את קבוצות העוברים השונות במנות קרינה ייעודיות ללא דיחוי רב בין קבוצות בודדות, שכן השפעת הקרינה עשויה להיות מושפעת באופן משמעותי מההבדל בשלב ההתפתחותי.
    אזהרה: בעת הפעלת מכונת הרנטגן, יש לנקוט באמצעי הגנה מתאימים.

5. איסוף, הדמיה וניתוח נתונים

  1. לאסוף נתונים בפרקי זמן קבועים מראש, כגון כל 24 שעות לאחר מתן הקרינה. רשום את כל התצפיות האפשריות כגון הישרדות, יעילות בקיעה, שלב ההתפתחות, ספירת פעימות לב, עקמומיות הגוף והזנב, בצקת קרום הלב, הרחבת שק החלמון, מיקרוצפליה, התפתחות שלפוחית השתן, תנועתיות או פעילות כללית וכו '.62,63,64.
  2. כדי לצלם תמונות, בחרו עוברים מייצגים בשקופית נקייה, בדקו את העוברים מתחת למיקרוסקופ, כוונו אותם לכיוון מסוים ולחצו על תמונות. שנה את שמות קובצי התמונה בהתאם לקבוצה ולשעה.
    הערה: יש להשתמש באותה הגדלה ותאורה בעת לכידת תמונות בפרקי זמן שונים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

הפריסה הכוללת של הפרוטוקול מתוארת באיור 2. השפעת הקרינה והאפיון באופן תלוי מינון הוערכו בניתוחים הבאים.

הערכה של רעילות הנגרמת על ידי קרני רנטגן
באמצעות סטריאומיקרוסקופ הוערכו ואופיינו החריגות הבאות לאחר הטיפול התרופתי ו/או הקרינה. על פי הנחיותה-OECD 61, להערכת רעילות בדגים, נכללו ארבע נקודות קצה אפיקליות עיקריות, כולל קרישת עוברים, עיוותים בהיווצרות סומיט, אי-ניתוק הזנב משק החלמון והפחתה או היעדר דופק61. הרעילות החריפה נקבעה על סמך תוצאה חיובית בכל אחת מהחריגות הנ"ל. בנוסף לארבע נקודות הקצה העיקריות הללו, בוצעו גם תצפיות מורפולוגיות לכיפוף עמוד השדרה או הזנב, מום ראש ומיקרוצפליה, פגמים בהתפתחות, בצקת קרום הלב, עיוותים בשק החלמון, עיוותים בשלפוחית השחייה ושינויים במבנה העיניים (איור 3C ואיור 4). הניקוד עבור הרעילות הרדיוטוקסית יכול להתבסס על אחוז ההישרדות ו / או הניקוד של הפרעות מורפולוגיות שונות.

אחוז הישרדות ועקומת הישרדות
אחוז ההישרדות חושב על ידי חלוקת סך כל העוברים החיים במספר הכולל של עוברים שנלקחו לראשונה בקבוצה והכפלת התוצאה ב -100 38,50,65. לאחר מכן, הערכים המתאימים לנקודות זמן שונות ולקבוצות ניסוי שונות שורטטו כדי להשיג את עקומת ההישרדות. מחקר זה מספק את עקומת ההישרדות של עוברים שהוקרנו ב-6 HPF (איור 3A).

חריגות משמעותיות הקשורות לרעילות הנגרמת על ידי קרינה (איור 3 ואיור 4)
עקמומיות הגוף וכיפוף הזנב
זהו אחד הפרמטרים הנפוצים ביותר להערכת כל עיוותים הנגרמים על ידי רעילות בעוברים של דגי זברה 50,65,66. עיוותים בעקמומיות הגוף ניתן לראות בדפוסים שונים החל מנמוך, דרך בינוני ועד חמור, עם כיפוף באזור הזנב הפוסט-כבד או בציר הגוף הראשי או אפילו עם עמוד שדרה חצי עגול לחלוטין או יותר מכיפוף אחד בציר הגוף ובזנב. במינונים נמוכים יותר של קרינה, הכיפוף עשוי שלא להופיע בכל העוברים, אך יכול להתפתח ברוב העוברים. עם עלייה במינון, חומרת הכיפוף גם עולה ומשפיעה על כל האנשים. במחקר זה, עיוותים אלה נצפו בעוברים שטופלו במינון של 10 GY של קרינה.

בצקת קרום הלב והלב
עוברים המטופלים בחשיפות רעילות כמו קרינה ותרופות מעבר לטווחים נסבלים או במינונים רעילים מפתחים גם בצקת קרום הלב65,66. עוברים שנחשפו לקרינת רנטגן מראים בצקת קרום הלב והלב, שבה מצטבר נוזל בחלל קרום הלב והלב, וכתוצאה מכך קרום הלב והלב נפוחים.

בצקת שק החלמון, עיבוי החלמון והתכווצות שק החלמון
לאחר החשיפה לקרני רנטגן, שק החלמון בחלק מהדגים נראה מעובה או נשמר, מה שמרמז על הרעילות של קרינת רנטגן. במקרים מסוימים ניתן לראות גם התכווצות כללית של שק החלמון, כאשר הארכת החלמון קצרה, או התפתחות בצקת באזור החלמון.

הקטנת גודל הראש (מיקרוצפליה)
אחת התוצאות הצפויות של קרינה כבדה היא הקטנת גודל הראש, או מיקרוצפליה, שניתן לזהות כאשר משווים עוברים מטופלים לעוברים בקבוצת הביקורת.

עיוותים בשלפוחית השתן
לאחר הקרנה, שלפוחית השחייה נראית מופחתת או נפגעת במספר עוברים, ועיוות שלפוחית השחייה גדול יותר במקרה של עוברים הנתונים למינונים גבוהים יותר של קרינה, מה שעלול לתרום לתנועה נמוכה או לירידה ביכולות השחייה בעוברים שנחשפו למינונים גבוהים של קרני רנטגן.

שינוי במבנה העיניים
קרינה יכולה לגרום נזק עצום לדנ"א ולשינויים בחלבונים, שבסופו של דבר גורמים למוות תאי ולירידה במספר התאים או למוות של סוגי תאים ספציפיים65. העין יכולה להיות מושפעת ממנות קרינה אינטנסיביות, ונצפו גודל עיניים קטן וירידה בשכבות התאים שלה55.

פעימות לב לדקה (פעימות לדקה)
פעימות הלב לדקה נספרו על ידי התבוננות בעוברים מתחת לסטריאומיקרוסקופ. ככל שמנת הקרינה עולה, הפעימות לדקה נוטות לרדת (איור 3B). חמישה זחלים נחשבו לחישוב פעימות לדקה בכל נקודת זמן לכל קבוצה. ירידה בספירת פעימות הלב יכולה להצביע על תפקוד לקוי של הלב66.

באמצעות פרוטוקול זה, מינון קרינת רנטגן של 10 GY היה רעיל בעליל בעוברים של דגי זברה שהוקרנו ב 6 hpf. בקבוצת הביקורת ובעוברים שנחשפו ל-2 GY ו-5 GY, לא היה מוות משמעותי בעוברים (איור 3A). באופן דומה, ספירת פעימות הלב לדקה הצביעה על כך שקצב הלב ירד מאוד עם מינונים מוגברים של קרינת רנטגן. בקבוצת הביקורת, בכל מרווח של 24 שעות, קצב הלב נראה עולה (איור 3B). עם זאת, בכל נקודת זמן, קצב הלב ירד עם מינון קרינה מוגבר. עם זאת, העוברים שנחשפו ל-5 GY ו-10 GY לא הראו הבדלים משמעותיים עד היום ה-5 לאחר ההפריה. קיים חשד לעיוות קרדיווסקולרי חמור בעוברים שנחשפו לקרינה של 15 GY ו-20 GY, כאשר קצב הלב ירד מאוד (איור 3B). כפי שנדון קודם לכן, פגמים פנוטיפיים והתפתחותיים שונים מתוארים ומוערכים עבור עוברים שנחשפו למינונים שונים של קרינה בנקודות זמן שונות (איור 3C ואיור 4).

Figure 1
איור 1: שלבי התפתחות עוברים של דגי זברה. תמונות מייצגות של שלבים שונים בהתפתחות מוקדמת של דגי זברה. שלבים עד 75% אפיבולי (8 hpf) מכוסים. עוברים בשלב המגן; 6 HPF (צבע ירוק) משמש לסטנדרטיזציה של קרינה. סרגל קנה מידה = 276.4 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 2
איור 2: מתווה כללי של הפרוטוקול . (A) רבייה, איסוף עוברים ובימוי. (B) מערך ניסיוני: זריעת עוברים בצלחות באר וטיפול תרופתי. (C) עוברים בשלבים נדרשים החשופים לקרינה ולשינויים פנוטיפיים שנצפו בעקבות הקרינה. (ד) מתווה של מכונת הרנטגן והתקנתו. (ה) תצפיות, איסוף נתונים והדמיה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 3
איור 3: ההשפעה של מינונים שונים של הקרנת רנטגן על 6 עוברים של דגי זברה HPF. (A) עקומת הישרדות המראה את החלק הכולל ששרד של עוברי דגי זברה שנחשפו למנות קרינה בודדות החל מ-2 GY ועד 20 GY. (B) ספירת פעימות לב לדקה של עוברים דגי זברה שנחשפו למינונים שונים של קרינת רנטגן ב-6 HPF בימים שלאחר ההפריה. (C) תמונות מייצגות של עוברים של דגי זברה שנחשפו למינונים שונים של קרינה (מ-2 GY עד 20 GY), המוקרנים ב-6 hpf. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 4
איור 4: ייצוג של חריגות מורפולוגיות שונות כתוצאה מרעילות הנגרמת על ידי קרינה. (A) עוברים של דגי זברה ב-72 HPF ו-(B) עוברים מוקרנים ב-72 hpf; העובר העליון מראה עיוותים בינוניים, ואילו העובר התחתון יש עיוותים חמורים. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

דגי זברה משמשים כמודלים בעלי ערך במחקרים רבים, כולל סוגים שונים של חקר הסרטן. מודל זה מספק פלטפורמה שימושית לבדיקת סמים בקנה מידה גדול67,68. כמו כל שיטה אחרת להערכת רעילות, ההערכה הכמותית של השינויים הביולוגיים העיקריים בעת קרינה ו / או טיפול תרופתי היא החלק החשוב ביותר בפרוטוקול זה. במחקרים מסוג זה, הישרדות לא חייבת להיות הקריטריון היחיד לצפייה ברעילות; זה צריך להיות נתמך עם הערכה של פגמים פיזיים או התפתחותיים על ידי מערכות ניקוד נאותות. במקרה זה, גם, עד 72 hpf, ההישרדות בעוברים אינה שונה בהרבה בין הקבוצות שבהן עוברים נחשפים למנות קרינה רנטגן של 5 GY, 10 GY, ו 20 GY; עם זאת, כאשר המורפולוגיה הכוללת והפנוטיפים של העוברים נבדקים במינונים מסוימים אלה, ברור כי רעילות קרני הרנטגן חמורה יותר ממה שהיא נראית דרך גרף ההישרדות. חומרת העיוות המורפולוגי בעוברים במינונים אלה גבוהה מאוד, ומשקפת שינויים בגודל גופם הכללי, פגמים בהתפתחות, מום באיברים חיוניים ושינויים בפעילותם הכוללת. אפילו בקבוצה של 15 GY ו 20 GY, העוברים אפילו לא יכולים לבקוע מתוך הכוריון שלהם ולהראות עיוותים רבים באופן תלוי מינון. לפיכך, לצורך הערכת השפעתם של חומרים רעילים, כולל קרינת רנטגן קטלנית ביותר, יש לכלול את הניקוד של פגמים מורפולוגיים, התפתחותיים ופיזיולוגיים בכל הדרכים האפשריות, ולהשתמש בהם כדי להעריך את התגובה הכוללת של עוברי דגי זברה או תרופות שונות שניתנו במהלך הניסוי.

למרות שאין מערכות ניקוד מוחלטות להערכת רעילות רדיוטוקסית במודל העובר של דג הזברה באופן ספציפי, ההישרדות הכוללת ו / או שינויים מורפולוגיים כמו כיפוף בגוף, בצקת קרום הלב, שינויים בשק החלמון, מיקרוצפליה, שינויים בשלפוחית השחייה ובעין, שינויים בדופק ופגמים בתנועה נלקחו בחשבון במחקרים שונים62, 63,64. ניתן להעריך את הישרדות העוברים על סמך פעימות הלב או הערכת נקודות קצה אפיקליות כמתואר בהנחיות ה-OECD. יחד עם זאת, ניתן היה להבקיע את החריגות המורפולוגיות שנצפו בניסויים כאלה בנפרד; למשל, הניקוד של כיפוף זנב אומץ על ידי חוקרים רבים61.

בעת עבודה עם דגי זברה וניהול פרוטוקול זה, יש להיזהר משיקולים מסוימים. אלה כוללים את קבוצת הרבייה, אשר חייב תמיד להשתייך לאותו זן של דגים. כל הניסויים חייבים לכלול זן אחד מוגדר מראש של עובר דג זברה. גורם חשוב נוסף הוא שלב העובר; יש להקפיד על השלב ההתפתחותי בו מקרינים את העוברים, שכן שינוי קל בעיתוי או בשלב יוביל לתוצאות שונות. תרופות מסוימות עלולות להשפיע על ההתפתחות או לגרום נזק חמור לעוברים כאשר הן ניתנות בשלב מוקדם של ההתפתחות, כמו 2 hpf. במקרה זה, יש לקבוע את המינון התת-קטלני הנכון של התרופה, ולאחר מכן ניתן לבצע את ההקרנה.

הפרמטרים של הקרנת קרני רנטגן חייבים להיות אחידים לכל הניסויים שבוצעו. שלושת ההיבטים החשובים של מקרין רנטגן סטנדרטי הם סוג המסנן, מינון הקרינה ותבנית הקרינה, והמרחק בין מקור הרנטגן לאובייקט. ישנם בעיקר שני סוגים של מסננים המשמשים ליצירת קורות רנטגן: מסנני אלומיניום ומסנני נחושת; עם זאת, מסננים עם שילובים משתנים של נחושת ואלומיניום או מתכות אחרות משמשים גם כדי לייצר קרני רנטגן במקרים אחרים69. עבור עוברים של דגי זברה, מסנן הקופר משמש כאן לייצור קרני רנטגן. המרחק ממקור קרני רנטגן לנבדק הניסוי נקרא מרחק מקור לנושא (SSD). במחקר זה, כונן ה-SSD הוגדר כ-50 ס"מ. קרינת הרנטגן ניתנה באמצעות מסנן 0.3 מ"מ Cu. חשיפה אחת של המינון הרצוי ניתנה בקצב מינון של 140.32 cGY/min בטווח אורכי הגל 0.01-10 ננומטר. לפני ביצוע כל ניסוי רדיולוגי, מינון הקרינה המתאים לניסוי ולמטרה צריך להיות סטנדרטי. מטרת המחקר, עיתוי ההקרנה ומנת הקרינה הם שלושת הקריטריונים העיקריים לסטנדרטיזציה של מינון הקרינה. עיתוי הקרינה יכלול הן באיזה שלב של התפתחות העובר יש לתת את הקרינה והן את פרק הזמן שבו ייחשף העובר לקרינה במינון מוגדר. ידוע כי בשלבים התפתחותיים מוקדמים השפעת הקרינה היא מקסימלית. בפרוטוקול זה, העוברים הוקרנו בשלב התפתחותי של 6 HPF במינונים שונים של קרינה (2 GY, 5 GY, 10 GY, 15 GY ו- 20 GY) ונצפו במשך 5 ימים לאחר ההפריה. כל חריגה מהפרוטוקול הרגיל צריכה להיות מוגדרת וסטנדרטית בבירור.

למודל זה מספר יתרונות לחקר ההשפעה של רדיו-רגישים או מגינים במחקר כמעט אורכי, כגון היכולת להשיג מספר עוברים מרבייה אינדיבידואלית, להתרבות מדי שבוע ממיכל חד הורי, להניח מספר משמעותי של עוברים בקבוצות ניסוי, לצפות בהשפעות פנוטיפיות תוך מספר ימים לאחר הטיפול, ולראות ספקטרום של משתנים פנוטיפיים לאחר טיפולים. מודל זה יכול לשקף את השפעת הקרינה כמעט על כל מערכות העובר, וניתן לבדוק תרופות מרובות בו זמנית בפורמטים של צלחת היטב. עם זאת, גישה זו עומדת גם בפני מגבלות מסוימות. לדוגמה, מודל זה אינו יכול לשחזר את כל העיוותים המוצגים על ידי קרינה בבעלי חיים גבוהים יותר ובבני אדם. בנוסף, מחקרים רבים מבוססי חלבון או מכניסטיים בדגים אלה מוגבלים בשל בעיות זמינות ריאגנטים, כגון עם נוגדנים. עם זאת, למרות מגבלות אלה, דג הזברה מוכיח את עצמו כמודל מצוין למחקרים רדיולוגיים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

המחברים לא הצהירו על אינטרסים מתחרים.

Acknowledgments

המעבדה של SS והמעבדה של RKS ממומנות על ידי מענקים של DBT ו- SERB, הודו. APM היא זוכת מלגת ICMR, ממשלת הודו. DP היא זוכת מלגת CSIR, ממשלת הודו. האו"ם זכה במלגת DST-Inspire, ממשלת הודו. איור 2 נוצר באמצעות Biorender (https://biorender.com).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
6 Well plates Corning CLS3335 Polystyrene
B.O.D Incubator Oswald JRIC-10
Calcium Chloride Fisher Scientific 10101-41-4
Dissecting Microscope Zeiss Stemi 2000
External Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTE Polycarbonate
Glass petriplates Borosil 3165A75 Glass
GraphpadPrism GraphPad Software, Inc. Version 5.01
Kline concavity slides Himedia GW092-1PK Glass
Magnesium Chloride Sigma-Aldrich M8266
Methylene blue hydrate Sigma-Aldrich 66720-100G
Parafilm Tarsons 380020 Paraffin film
Pasteur pipettes Himedia PW1212-1X500NO Polyethylene plastic
Perforated Internal Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTI Polycarbonate
Polycarbonate Divider for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTD Polycarbonate
Polycarbonate Lid for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTL Polycarbonate
Potassium Chloride Sigma-Aldrich P5655
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S7653-5KG
Sodium hydroxide pellet SRL 1949181
Stereo Microscope Leica M205FA Leica Model/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precision X-Ray Precision X-Ray X-RAD 225XL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , Chapter 1, Unit 1.7 (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561 (2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457 (2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235 (2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14 (2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212 (2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785 (2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791 (2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720 (2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy - Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70 (0), 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma's next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44 (2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20 (2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. Cancer Research. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879 (2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259 (2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology - Biology - Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. Cancer Research. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557 (2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch's reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74 (2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196 (2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species -- An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio--A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, Suppl 1 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315 (2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928 (2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , OECD Publishing. Paris, France. (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053 (2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727 (2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647 (2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).

Tags

זחלי דגי זברה מודל רדיוסנסיטיזרים מגנים מחקר קרינה מודל In Vivo נזק לדנ"א הנגרם על ידי קרינה מחקרי סרטן משנים קרינה רדיותרפיה בדיקת תרופות הערכת רעילות חשיפה לקרינת רנטגן הליך אמינות שחזור
זחלי דגי זברה כמודל להערכת רדיוסנסיטיזרים או מגינים פוטנציאליים
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mohapatra, A. P., Parida, D.,… More

Mohapatra, A. P., Parida, D., Mohapatra, D., Nayak, U., Swain, R. K., Senapati, S. Zebrafish Larvae as a Model to Evaluate Potential Radiosensitizers or Protectors. J. Vis. Exp. (186), e64233, doi:10.3791/64233 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter