Summary
Het huidige protocol beschrijft een muismodel van de ablatie van adrenerge innervatie door het superieure cervicale ganglion te identificeren en te reseceren.
Abstract
Groeiend bewijs suggereert dat het sympathische zenuwstelsel een belangrijke rol speelt bij de progressie van kanker. Adrenerge innervatie reguleert de speekselkliersecretie, circadiaans ritme, maculaire degeneratie, immuunfunctie en hartfysiologie. Murine chirurgische sympathectomie is een methode voor het bestuderen van de effecten van adrenerge innervatie door volledige, unilaterale adrenerge ablatie mogelijk te maken, terwijl de noodzaak van herhaalde farmacologische interventie en de bijbehorende bijwerkingen wordt vermeden. Chirurgische sympathectomie bij muizen is echter technisch uitdagend vanwege de kleine omvang van het superieure cervicale ganglion. Deze studie beschrijft een chirurgische techniek voor het betrouwbaar identificeren en reseceren van het superieure cervicale ganglion om het sympathische zenuwstelsel te aborteren. De succesvolle identificatie en verwijdering van het ganglion worden gevalideerd door de fluorescerende sympathische ganglia in beeld te brengen met behulp van een transgene muis, het syndroom van Horner na resectie te identificeren, kleuring voor adrenerge markers in de gereseceerde ganglia en waargenomen verminderde adrenerge immunofluorescentie in de doelorganen na sympathectomie. Dit model maakt toekomstige studies van kankerprogressie mogelijk, evenals andere fysiologische processen die worden gereguleerd door het sympathische zenuwstelsel.
Introduction
Meerdere studies hebben gemeld dat de zenuwen in de micro-omgeving van de tumor een actieve rol spelen bij het ondersteunen van tumorprogressie. Van de ablatie van adrenerge sympathische zenuwen is aangetoond dat het de ontwikkeling en verspreiding van tumoren bij prostaat- en maagkanker in vivo 1,2,3 schaadt, terwijl de farmacologische blokkade van adrenerge receptoren de tumorgroei bij hoofd-halskanker remt4. Sympathische neurale betrokkenheid is ook beschreven in pancreas-, cervicale en basale celcarcinoomprogressie 5,6,7.
Binnen het sympathische zenuwstelsel is het superieure cervicale ganglion (SCG) het enige ganglion van de sympathische romp dat het hoofd innerveert. De SCG reguleert verschillende fysiologische functies, zoals speekselsecretie en circadiaans ritme, en innerveert direct de cervicale lymfeklieren 8,9,10. De SCG is ook betrokken bij pathologische processen zoals maculaire degeneratie11 en de progressie van aortadissectie12. Bovendien is gemeld dat resectie van de SCG ischemie reperfusie-geïnduceerde acute nierschadeverergert 13 en ook de darmmicrobiota bij rattenverandert 14.
De volledige ablatie van de SCG in een muismodel zou een waardevolle experimentele techniek zijn om onderzoek naar kanker en het autonome zenuwstelsel mogelijk te maken. Hoewel veel studies farmacologische adrenerge receptorblokkade hebben gebruikt als een adrenerge ablatie 15,16,17,18,19,20, zorgt chirurgische resectie voor volledige, unilaterale adrenerge ablatie terwijl de noodzaak van herhaalde farmacologische interventie en de bijbehorende bijwerkingen wordt vermeden 21,22,23.
Chirurgische resectie van de SCG is beschreven bij ratten24, en de meeste rapporten die het effect van superieure cervicale ganglionectomie (SCGx) bestuderen, hebben het rattenmodel gebruikt. In vergelijking met het rattenmodel is SCGx technisch uitdagender bij muizen vanwege de kleine omvang van de SCG. Muizen zijn echter relatief gemakkelijker te hanteren, kosteneffectiever en vatbaarder voor genetische manipulatie. Garcia et al. waren een van de eersten die SCGx bij muizen rapporteerden en het bleek de insulineafgifte te beïnvloeden25. Meer recent beschreven Ziegler et al. SCGx bij muizen op basis van de gepubliceerde techniek beschreven voor ratten24,26. Deze en andere artikelen beschrijven een methode waarbij de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) eerst wordt geïdentificeerd en ontleed, en de SCG vervolgens wordt verwijderd uit de bifurcatie van de CCA21,22,27,28. In dit artikel wordt een minder invasieve en veiligere techniek beschreven bij muizen die de dissectie van de CCA vermijdt, waardoor de ernstigste complicatie van deze procedure - bloeden door een verwonding aan de CCA - wordt geminimaliseerd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De hier beschreven dierprocedures zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee in het Memorial Sloan Kettering Cancer Center. Acht weken oude mannelijke en vrouwelijke NSG-muizen werden hier gebruikt. De dieren werden verkregen uit een commerciële bron (zie tabel met materialen). De instrumenten worden gesteriliseerd, het chirurgische werkoppervlak wordt gedesinfecteerd, het huidoppervlak van het dier wordt gedesinfecteerd en de chirurg draagt steriele handschoenen tijdens de procedure.
1. Voorbereiding van de muizen en preoperatieve opstelling
- Verdoof de muis op de dag voor de operatie met 2% isofluraan in een inductiekamer (3,75 in de breedte x 9 in de diepte x 3,75 in de hoogte, zie tabel met materialen).
OPMERKING: Een chirurgisch anesthesievlak wordt meestal bereikt in 3-5 minuten, afhankelijk van het individuele dier. Beoordeel de adequaatheid van anesthesie door teenknijpen en verhoog het isofluraanpercentage indien nodig.- Scheer het ventrale aspect van de nek of gebruik een chemisch ontharingsmiddel volgens de instructies van de fabrikant (zie materiaaltabel).
- Verdoof de muis op de dag van de operatie met 2% isofluraan in een inductiekamer. Beoordeel de adequaatheid van anesthesie door teenknijpen en verhoog het isofluraanpercentage indien nodig.
- Dien 2 mg/kg meloxicam subcutaan toe voor preventieve systemische analgesie. Breng topische oftalmische zalf aan (zie tabel met materialen) om oogletsel en droogheid onder anesthesie te voorkomen.
- Plaats de muis onder een ontleedmicroscoop aan de dorsale kant en zorg voor thermische ondersteuning. Handhaaf inhalatie-anesthesie met 2% -2,5% isofluraan met behulp van een precisieverdamper en neuskegel. Bevestig beide voorpoten voorzichtig met hypoallergene tape (zie Materiaaltabel).
- Reinig het geschoren, ventrale aspect van de nek met povidon-jodium en veeg vervolgens af met 70% alcohol. Herhaal dit proces nog twee keer. Zorg ervoor dat de operatieplaats vrij is van losse haren.
OPMERKING: Een paar korte gebogen tangen kunnen ook worden gebruikt. Zorg ervoor dat u een fijne of oogheelkundige tang gebruikt om adequaat te werken in deze beperkte ruimte. Aanvullende pre-operatieve setup kan worden opgenomen volgens de institutionele richtlijnen.
2. Dissectie
- Maak een 1,5 cm midline huidincisie op het ventrale aspect van de nek met een kleine schaar van ongeveer 2 mm onder de kin tot 2 mm boven de sternale inkeping.
- Trek de randen van de huid zijdelings in met een tang om de onderliggende fascia en submandibulaire speekselklieren bloot te leggen. Scheid de huid van de onderliggende fascia door aan elke kant een puntige schaar onder de huid in te brengen en te verspreiden. Trek de submandibulaire klieren caudaal naar beneden met een tang om de onderliggende spieren te onthullen.
- Lokaliseer de kruising van de achterste buik van de digastrische spier en de omohyoïde spier (figuur 1A, zwarte cirkel). De voorste halsader loopt longitudinaal en lateraal naar de omohyoïde spier.
OPMERKING: De omohyoïde spier bedekt de luchtpijp in de lengterichting, terwijl de digastrische spier dwars op het schedelaspect van de luchtpijp ligt (figuur 1C).- Plaats de punt van een 45° schuine tang op deze kruising, lateraal aan de voorste halsader, om een opening in de bovenliggende diepe cervicale fascia te doorboren en te spreiden.
- Houd dit venster gemaakt in stap 2.3.1 open met de 45° schuine tang. Breid deze opening breder uit door spreidmanoeuvres uit te voeren met een paar gebogen tangen in de andere hand.
3. Identificatie en resectie van het ganglion
- Lokaliseer het superieure cervicale ganglion (SCG) op de zijwand van de onthulde ruimte. Het verschijnt als een rond, parelachtig weefsel.
OPMERKING: Als de SCG niet wordt geïdentificeerd, moeten de weefsels in deze ruimte meer lateraal en superieur worden onderzocht. De SCG kan gemakkelijk worden verward met vet, dat vaak aanwezig is in deze regio. Vet heeft een lichtgele tint, terwijl de SCG daarentegen parelwit lijkt. - Terwijl u de opening met de tang met de andere hand handhaaft, pakt u de SCG voorzichtig vast met een tang en trekt u deze uit de opening om deze beter in beeld te brengen.
- Zodra de SCG in beeld is, grijpt u de laterale basis van de SCG, waar deze nog steeds aan de omliggende weefsels is bevestigd. Trek met de andere hand de SCG langzaam en voorzichtig in ventrale en caudale richting in.
- Trek de SCG meerdere keren in om het ganglion beetje bij beetje geleidelijk te avulseren. Houd het ganglion intact tijdens deze manoeuvre om ervoor te zorgen dat er geen resterende ganglionresten achterblijven.
OPMERKING: Trek voorzichtig aan het ganglion, omdat er tijdens deze stap bloedingen kunnen optreden. Als er een kleine bloeding optreedt, gebruik dan geoxideerde geregenereerde cellulose of een kleine strook steriel gaas om de druk gedurende 30 s tot 1 minuut boven de opening te houden. Til vervolgens langzaam het gaas op en evalueer het opnieuw. Herhaal het proces van het vasthouden van druk over de opening indien nodig totdat het bloeden is gestopt.
- Trek de SCG meerdere keren in om het ganglion beetje bij beetje geleidelijk te avulseren. Houd het ganglion intact tijdens deze manoeuvre om ervoor te zorgen dat er geen resterende ganglionresten achterblijven.
- Laat langzaam de andere tang los die de basis van het ganglion vasthoudt. Controleer op bloedingen door te zoeken naar bloedpooling.
OPMERKING: Lichte sijpeling op dit moment is normaal. Controleer en zorg ervoor dat er geen aanhoudende of significante bloedingen zijn voordat u de procedure sluit en voltooit. Als dit gebeurt, houdt u de druk boven de opening, zoals beschreven in stap 3.3.1. - Beweeg de speekselklieren terug in hun normale anatomische posities. Benader en sluit de huid met behulp van eenvoudige onderbroken 5-0 nylon hechtingen (zie tabel met materialen).
- Plaats de muis zelf in een schone kooi om volledig herstel van de anesthesie mogelijk te maken.
OPMERKING: Het kan 5-15 minuten duren voordat de muis volledig uit de anesthesie ontwaakt. Laat de muis niet onbeheerd achter totdat deze weer voldoende bij bewustzijn is gekomen om de sternale lighouding te behouden. Plaats de muis niet in een kooi met andere muizen totdat deze volledig is hersteld. Beoordeel de muis ten minste eenmaal per 24 uur gedurende 72 uur voor postoperatief herstel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit protocol beschrijft de chirurgische verwijdering van de SCG in een muismodel. Figuur 2 illustreert de anatomische oriëntatiepunten, waaronder het CCA, de voorste halsader en de SCG. Bij dissectie (figuur 2A) is de rechter voorste halsader te zien langs de zijrand van de luchtpijp. Omdat het zich dieper bevindt dan de voorste halsader, worden de linker CCA en de bifurcatie ervan in de interne halsslagader (ICA) en externe halsslagader (ECA) slechts vaag lateraal aan de ader gezien. Bij het onderzoeken hiervan in NSG. B6-P0TdTomato transgene muis (een P0-Cre TdTomato muis waarbij de Schwann cellen fluorescerend rood zijn, ongepubliceerd werk) met rode fluorescerende neuronen onder een fluorescerende microscoop, de fluorescerende nervus vagus is zijdelings naar de CCA te zien en de fluorescerende SCG is te zien bij de bifurcatie van de CCA, lateraal aan de voorste halsader (figuur 2B).
Na de resectie van de SCG bij een normale muis en een transgene muis werd het gereseceerde weefsel bevestigd door de rode fluorescentie in vergelijking met de niet-fluorescerende SCG-controle (figuur 3A) en immunofluorescerende kleuring voor tyrosinehydroxylase (TH), een marker voor adrenerge zenuwen 13,29 (figuur 3B).
Als de procedure correct wordt uitgevoerd, ontwikkelt de muis het ipsilaterale Horner-syndroom onmiddellijk na de operatie bij het herwinnen van volledig bewustzijn24. Ptosis, het hangen van het ooglid, werd waargenomen, wat een teken is van het syndroom van Horner (figuur 4B).
De submandibulaire speekselklier is een van de weefsels geïnnerveerd door de SCG. Om succesvolle SCGx te valideren, werd immunofluorescentiekleuring voor TH uitgevoerd op de rechter submandibulaire speekselklier na rechter SCGx en bevestigde de succesvolle ablatie van de adrenerge signalering met afwezige TH-zenuwkleuring (rechterkant van de stippellijn, figuur 5A). Daarentegen behield de linker controle submandibulaire klier (geen SCGx) zijn adrenerge input en intacte TH-zenuwkleuring (linkerkant van de stippellijn, figuur 5A). Deze bevindingen werden bevestigd door kwantificering (figuur 5B). ELISA-kwantificering van noradrenaline 13,30,31 in deze weefsels bevestigde verder een significante vermindering van noradrenaline-expressie in de submandibulaire klier aan de kant van SCGx in tegenstelling tot de controle-schijnchirurgiezijde (figuur 6). De kwantificering voor beide werd geanalyseerd door een ongepaarde, tweezijdige Student's t-test.
Figuur 1: De linker voorste halsader dient als anatomisch oriëntatiepunt. (A) De linker voorste halsader (blauwe pijl) is in de lengterichting en langs de laterale rand van de omohyoïde spier te zien. Bij het doorboren van de diepe cervicale fascia tussen de hoek van de achterste buik van de digastrische en omohyoïde spieren, moet de piercing ook lateraal zijn aan de voorste halsader (zwarte cirkel). (B) Wanneer de diepe cervicale fascia enigszins is uitgerekt, kunnen ook de nervus vagus (witte pijl) en de gemeenschappelijke halsslagader met zijn bifurcatie (rode pijl) worden gezien. (C) Gestileerde illustratie van (B). Schaalbalk = 100 μm. Afkorting: M = spier. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: De SCG en zijn relatie tot anatomische oriëntatiepunten in een transgene muis met fluorescerende neuronen. (A) Dissectie in een transgene muis met rode fluorescerende neuronen, ter illustratie van de rechter gemeenschappelijke halsslagader (rode pijl die naar de bifurcatie wijst) en de voorste halsader. De gemeenschappelijke halsslagader splitst zich in de uitwendige halsslagader (ECA) en inwendige halsslagader (ICA). De gele pijl wijst naar de nervus vagus die zijdelings naar de gemeenschappelijke halsslagader loopt. De afstand tussen de gemeenschappelijke halsslagader en de nervus vagus lijkt hier breder als het hoofd van de muis wordt gedraaid om alle structuren in deze afbeelding vast te leggen. (B) Dezelfde dissectie onderzocht met fluorescerende beeldvorming. De nervus vagus (gele pijl) heeft rode fluorescentie en wordt opnieuw zijdelings naar de gemeenschappelijke halsslagader gezien (rode pijl die naar de bifurcatie wijst). De fluorescerende SCG bevindt zich aan de bifurcatie van de halsslagader (gele pijlpunt). De voorste halsader (blauwe pijl) loopt mediaal naar de gemeenschappelijke halsslagader. De diepe cervicale fascia boven deze structuren is te zien met zijn glinsterende reflectie. Schaalbalk = 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Microscopische beelden van het gereseceerde ganglion . (A) Reseceerde superieure cervicale ganglia onder fluorescerende microscopie. De linkerkant toont de SCG gereseceerd van een normale muis, die dient als een niet-fluorescerende controle. De rechter toont een fluorescerende SCG gereseceerd van een transgene muis met rode fluorescerende neuronen. Schaalbalk = 500 μm. (B) Immunofluorescente kleuring voor tyrosinehydroxylase (TH), een marker voor adrenerge zenuwen, in het gereseceerde rode fluorescerende ganglion (P0). Schaalbalk = 100 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Ontwikkeling van het syndroom van Horner na SCGx. (A) Een normale muis vóór SCGx. (B) De ontwikkeling van ptosis (zwarte pijl), het hangen van het ooglid, na ipsilaterale SCGx, wat een teken is van het syndroom van Horner. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Immunofluorescentie en bijbehorende H&E-kleuring voor de adrenerge marker in het doelweefsel na SCGx versus schijnchirurgie. (A) Links, immunofluorescentiekleuring voor tyrosinehydroxylase (TH) in de submandibulaire speekselklier na SCGx- of schijnchirurgie. Juist, de bijbehorende H&E-kleuring van hetzelfde weefsel. Schaalbalk = 200 μm. (B) Kwantificering van de TH-kleuring. Gegevens vertegenwoordigen gemiddelde ± SEM. Statistische analyse door ongepaarde, tweezijdige Student t-test, p < 0,0001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: ELISA-kwantificering van noradrenaline in de speekselklier na SCGx versus schijnchirurgie. Gegevens vertegenwoordigen gemiddelde ± SEM. Statistische analyse door ongepaarde, tweezijdige Student t-test, p < 0,0001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dit protocol beschrijft een muismodel voor de chirurgische unilaterale ablatie van SCG-input. Deze techniek maakt het mogelijk om de effecten van adrenerge innervatie in verschillende omgevingen te bestuderen. Daarnaast kan het gereseceerde sympathische ganglion ook in 3D-matrigelcultuur worden gekweekt voor in vitro experimenten30.
Studies met SCGx zijn meestal uitgevoerd bij ratten, omdat hun grotere anatomie gemakkelijker anatomische visualisatie en dissectie mogelijk maakt. Hoewel SCGx bij muizen eerder is beschreven door Ziegler et al.26 en kort gerapporteerd in andere studies21,22,27,28, was de techniek gebaseerd op die gebruikt bij ratten, waarbij de CCA wordt blootgesteld en ontleed voorafgaand aan de resectie van de SCG. In tegenstelling tot het rattenmodel is de CCA bij muizen kleiner en dunner, waardoor de dissectie moeilijker wordt en daarom vatbaarder voor de ernstige complicatie van ernstige bloedingen van de CCA. Bovendien vereist de blootstelling van de CCA uitgebreidere manipulatie, waaronder de verplaatsing van de sternocleidomastoïde spier, evenals de dissectie en laterale rotatie van de speekselklier26. De huidige methode daarentegen gebruikt de voorste halsader in plaats van het CCA als anatomisch oriëntatiepunt. In vergelijking met het CCA bevindt de voorste halsader zich oppervlakkiger en strekt zich verder craniaal uit (figuur 2A). Dit biedt een aantal voordelen. Ten eerste is dit oriëntatiepunt gemakkelijker te zien zonder de dissectie en verplaatsing van de speekselklier en sternocleidomastoïde spier, waardoor de operatie minder invasief wordt; Dit protocol vereist daarom alleen dat het speeksel iets naar beneden wordt getrokken (stap 2.2). De minimale dissectie verkort ook de operatietijd en de duur van de anesthesie voor het dier. Bovendien, door uitgebreide dissectie van de CCA te vermijden, minimaliseert dit de kans op verwonding van de CCA, wat in ernstige gevallen kan leiden tot ernstige en fatale bloedingen. Manipulatie van het CCA is onvermijdelijk, omdat de SCG zich bevindt bij de bifurcatie van het CCA, maar door dit gebied posteromediaal te benaderen via een piercing naast de voorste halsader in plaats van de fascia direct boven het CCA te openen, minimaliseert dit protocol het contact met en dus het risico op letsel aan deze belangrijke slagader.
Twee grote uitdagingen worden geconfronteerd bij het uitvoeren van deze operatie. De eerste is de succesvolle identificatie van de SCG, vooral gezien de zeer kleine omvang van de anatomische oriëntatiepunten en het ganglion zelf in muismodellen. De zorgvuldige ontleding en identificatie van de oriëntatiepunten zijn daarom essentieel. In stap 2.3 moet een schuine tang worden ingebracht om de diepe cervicale fascia onder de hoek van de achterste buik van de digastrische en omohyoïde spieren te doorboren. Tijdens deze stap wordt de voorste halsader meestal langs de laterale rand van de omohyoïde spier gezien en moet deze mediaal tot het inbrengpunt worden gehouden (figuur 1); dit is een belangrijk oriëntatiepunt en zal helpen bij het betreden van de juiste ruimte om de SCG te vinden. Als de SCG niet wordt gezien in het laterale gebied van deze ruimte, moeten de weefsels meer lateraal en superieur worden onderzocht. Tijdens deze dissectie wordt de halsslagaderschede lateraal aan het gezichtsveld gevisualiseerd om bloedingen van de omliggende weefsels te voorkomen en om de SCG-mediale naar deze structuur te helpen identificeren.
De tweede grote uitdaging voor deze procedure is het beheersen van het risico op bloedingen. Er zijn meerdere kritieke vasculaire structuren grenzend aan de SCG, waaronder de CCA, de externe halsslagader en de interne halsslagader. Onze ervaring is dat als er een bloeding optreedt, deze intraoperatief wordt aangetroffen in plaats van postoperatief. Er kan een bloeding optreden tijdens de stap van het losmaken van de tang in stap 3.4. Letsel aan de bloedvaten is het meest waarschijnlijk bij het proberen te pellen en voorzichtig avulseren van het ganglion van de omliggende bloedvaten en weefsels. Actieve bloedingen worden mogelijk niet onmiddellijk gezien omdat een tang in de buurt van de bloedvaten in die regio wordt geklemd. Daarom kan een bloeding worden geïdentificeerd zodra de tang is losgelaten en is het belangrijk om het gebied zorgvuldig te inspecteren nadat het ganglion is verwijderd. In het zeldzame geval van exsanguinatie als gevolg van een scheur in een groot vat, is het zinloos om druk op het gebied te houden vanwege de snelle snelheid van bloeden. In deze situatie moet de operatie worden beëindigd en moet de muis worden geëuthanaseerd.
Gezien de uitdagingen van SCG-identificatie en mogelijke bloedingscomplicaties, wordt aanbevolen om eerst SCG-dissectie en -verwijdering te oefenen op kadavermuizen om vertrouwd te raken met de anatomie voordat de experimentele overlevingsoperatie wordt uitgevoerd.
Deze methode kan ook worden beïnvloed door de handvaardigheid van de chirurg. De procedure is gemakkelijker uit te voeren aan dezelfde kant als de dominante hand van de chirurg. Bij het uitvoeren van SCGx aan de rechterkant van de muis zou bijvoorbeeld de linkerhand van de chirurg worden gebruikt om de basis van het ganglion vast te pakken, en de rechterhand zou worden gebruikt om het ganglion uit te pellen, wat betekent dat de operatie meer finesse met de rechterhand zou vereisen. Als bilaterale SCGx moet worden uitgevoerd, kan dit tijdrovender zijn en meer training vereisen om uit te voeren aan de niet-dominante kant van de chirurg.
Deze chirurgische techniek van SCGx in een muizenmodel maakt toekomstige experimentele studies mogelijk die de effecten van het sympathische zenuwstelsel in zowel oncologische als fysiologische omgevingen onderzoeken. Het muismodel heeft meerdere voordelen ten opzichte van andere in vivo modellen, waaronder de lage kosten, het gebruiksgemak en de ontvankelijkheid voor genetische manipulatie, waardoor krachtigere experimentele modellen kunnen worden gemaakt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
V.W. werd ondersteund door NIH T32CA009685. R.J.W. werd gesteund door NIH R01CA219534. De Memorial Sloan Kettering Cancer Center Core Facilities werden ondersteund door NIH P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
References
- Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341 (6142), 1236361 (2013).
- Zhao, C. M., et al.
- Zahalka, A. H., et al. Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer. Science. 358 (6361), 321-326 (2017).
- Amit, M., et al. Loss of p53 drives neuron reprogramming in head and neck cancer. Nature. 578 (7795), 449-454 (2020).
- Renz, B. W., et al. Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness. Cancer Discovery. 8 (11), 1458-1473 (2018).
- Lucido, C. T., et al. Innervation of cervical carcinoma is mediated by cancer-derived exosomes. Gynecologic Oncology. 154 (1), 228-235 (2019).
- Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16 (4), 400-412 (2015).
- Maronde, E., Stehle, J. H. The mammalian pineal gland: Known facts, unknown facets. Trends in Endocrinology & Metabolism. 18 (4), 142-149 (2007).
- Yamazaki, S., et al.
- Huang, J., et al. S100+ cells: A new neuro-immune cross-talkers in lymph organs. Scientific Reports. 3 (1), 1114 (2013).
- Dieguez, H. H., et al. Melatonin protects the retina from experimental nonexudative age-related macular degeneration in mice. Journal of Pineal Research. 68 (4), 12643 (2020).
- Liu, H., et al. Bilateral superior cervical ganglionectomy attenuates the progression of β-aminopropionitrile-induced aortic dissection in rats. Life Sciences. 193, 200-206 (2018).
- Zhang, W., et al. The role of the superior cervical sympathetic ganglion in ischemia reperfusion-induced acute kidney injury in rats. Frontiers in Medicine. 9, 792000 (2022).
- Zhang, W., et al. Superior cervical ganglionectomy alters gut microbiota in rats. American Journal of Translational Research. 14 (3), 2037-2050 (2022).
- Wang, X., et al. β-Adrenergic signaling induces Notch-mediated salivary gland progenitor cell control. Stem Cell Reports. 16 (11), 2813-2824 (2021).
- Boyd, A., Aragon, I. V., Abou Saleh, L., Southers, D., Richter, W. The cAMP-phosphodiesterase 4 (PDE4) controls β-adrenoceptor- and CFTR-dependent saliva secretion in mice. Biochemical Journal. 478 (10), 1891-1906 (2021).
- Smith, B., Butler, M. The effects of long-term propranolol on the salivary glands and intestinal serosa of the mouse. The Journal of Pathology. 124 (4), 185-187 (1978).
- Sucharov, C. C., et al. β-Adrenergic receptor antagonism in mice: A model for pediatric heart disease. Journal of Applied Physiology. 115 (7), 979-987 (2013).
- Ding, C., Walcott, B., Keyser, K. T. The alpha1- and beta1-adrenergic modulation of lacrimal gland function in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1504-1510 (2007).
- Grisanti, L. A., et al. Prior β-blocker treatment decreases leukocyte responsiveness to injury. JCI Insight. 5 (9), 99485 (2019).
- Alito, A. E., et al. Autonomic nervous system regulation of murine immune responses as assessed by local surgical sympathetic and parasympathetic denervation. Acta Physiologica, Pharmacologica et Therapeutica Latinoamericana. 37 (3), 305-319 (1987).
- Yun, H., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. A central role for sympathetic nerves in herpes stromal keratitis in mice. Ophthalmology & Visual Science. 57 (4), 1749-1756 (2016).
- Haug, S. R., Heyeraas, K. J. Effects of sympathectomy on experimentally induced pulpal inflammation and periapical lesions in rats. Neuroscience. 120 (3), 827-836 (2003).
- Savastano, L. E., et al. A standardized surgical technique for rat superior cervical ganglionectomy. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 22-33 (2010).
- Garcia, J. B., Romeo, H. E., Basabe, J. C., Cardinali, D. P. Effect of superior cervical ganglionectomy on insulin release by murine pancreas slices. Journal of the Autonomic Nervous System. 22 (2), 159-165 (1988).
- Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2017).
- Getsy, P. M., Coffee, G. A., Hsieh, Y. H., Lewis, S. J. The superior cervical ganglia modulate ventilatory responses to hypoxia independently of preganglionic drive from the cervical sympathetic chain. Journal of Applied Physiology. 131 (2), 836-857 (2021).
- Dieguez, H. H., et al. Superior cervical gangliectomy induces non-exudative age-related macular degeneration in mice. Disease Models & Mechanisms. 11 (2), 031641 (2018).
- Zhang, B., et al. Hyperactivation of sympathetic nerves drives depletion of melanocyte stem cells. Nature. 577 (7792), 676-681 (2020).
- Pirzgalska, R. M., et al. Sympathetic neuron-associated macrophages contribute to obesity by importing and metabolizing norepinephrine. Nature Medicine. 23 (11), 1309-1318 (2017).
- Kajimura, D., Paone, R., Mann, J. J., Karsenty, G. Foxo1 regulates Dbh expression and the activity of the sympathetic nervous system in vivo. Molecular Metabolism. 3 (7), 770-777 (2014).
