Summary
Denna studie beskriver en teknik för att etablera en silikosråttmodell med inandning av kiseldioxid genom hela kroppen i en inhalationskammare. Råttorna med silikos kunde efterlikna den patologiska processen vid human silikos på ett enkelt, kostnadseffektivt sätt med god repeterbarhet.
Abstract
Den främsta orsaken till silikos är inandning av kiseldioxid i arbetsmiljön. Trots vissa anatomiska och fysiologiska skillnader fortsätter gnagarmodeller att vara ett viktigt verktyg för att studera mänsklig silikos. För silikos måste den klassiska patologiska processen kunna induceras via inandning av nybildade kvartspartiklar, vilket innebär att man specifikt inducerar mänskliga arbetssjukdomar. Denna studie beskrev en teknik för att etablera och effektivt efterlikna den patologiska dynamiska evolutionsprocessen av silikos. Dessutom hade tekniken god repeterbarhet utan kirurgi. Inhalationsexponeringssystemet tillverkades, validerades och användes för toxikologiska studier på inandning av respirabla partiklar. De kritiska komponenterna var följande: (1) bulktorr SiO2-pulvergenerator justerad med en luftflödesregulator; 2) 0,3 m3 exponeringskammare för helkroppsinandning med plats för upp till 3 vuxna råttor. (3) ett övervaknings- och kontrollsystem för reglering av syrekoncentration, temperatur, luftfuktighet och tryck i realtid; och (4) en barriär och ett avfallshanteringssystem för att skydda laboratorietekniker och miljön. Sammanfattningsvis rapporterar detta protokoll inandningen via hela kroppen, och inhalationskammaren skapade en tillförlitlig, rimlig och repeterbar silikotisk modell för råttor med låg dödlighet, mindre skador och mer skydd.
Introduction
Silikos, som orsakas av inandning av kiseldioxid, är den allvarligaste arbetssjukdomen i Kina och står för mer än 80 % av det totala antalet rapporter om arbetssjukdomar varje år1. Etiologin för silikos är klar, och den kan förebyggas och kontrolleras, men ingen effektiv behandlingsmetod finns tillgänglig2. Många läkemedel har visat sig vara effektiva i grundstudier, men de har oprecisa kliniska effekter 3,4. Därför behöver de patologiska och fysiologiska mekanismerna för silikos fortfarande utforskas.
Många studier har använt en engångsinfusion av kiseldioxid i luftstrupen hos råttor eller möss för att undersöka patogenesen av silikos 5,6. Även om dessa silikotiska modeller från gnagare kunde erhållas på kort tid7, hade dessa metoder fortfarande utmaningar, såsom djurtrauma och hög dödlighet. Vissa studier har involverat ingjutning av lagrad kiseldioxid i lungorna för att inducera en ospecifik lungreaktion, men nämnde inte silikotiska knölar hos möss8. Dessutom, bortsett från akut silikos, inducerade kronisk exponering för kiseldioxid i arbetsmiljöer signifikant lägre lunginflammation och förhöjda nivåerna av anti-apoptotiska markörer, snarare än pro-apoptotiska markörer, i lungorna9. Därför behövs en tillförlitlig, rimlig och repeterbar djurmodell för att utforska patogenesen av silikos ytterligare.
Den aktuella studien beskriver en metod för att efterlikna sjukdomsprocessen hos patienter med silikos genom inhalation av kiseldioxid via hela kroppen, lufttillförda partiklar i en inhalationskammare, som bestod av en luftlevererad kiseldioxidgenerator, en helkroppskammare och ett avfallshanteringssystem. Denna metod är enkel, lätt att använda och efterliknar effektivt den patologiska dynamiska evolutionsprocessen av silikos. Dessutom identifieras många möjliga mekanismer och patogenesen av silikos med hjälp av denna metod 10,11,12. Det föreslagna protokollet förväntas bidra till ytterligare undersökningar inom det relaterade området silikosforskning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurförsök utfördes i enlighet med United States National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals och godkändes av kommittén för etik vid North China University of Science and Technology (protokollkod LX2019033 och 2019-3-3 för godkännande). Wistar-hanråttor, 3 veckor gamla, användes för den aktuella studien. Alla råttor hölls i statiska burar med träspån. Djuren hölls i en 12 timmar/12 timmars ljus/mörker-cykel och försågs med mat och vatten ad libitum. Uppföljande experiment utfördes efter 1 veckas adaptiv utfodring.
1. Beredning av djur
- Vid ankomsten ska du inhysa alla råttor i ett specifikt patogenfritt (SPF) rum.
- Dela slumpmässigt in de friska råttorna i två grupper (n = 10): kontrollråttor som andas in ren luft och råttor med silikos som andas in kiseldioxid.
2. Beredning av kiseldioxid
VARNING: Kvartsdamm som andas in av människokroppen kan skada lungorna. Därför måste individer bära overaller, medicinska handskar och skyddsmasker (N95) under operationer.
- Jorda kiseldioxidpartiklarna (se materialtabell) med ett agatbruk i 1.5 timmar före varje exponering. Detta beror på att nysprucken kvarts producerar större mängder aktiva syrearter än åldrad kvarts13, och kiseldioxid med en diameter på 1-5 μm är den mest patogena.
- Väg kiseldioxiden (30 g) med en elektronisk våg efter malning, lägg den i en glasbehållare och grädda den vid 180 °C i 6 timmar i en elektrisk lufttork (se materialtabell) för att eliminera patogener från ytan av kiseldioxidpartiklarna.
3. Kiseldioxidexponering för råttor
- Anslut insprutningen och de kommersiellt tillgängliga generatorsystemen (se materialtabell) och placera kiseldioxiden (30 g) i generatorn. Kontrollera om anslutningsledningen är normal, om nätsladden är ansluten och om strömförsörjningen är normal.
- Kontrollera vattennivån i spraytornet och luftfuktaren på avgasreningsanordningen (se materialtabell) manuellt och fyll på vatten om det är otillräckligt (inte upp till standardlinjen).
- Tillsätt kranvatten till avgasreningsanordningens spraytorn och destillerat vatten till luftfuktaren (Figur 1).
- Slå på avgasurladdningsanordningen (se materialförteckning) och luftkällans strömbrytare för att bekräfta om insidan av skyddsskåpet är i undertryckstillstånd.
- Kontrollera att vätskeblandningen, pulverblandningen, rengasflödeskontrollventilerna och avloppsvattenutloppsventilen under inandningskammaren är stängda.
- Placera totalt 10 råttor i inhalationskammaren (se Materialförteckning) och stäng inhalationsfacket och de skärmade skåpdörrarna.
- Ställ in följande experimentella parametrar på instrumentpanelen eller i datorn: skåptryck: -50 till -30 Pa; syrekoncentration: 21%; skåpets temperatur: 26-30 °C; luftfuktighet: 30% -70%; dammingångshastighet: 2,0-2,5 ml / min; och dammkoncentration i skåp: 60 ± 5 mg/m3.
OBS: Observera experimentdata och utrustningsstatus kontinuerligt under experimentet. Larmet om utrustningsfel föranledde snabb bearbetning.- Utsätt varje djur för kiseldioxid kontinuerligt i 3 timmar per dag, 5 dagar i veckan, och låt djuren i kontrollgruppen andas in ren luft.
- När experimentet är klart, stäng kontrollventilen för blandad gas och öppna flödesventilen för ren gas. Injicera den rena gasen kontinuerligt i inhalationskammaren.
OBS: I den aktuella studien injicerades det rena gasflödet (7,0-7,5 m3/h) i minst 20 minuter tills den giftiga gasen i inandningskammaren var helt utbytt.- Stäng ventilen för ren luft, öppna dörren, ta ut råttorna och skicka tillbaka dem till det patogenfria rummet.
- Ta bort råttstället och grenrörskomponenterna i följd och placera dem i diskhon för rengöring. Efter sköljning, stäng den automatiska rengöringsventilen och öppna luckan.
- Torka av innerväggen med en ren trasa eller slå på den rena gasen för att torka tanken. Utför slutligen desinfektionen. Efter rengöring och desinficering med 75 % etanol stänger du avgasluckan och öppnar dörren till inhalationskabinen så snart som möjligt för att avdunsta fukten, så att insidan av inhalationskabinen förblir torr.
- Kontrollera kiseldioxidkoncentrationen i skåpet med en omfattande atmosfärisk provtagare enligt tillverkarens instruktioner (se materialförteckning) två gånger i veckan för att säkerställa stabiliteten hos kiseldioxidkoncentrationen under experimentet. Kalibrera den atmosfäriska provtagaren före provtagning.
- Använd en digital analysvåg med en panna för gravimetrisk bestämning. Den beräknade kiseldioxidkoncentrationen var 65 mg/m3 (figur 1 och tabell 1).
OBS: Väg filterpapperet före och efter absorptionen av kiseldioxid. Koncentrationen av kiseldioxid beräknades med hjälp av följande formel12:
där W2 = filtrerpapperets vikt efter provtagning, W1 = filtrerpapperets vikt före provtagning och V = luftvolym.
- Använd en digital analysvåg med en panna för gravimetrisk bestämning. Den beräknade kiseldioxidkoncentrationen var 65 mg/m3 (figur 1 och tabell 1).
4. Förvärv och fixering av lungvävnader
- Avliva råttorna genom intraperitoneal injektion av pentobarbital (100 mg/kg kroppsvikt) och lidokain (4 mg/kg kroppsvikt). Bedöm dödsfallet genom förlust av hjärtslag14.
- I slutet av experimentet, fixera höger nedre lunga, njure, lever, mjälte och ben med 4% paraformaldehyd i minst 24 timmar, bädda in i paraffin och skär i 5 μm sektioner 7,15.
5. Färgning av hematoxylin och eosin (H&E)
- Avparaffinisera paraffinsektionerna i xylol (se materialförteckning) två gånger i 10 minuter vardera16 och rehydrera i 100 % etanol, 95 % etanol, 90 % etanol, 80 % etanol, 70 % etanol och destillerat vatten i 3 minuter vardera.
- Fläcka sektionerna med hematoxylin (se Materialtabell) i 5 minuter och tvätta sedan sektionerna med vatten10.
- Lägg sektionerna i 2% saltsyra och sedan i destillerat vatten tills färgen ändras till blå.
- Fläcka sektionerna med eosin i 1 min, torka dem med 95 % etanol, gör dem genomskinliga med xylen, försegla dem med neutralt gummi och observera under ett ljusmikroskop12.
6. Immunhistokemisk färgning
- Tvätta paraffinsektionerna rutinmässigt med vatten.
- Exponera antigenerna vid högt tryck (60 kPa) och hög temperatur (100 °C) i 80 s och blockera sedan med en endogen peroxidasblockerare (3 %) i 15 minuter för att eliminera de endogena peroxidaserna7.
- Inkubera proverna med antikroppar riktade mot CD68 (1:200 spädning – tillsätt 4 μl CD68 till 396 μL antikroppsspädningsvätska, se materialförteckning) vid 4 °C över natten.
- Inkubera proverna med en sekundär antikropp (HRP-konjugerad get-anti-mus-IgG-polymer; se materialtabell) vid 37 °C i 30 minuter och tvätta sedan proverna med 1x PBS.
- Visualisera immunreaktiviteten med 3,3-diaminobenzidin (DAB; se materialtabell). Efter applicering av DAB på vävnaden, observera färgningen av vävnaden under ett ljusmikroskop10.
OBS: Färgningstiden varierade från några sekunder till några minuter beroende på vävnadens färgningstid. Färgningsproceduren avbröts genom att sektionerna placerades i vatten. I denna studie representerade den bruna färgningen av vävnaden det positiva uttrycket av CD68. Alla antikroppar späddes i 1x PBS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med hjälp av den föreslagna metoden undersöktes några potentiella mekanismer och patogenesen av silikos hos råttor. Inhalationskammarens schematiska bild visas i figur 1. Kammaren bestod av en luftlevererad kiseldioxidgenerator, en helkroppskammare och ett avfallshanteringssystem, som tidigare beskrivits17. Lungfunktioner, nivåer av inflammatoriska faktorer i serum och lunga, kollagendeposition och myofibroblastdifferentiering rapporterades i de tidigare studierna 10,18,19. Det differentiella uttrycket av miRNA, lncRNA och mRNA rapporterades i våra tidigare rapporter 20,21,22. Inga råttor dog efter exponering för kiseldioxid i de tidigare nämnda studierna med flera satser.
De klassiska patologiska egenskaperna hos råttor med silikos sammanfattades tidigare23. De silikotiska nodulerna bestod av kiseldioxidhaltiga makrofager. Figur 2 visar kollagendepositionen hos råttor med silikos. Den polariserade linsen avslöjade kiseldioxid i makrofager. Figur 3 visar den dynamiska utvecklingen av silikotiska knölar genom immunhistokemisk färgning av CD68; Andra alternativa markörer inkluderade inducerbart kväveoxidsyntas eller arginas-124. Som tidigare nämnts23 uppvisade råttorna som exponerats för kiseldioxid under 24 veckor synliga och observerbara lesioner, inklusive kollagenavlagring i silikotiska knölar, periodisk syra-Schiff-positiv färgning och försämrade lungfunktioner. Å andra sidan uppvisade de andra organen (hjärta, mjälte och lever) inga morfologiska skillnader mellan kontrollråttor och råttor med silikos (Figur 4). Njurarna hos råttor som exponerats för kiseldioxid i 24 veckor hade milda degenerativa förändringar i de proximala krökta tubuli. Den onormala benmetabolismen var väl dokumenterad i våra tidigare studier10,17. Sammantaget visade dessa studier att det föreslagna protokollet skulle kunna efterlikna utvecklingen av silikos hos människor väl.
Figur 1: Schematisk bild av exponeringskontrollapparaten. (A) Luftmatad kiseldioxidgenerator. B) Helkroppskammare. (C) Instrumentpaneler. D) Apparater för kontroll av exponering. E) Alla komponenter är sammansatta för att bilda ett fungerande instrument. Kammaren består av en luftlevererad kiseldioxidgenerator, en helkroppskammare och ett avfallshanteringssystem. (F,G) Luftdetektor. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: H&E-färgning och kollagendeposition hos råttor med silikos. H&E-färgning av råttor som exponerats för kiseldioxid i 2 och 24 veckor. Den alveolära strukturen hos råttor var fortfarande intakt och den alveolära väggen var förtjockad efter 2 veckors inandning av kiseldioxid. Den alveolära strukturen hos råttor försvann och stora områden med fibros bildades efter 24 veckors inhalation av kiseldioxid. Kiseldioxidpartiklarna fångades i lungloberna hos råttor (2 och 24 veckor), och kollagenfibrerna hos råttor (24 veckor) observerades under ett polariserat ljusmikroskop. Skalstapel: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Dynamisk utveckling av silikotiska knölar detekterade genom immunhistokemisk färgning av CD68. (A) När exponeringstiden ökade (från 2 till 24 veckor) ökade arean av silikotiska knölar gradvis, och de intilliggande silikotiska knölarna smälte gradvis samman till stora knölar. (B) Mönstret av kiselnoduler. Skalstapel: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: H&E-färgning av lungor, njurar, lever, mjälte och ben hos kontrollråttor och råttor med silikos. A) H&E-färgning av lungor, njurar, lever, mjälte och ben hos kontrollråttor. Skalstreck: 1 mm. (B) H&E-färgning av lungor, njurar, lever, mjälte och ben hos kontrollråttor. Skalstreck: 50 μm. Multipla fibrotiska lesioner av varierande storlek bildades hos råttor som exponerats för kiseldioxid jämfört med kontrollråttorna. Inga signifikanta skillnader i njure, lever och mjälte hittades mellan kontrollråttor och råttor med silikos, men benförlusten observerades hos råttor med silikos. C) H&E-färgning av lungor, njurar, lever, mjälte och ben hos råttor med silikos. Skalstreck: 1 mm. (D) H&E-färgning av lungor, njurar, lever, mjälte och ben från råttor med silikos. Skalstapel: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
| Mättid (min) | Volym (L) | W1 (g) | W2 (g) | Koncentrationer (mg/m3) |
| 10 | 460 | 0.40 | 0.43 | 65.22 |
| 20 | 923 | 0.40 | 0.46 | 65.01 |
| 30 | 1404 | 0.40 | 0.49 | 64.1 |
Tabell 1: Koncentrationer av kiseldioxid i helkroppskammaren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Som den främsta orsaken till silikos spelar kiseldioxid en avgörande roll vid formning. De kiseldioxidpartiklar som inhaleras av patienter med pneumokonios är färska, fria kiseldioxidpartiklar som produceras genom mekanisk skärning. Kiseldioxid kan generera reaktiva syreföreningar antingen direkt på nyklyvda partikelytor eller indirekt genom sin effekt på makrofagerna25. Därför är slipning av kiseldioxidpartiklar av stor betydelse. I det föreslagna protokollet maldes kiseldioxid med agatmortel i mer än 90 minuter för att göra det finare, mer oregelbundet och öka ytan. Som rapporterats får de luftburna koncentrationerna av kristallin kvarts26 inte vara lägre än 0,05 mg/m3. Detta protokoll kan dock ha problem med felaktiga dammkoncentrationer; Osäkerheten i dammkoncentrationen var främst förknippad med frånvaron av ett inbyggt system för övervakning av dammkoncentrationen. Den faktiska kiseldioxidkoncentrationen beräknades med hjälp av massan av SiO2 som kommer in i dammskåpet och gasflödeshastigheten. Volymen av SiO2 baserades på hastigheten på den roterande plattan, snarare än massan av SiO2 som faktiskt kom in i skåpet. Möjliga lösningar på problemet var därför att kontrollera volymen kiseldioxid i kammaren två gånger i veckan för att säkerställa att råttorna exponerades för samma volym kiseldioxid varje gång eller att placera en koncentrationsmätare i dammkammaren, vilket var den bästa lösningen.
Begränsningarna med denna modell var också uppenbara: (1) förhållandet mellan exponeringsdosen och dess biologiska effekt är endast ungefärligt eftersom luftvägarna hos råttor skiljer sig från hos människor; 2) Osäkerheten i stoftkoncentrationen förelåg. (3) metoden krävde inköp av specialutrustning; 4) Dammkammarens volym och antalet damminfekterade råttor var begränsat. (5) Modellen med silikos hos möss kunde inte konstrueras eftersom luftvägarna hos möss var trånga och kvartsdamm inte kunde deponeras i lungorna. Dessutom var musmodellen billigare, och det var lätt att generera transgena eller KO-möss.
Den konventionella konstruktionen av djurmodellen för silikos omfattade huvudsakligen två metoder: bronkialinjektion och inhalation av SiO2. Vid bronkialinjektion var dödligheten nära relaterad till perfusionsdosen, och den invasiva operationen orsakade oundvikligen ytterligare kollaterala skador27. För att ersätta den intratrakeala injektionsmodellen etablerade vissa forskare en silikosmodell med hjälp av en ultraljudsatomiserad kiseldioxidsuspension för inhalation28. Ultraljudsatomisering kunde dock inte kontrollera koncentrationen av kiseldioxid i luften efter atomisering, repeterbarheten var dålig och typiska fibrotiska lesioner kunde inte bildas med denna modelleringsmetod. En annan ekonomisk, praktisk och effektiv modell var musens näsdropp modell29, men denna metod injicerade flytande kiseldioxid i luftstrupen och var inte lika bra som att andas in den. Exponeringskontrollapparaten har ett system med flera luftintag så att kiseldioxiden i inandningskammaren är jämnt fördelad, uppgifterna är korrekta och dammfördelningen i dammkammaren är enhetlig. Därför var testmiljön stabil under lång tid, och relevanta parametrar observerades och registrerades när som helst.
Betydelsen av att etablera modeller för djursjukdomar eller skador är att i största möjliga utsträckning efterlikna den patologiska processen för sjukdom eller skada som orsakas av patogena faktorer. Därför är en bra djurmodell så lik människans sjukdom som möjligt. Genom inandning av kiseldioxid kunde råttorna fritt andas in patogena kiseldioxidpartiklar i dammkammaren. De veckovisa och dagliga exponeringssessionerna efterliknade också helt arbetstiden för pneumokoniosarbetare. Med hjälp av denna modelleringsmetod identifierade vi patologiska förändringar såsom epitel-mesenkymal övergång, aktivering av överföringstillväxtfaktorsignaler, aktivering av makrofager och aktivering av senescensrelaterade signaler under silikos hos råttor. En del av resultaten bekräftades i proverfrån människa 18. Nyligen har vi också börjat studera de dynamiska patologiska förändringarna i utvecklingen av silikos med denna metod23.
Detta enkla, billiga och lätt repeterbara protokoll är också av stor betydelse i en tid då förekomsten av silikos gör comeback i världen30. Efter 8 veckors inhalationsexponering för 100 mg kvarts/m3 fanns 20 % kiseldioxid kvar i råttlungorna efter 6 och 12 månader31. Forskarna undersökte också i vilken utsträckning ett djur i en liknande anordning kunde andas in och ut luft; Koncentrationen av den gas som djuren andades in förändrades något32. Protokollet är fortfarande mycket lovande, till exempel genom att kombinera det med mikrodatortomografi för att observera den dynamiska utvecklingen av silikos och kombinera det med transkriptomdatabasen för att verifiera den patologiska processen av silikos och validera nya antiinflammatoriska och antifibrotiska systemiska terapier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna deklarerar att det inte föreligger någon intressekonflikt.
Acknowledgments
Detta arbete finansierades av National Natural Science Foundation of China (82003406), Natural Science Foundation of Hebei Province (H2022209073) och Science and Technology Project of Hebei Education Department (ZD2022127).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Air detector (compressive atmospheric sampler) | Qingdao Xuyu Environmental Protection Technology Co. LTD | ||
| Anatomical table | No specific brand is recommended. | ||
| Antibody of CD68 | Abcam | ab201340 | |
| DAB | ZSGB-BIO | ZLI-9018 | |
| Electric heating air-blowing drier | Shanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LTD | ||
| Electronic balance | OHRUS | ||
| Embedding machine | leica | ||
| Exhaust gas discharge device | HOPE Industry and Trade Co. Ltd. | ||
| Generator systems | HOPE Industry and Trade Co. Ltd. | ||
| Gloves (thin laboratory gloves) | The secco medical | ||
| Hematoxylin and eosin | BaSO Diagnostics Inc. | BA4025 | |
| HOPE MED 8050 exposure control apparatus | HOPE Industry and Trade Co. Ltd. | ||
| Inhalation chamber | HOPE Industry and Trade Co. Ltd. | ||
| Injection syringe | No specific brand is recommended. | ||
| Light microscope | olympus | ||
| Object slide | shitai | ||
| PV-6000 (HRP-conjugated goat anti-mouse IgG polymer) | Beijing Zhongshan Jinqiao Biotechnology Co. Ltd | s5631 | |
| Silicon dioxide | Sigma-Aldrich | ||
| Slicing machine | leica | RM2255 | |
| Waste gas treatment device | HOPE Industry and Trade Co. Ltd. | ||
| Wet box | Cooperative plastic Products Factory | ||
| Xylol | Tianjin Yongda Chemical Reagent Co., LTD |
References
- Li, J., et al. The burden of pneumoconiosis in China: an analysis from the Global Burden of Disease Study. BMC Public Health. 22 (1), 1114 (2019).
- The Lancet Respiratory Medicine. The world is failing on silicosis. The Lancet. Respiratory Medicine. 7 (4), 283 (2019).
- Li, T., Yang, X., Xu, H., Liu, H. Early identification, accurate diagnosis, and treatment of silicosis. Canadian Respiratory Journal. 3769134, (2022).
- Adamcakova, J., Mokra, D. New insights into pathomechanisms and treatment possibilities for lung silicosis. International Journal of Molecular Sciences. 22 (8), 4162 (2021).
- Li, Y., et al. Thalidomide alleviates pulmonary fibrosis induced by silica in mice by inhibiting ER stress and the TLR4-NF-κB pathway. International Journal of Molecular Sciences. 23 (10), 5656 (2022).
- Zhang, E., et al. Exosomes derived from bone marrow mesenchymal stem cells reverse epithelial-mesenchymal transition potentially via attenuating Wnt/β-catenin signaling to alleviate silica-induced pulmonary fibrosis. Toxicology Mechanisms and Methods. 31 (9), 655-666 (2021).
- Li, S., et al. N-Acetyl-Seryl-Asparyl-Lysyl-Proline regulates lung renin angiotensin system to inhibit epithelial-mesenchymal transition in silicotic mice. Toxicology and Applied Pharmacology. 408, 408 (2020).
- Walters, E. H., Shukla, S. D. Silicosis: Pathogenesis and utility of animal models of disease. Allergy. 76 (10), 3241-3242 (2021).
- Langley, R. J., Mishra, N. C., Peña-Philippides, J. C., Hutt, J. A., Sopori, M. L. Granuloma formation induced by low-dose chronic silica inhalation is associated with an anti-apoptotic response in Lewis rats. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part A. 73 (10), 669-683 (2010).
- Jin, F., et al. Ac-SDKP Attenuates activation of lung macrophages and bone osteoclasts in rats exposed to silica by inhibition of TLR4 and RANKL signaling pathways. Journal of Inflammation Research. 14, 1647-1660 (2021).
- Xu, H., et al. A new anti-fibrotic target of Ac-SDKP: inhibition of myofibroblast differentiation in rat lung with silicosis. PloS One. 7 (7), e40301 (2012).
- Li, S., et al. Ac-SDKP increases α-TAT 1 and promotes the apoptosis in lung fibroblasts and epithelial cells double-stimulated with TGF-β1 and silica. Toxicology and Applied Pharmacology. 369, 17-29 (2019).
- Vallyathan, V., Shi, X. L., Dalal, N. S., Irr, W. Generation of free radicals from freshly fractured silica dust. Potential role in acute silica-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 138 (5), 1213-1219 (1988).
- Khoo, S. Y., Lay, B. P. P., Joya, J., et al. Local anesthetic refinement of pentobarbital euthanasia reduces abdominal writhing without affecting immunohistochemical endpoints in rats. Lab Anim. 2018 (52), 152-162 (2018).
- Chooi, K. F., Rajendran, D. B. K., Phang, S. S. G., Toh, H. H. A. The dimethylnitrosamine induced liver fibrosis model in the rat. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), (2016).
- Valentin, J., Frobert, A., Ajalbert, G., Cook, S., Giraud, M. -N. Histological quantification of chronic myocardial infarct in rats. Journal of Visualized Experiments. 118 (118), (2016).
- Zhang, H., et al. silicosis decreases bone mineral density in rats. Toxicology and Applied Pharmacology. 348, 117-122 (2018).
- Zhang, B., et al. Targeting the RAS axis alleviates silicotic fibrosis and Ang II-induced myofibroblast differentiation via inhibition of the hedgehog signaling pathway. Toxicology Letters. 313, 30-41 (2019).
- Li, S., et al. Silica perturbs primary cilia and causes myofibroblast differentiation during silicosis by reduction of the KIF3A-repressor GLI3 complex. Theranostics. 10 (4), 1719-1732 (2020).
- Gao, X., et al. Pulmonary silicosis alters microRNA expression in rat lung and miR-411-3p exerts anti-fibrotic effects by inhibiting MRTF-A/SRF signaling. Molecular therapy. Nucleic Acids. 20, 851-865 (2020).
- Cai, W., et al. Differential expression of lncRNAs during silicosis and the role of LOC103691771 in myofibroblast differentiation induced by TGF-β1. Biomedicine & Pharmacotherapy. 125, (2020).
- Cai, W., et al. Transcriptomic analysis identifies upregulation of secreted phosphoprotein 1 in silicotic rats. Experimental and Therapeutic. 21 (6), (2021).
- Li, Y., et al. Minute cellular nodules as early lesions in rats with silica exposure via inhalation. Veterinary Sciences. 9 (6), 251 (2022).
- Mao, N., et al. Glycolytic reprogramming in silica-induced lung macrophages and silicosis reversed by Ac-SDKP treatment. International Journal of Molecular Sciences. 22 (18), 10063 (2021).
- Hamilton, R. F., Thakur, S. A., Holian, A. Silica binding and toxicity in alveolar macrophages. Free Radical Biology and Medicine. 44 (7), 1246-1258 (2008).
- Park, R., et al. Exposure to crystalline silica, silicosis, and lung disease other than cancer in diatomaceous earth industry workers: a quantitative risk assessment. Occupational and Environmental. 59 (1), 36-43 (2002).
- Honnons, S., Porcher, J. M. In vivo experimental model for silicosis. Journal of Environmental Pathology, Toxicology and. 19 (4), 391-400 (2000).
- Lakatos, H. F., et al. Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation. Experimental Lung Research. 32 (5), 181-199 (2006).
- Li, B., et al. A suitable silicosis mouse model was constructed by repeated inhalation of silica dust via nose. Toxicology Letters. 353, 1-12 (2021).
- Hoy, R. F., Chambers, D. C.
- Davis, G. S. Pathogenesis of silicosis: current concepts and hypotheses. Lung. 164 (3), 139-154 (1986).
- Moss, O. R., James, R. A., Asgharian, B. Influence of exhaled air on inhalation exposure delivered through a directed-flow nose-only exposure system. Inhalation Toxicology. 18 (1), 45-51 (2006).
