Summary
Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Mausmodell der Ablation der adrenergen Innervation durch Identifizierung und Resektion des Ganglion cervicalis superior.
Abstract
Immer mehr Hinweise deuten darauf hin, dass das sympathische Nervensystem eine wichtige Rolle beim Fortschreiten von Krebs spielt. Die adrenerge Innervation reguliert die Speicheldrüsensekretion, den zirkadianen Rhythmus, die Makuladegeneration, die Immunfunktion und die Herzphysiologie. Die chirurgische Sympathektomie der Maus ist eine Methode zur Untersuchung der Auswirkungen der adrenergen Innervation, indem sie eine vollständige, einseitige adrenerge Ablation ermöglicht und gleichzeitig die Notwendigkeit wiederholter pharmakologischer Eingriffe und der damit verbundenen Nebenwirkungen vermeidet. Die chirurgische Sympathektomie bei Mäusen ist jedoch aufgrund der geringen Größe des oberen zervikalen Ganglions technisch anspruchsvoll. In dieser Studie wird eine Operationstechnik beschrieben, mit der das Ganglion cervicalis superior zur Ablation des sympathischen Nervensystems zuverlässig identifiziert und reseziert werden kann. Die erfolgreiche Identifizierung und Entfernung des Ganglions wird durch die Bildgebung der fluoreszierenden sympathischen Ganglien mit einer transgenen Maus, die Identifizierung des Horner-Syndroms nach der Resektion, die Färbung auf adrenerge Marker in den resezierten Ganglien und die Beobachtung einer verminderten adrenergen Immunfluoreszenz in den Zielorganen nach Sympathektomie validiert. Dieses Modell ermöglicht zukünftige Studien zum Fortschreiten von Krebs sowie zu anderen physiologischen Prozessen, die durch das sympathische Nervensystem reguliert werden.
Introduction
Mehrere Studien haben berichtet, dass die Nerven in der Tumormikroumgebung eine aktive Rolle bei der Unterstützung der Tumorprogression spielen. Es wurde gezeigt, dass die Ablation adrenerger sympathischer Nerven die Tumorentwicklung und -ausbreitung bei Prostata- und Magenkrebs in vivo beeinträchtigt 1,2,3, während die pharmakologische Blockade adrenerger Rezeptoren das Tumorwachstum bei Kopf-Hals-Tumoren hemmt 4. Eine sympathische neuronale Beteiligung wurde auch bei der Progression von Pankreas-, Zervikla- und Basalzellkarzinomen beschrieben 5,6,7.
Innerhalb des sympathischen Nervensystems ist das Ganglion cervicalis superior (SCG) das einzige Ganglion des Sympathikus, das den Kopf innerviert. Das SCG reguliert verschiedene physiologische Funktionen, wie z.B. die Speichelsekretion und den zirkadianen Rhythmus, und innerviert direkt die zervikalen Lymphknoten 8,9,10. Das SCG wurde auch mit pathologischen Prozessen wie der Makuladegeneration11 und dem Fortschreiten der Aortendissektion12 in Verbindung gebracht. Darüber hinaus wurde berichtet, dass die Resektion des SCG die Ischämie-Reperfusions-induzierte akute Nierenschädigung verschlimmert13 und auch die Darmmikrobiota bei Rattenverändert 14.
Die vollständige Ablation des SCG in einem Mausmodell würde eine wertvolle experimentelle Technik darstellen, um die Krebsforschung und das autonome Nervensystem zu ermöglichen. Während in vielen Studien die pharmakologische adrenerge Rezeptorblockade als adrenerge Ablation eingesetzt wurde 15,16,17,18,19,20, ermöglicht die chirurgische Resektion eine vollständige, einseitige adrenerge Ablation unter Vermeidung wiederholter pharmakologischer Eingriffe und der damit verbundenen Nebenwirkungen 21,22,23.
Die chirurgische Resektion des SCG wurde bei Rattenbeschrieben 24, und die meisten Berichte, die die Wirkung der überlegenen zervikalen Ganglionektomie (SCGx) untersuchten, verwendeten das Rattenmodell. Im Vergleich zum Rattenmodell ist SCGx bei Mäusen aufgrund der geringen Größe des SCG technisch anspruchsvoller. Mäuse sind jedoch vergleichsweise einfacher zu handhaben, kostengünstiger und anfälliger für genetische Manipulationen. Garcia et al. gehörten zu den ersten, die über SCGx bei Mäusen berichteten, und es wurde festgestellt, dass es die Insulinfreisetzung beeinflusst25. In jüngerer Zeit beschrieben Ziegler et al. SCGx in Mäusen auf der Grundlage der veröffentlichten Technik, die für Ratten beschrieben wurde24,26. Dieser und andere Artikel beschreiben eine Methode, bei der zunächst die Arteria carotis communis (CCA) identifiziert und präpariert wird und anschließend das SCG aus der Bifurkation der CCA entfernt wird21,22,27,28. In diesem Artikel wird eine weniger invasive und sicherere Technik an Mäusen beschrieben, die die Dissektion des CCA vermeidet und dadurch die schwerwiegendste Komplikation dieses Verfahrens minimiert – Blutungen aus einer Verletzung des CCA.
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Protocol
Die hier beschriebenen Tierbehandlungen wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee am Memorial Sloan Kettering Cancer Center genehmigt. Hier wurden acht Wochen alte männliche und weibliche NSG-Mäuse verwendet. Die Tiere stammten aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle). Die Instrumente werden sterilisiert, die chirurgische Arbeitsfläche wird desinfiziert, die Hautoberfläche des Tieres wird desinfiziert und der Chirurg trägt während des gesamten Eingriffs sterile Handschuhe.
1. Vorbereitung der Mäuse und präoperativer Aufbau
- Am Tag vor der Operation wird die Maus in einer Induktionskammer (3,75 in der Breite x 9 in der Tiefe x 3,75 in der Höhe, siehe Materialtabelle) mit 2% Isofluran betäubt.
HINWEIS: Eine chirurgische Anästhesie wird in der Regel in 3-5 Minuten erreicht, abhängig vom einzelnen Tier. Beurteilen Sie die Angemessenheit der Anästhesie durch Einklemmen der Zehen und erhöhen Sie den Isofluran-Prozentsatz entsprechend.- Rasieren Sie den ventralen Aspekt des Halses oder verwenden Sie ein chemisches Haarentfernungsmittel gemäß den Anweisungen des Herstellers (siehe Materialtabelle).
- Am Tag der Operation wird die Maus in einer Induktionskammer mit 2% Isofluran betäubt. Beurteilen Sie die Angemessenheit der Anästhesie durch Einklemmen der Zehen und erhöhen Sie den Isofluran-Prozentsatz entsprechend.
- Verabreichen Sie 2 mg/kg Meloxicam subkutan zur präemptiven systemischen Analgesie. Tragen Sie eine topische Augensalbe auf (siehe Materialtabelle), um Augenverletzungen und Trockenheit unter Narkose zu vermeiden.
- Legen Sie die Maus auf der dorsalen Seite unter ein Präpariermikroskop und sorgen Sie für eine thermische Unterstützung. Halten Sie die Inhalationsanästhesie mit 2%-2,5% Isofluran unter Verwendung eines Präzisions-Vaporizers und Nasenkonus aufrecht. Sichern Sie beide Vordergliedmaßen vorsichtig mit hypoallergenem Klebeband (siehe Materialtabelle).
- Reinigen Sie den rasierten, ventralen Teil des Halses mit Povidon-Jod und wischen Sie ihn dann mit 70%igem Alkohol ab. Wiederholen Sie diesen Vorgang noch zwei weitere Male. Stellen Sie sicher, dass die Operationsstelle frei von losen Haaren ist.
HINWEIS: Es kann auch eine kurze gebogene Pinzette verwendet werden. Stellen Sie sicher, dass Sie eine feine oder augenärztliche Pinzette verwenden, um in diesem engen Raum angemessen arbeiten zu können. Zusätzliche präoperative Setups können gemäß den institutionellen Richtlinien einbezogen werden.
2. Sezieren
- Führen Sie einen 1,5 cm langen Hautschnitt in der Mittellinie der ventralen Seite des Halses mit einer kleinen Schere von ca. 2 mm unterhalb des Kinns bis 2 mm oberhalb der Brustbeinkerbe durch.
- Ziehen Sie die Hautränder seitlich mit einer Pinzette zurück, um die darunter liegende Faszie und die submandibulären Speicheldrüsen freizulegen. Trennen Sie die Haut von der darunterliegenden Faszie, indem Sie auf jeder Seite eine spitze Schere unter die Haut einführen und spreizen. Ziehen Sie die Unterkieferdrüsen mit einer Pinzette kaudal nach unten, um die darunter liegenden Muskeln freizulegen.
- Lokalisieren Sie den Übergang des hinteren Bauches des Digastricus-Muskels und des Musculus omohyoidus (Abbildung 1A, schwarzer Kreis). Die Vena jugularis anterior verläuft in Längsrichtung und lateral des Musculus omohyoideus.
ANMERKUNG: Der Musculus omohyoideus bedeckt die Luftröhre in Längsrichtung, während der Musculus digastricus quer an der kranialen Seite der Luftröhre liegt (Abbildung 1C).- Führen Sie die Spitze einer um 45° abgewinkelten Pinzette an dieser Verbindungsstelle, lateral der vorderen Halsvene, ein, um eine Öffnung in der darüber liegenden tiefen Halsfaszie zu stechen und zu spreizen.
- Lassen Sie dieses in Schritt 2.3.1 erstellte Fenster mit der um 45° abgewinkelten Pinzette geöffnet. Erweitern Sie diese Öffnung weiter, indem Sie Spreizmanöver mit einer gebogenen Pinzette in der anderen Hand ausführen.
3. Identifizierung und Resektion des Ganglions
- Lokalisieren Sie das Ganglion cervicalis superior (SCG) an der lateralen Wand des freigelegten Raumes. Es erscheint als rundes, perlmuttartiges Gewebe.
HINWEIS: Wenn das SCG nicht identifiziert wird, muss das Gewebe in diesem Raum lateraler und überlegener untersucht werden. Das SCG kann leicht mit Fett verwechselt werden, das in dieser Region häufig vorhanden ist. Fett hat einen leicht gelblichen Schimmer, während das SCG im Gegensatz dazu perlweiß erscheint. - Während du mit der anderen Hand die Öffnung mit einer Pinzette hältst, greifst du den SCG vorsichtig mit der Pinzette und ziehst ihn aus der Öffnung heraus, um ihn besser sichtbar zu machen.
- Sobald das SCG im Blickfeld ist, fassen Sie die seitliche Basis des SCGs, wo es noch mit dem umgebenden Gewebe verbunden ist. Mit der anderen Hand ziehen Sie den SCG langsam und vorsichtig in ventraler und kaudaler Richtung zurück.
- Ziehen Sie den SCG mehrmals zurück, um das Ganglion nach und nach zu avulzieren. Halten Sie das Ganglion während dieses Manövers intakt, um sicherzustellen, dass keine Reste von Ganglien zurückbleiben.
HINWEIS: Ziehen Sie vorsichtig am Ganglion, da es bei diesem Schritt zu Blutungen kommen kann. Wenn leichte Blutungen auftreten, verwenden Sie oxidierte, regenerierte Zellulose oder einen kleinen Streifen steriler Gaze, um den Druck über der Öffnung für 30 s bis 1 Minute zu halten. Heben Sie dann langsam die Gaze an und bewerten Sie sie erneut. Wiederholen Sie den Vorgang des Haltens des Drucks über der Öffnung nach Bedarf, bis die Blutung gestoppt ist.
- Ziehen Sie den SCG mehrmals zurück, um das Ganglion nach und nach zu avulzieren. Halten Sie das Ganglion während dieses Manövers intakt, um sicherzustellen, dass keine Reste von Ganglien zurückbleiben.
- Lassen Sie langsam die andere Zange los, die die Basis des Ganglions hält. Überprüfe auf Blutungen, indem du nach Blutansammlungen suchst.
HINWEIS: Leichtes Nässen ist zu diesem Zeitpunkt normal. Überwachen und stellen Sie sicher, dass keine anhaltenden oder signifikanten Blutungen auftreten, bevor Sie den Eingriff schließen und beenden. Halten Sie in diesem Fall den Druck auf die Öffnung, wie in Schritt 3.3.1 beschrieben. - Bringen Sie die Speicheldrüsen wieder in ihre normale anatomische Position. Approximieren und schließen Sie die Haut mit einfachen, unterbrochenen 5-0-Nylonnähten (siehe Materialtabelle).
- Legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig, um eine vollständige Erholung von der Narkose zu ermöglichen.
HINWEIS: Es kann 5-15 Minuten dauern, bis die Maus vollständig aus der Anästhesie erwacht. Lassen Sie die Maus nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder zu Bewusstsein gekommen ist, um das Brustbein zu halten. Setzen Sie die Maus nicht mit anderen Mäusen in einen Käfig, bis sie sich vollständig erholt hat. Untersuchen Sie die postoperative Genesung der Maus mindestens einmal alle 24 Stunden für 72 Stunden.
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Representative Results
Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Entfernung des SCG in einem Mausmodell. Abbildung 2 zeigt die anatomischen Orientierungspunkte, einschließlich der CCA, der Vena jugularis anterior und des SCG. Bei der Dissektion (Abbildung 2A) verläuft die rechte Vena jugularis anterior entlang des lateralen Randes der Luftröhre. Da sie tiefer als die Vena jugularis anterior liegt, sind die linke CCA und ihre Verzweigung in die Arteria carotis interna (ICA) und die Arteria carotis externa (ECA) lateral der Vene nur schwach zu sehen. Wenn Sie dies in NSG untersuchen. B6-P0TdTomato-transgene Maus (eine P0-Cre TdTomato-Maus, bei der die Schwann-Zellen rot fluoreszieren, unveröffentlichte Arbeit) mit rot fluoreszierenden Neuronen unter einem Fluoreszenzmikroskop, der fluoreszierende Vagusnerv ist seitlich zum CCA zu sehen, und der fluoreszierende SCG ist an der Bifurkation des CCA lateral der vorderen Halsvene zu sehen (Abbildung 2B).
Nach der Resektion des SCG in einer normalen Maus und einer transgenen Maus wurde das resezierte Gewebe durch seine rote Fluoreszenz im Vergleich zur nicht-fluoreszierenden SCG-Kontrolle (Abbildung 3A) und die Immunfluoreszenzfärbung für Tyrosinhydroxylase (TH), einen Marker für adrenerge Nerven13,29, bestätigt (Abbildung 3B).
Wenn der Eingriff korrekt durchgeführt wird, entwickelt die Maus unmittelbar nach der Operation nach Wiedererlangung des vollen Bewusstseins ein ipsilaterales Horner-Syndrom24. Es wurde eine Ptosis, das Herabhängen des Augenlids, beobachtet, was ein Zeichen für das Horner-Syndrom ist (Abbildung 4B).
Die submandibuläre Speicheldrüse ist eines der Gewebe, die vom SCG innerviert werden. Um eine erfolgreiche SCGx zu validieren, wurde eine Immunfluoreszenzfärbung für TH an der rechten submandibulären Speicheldrüse nach der rechten SCGx durchgeführt und bestätigte die erfolgreiche Ablation des adrenergen Signalwegs mit fehlender TH-Nervenfärbung (rechte Seite der gestrichelten Linie, Abbildung 5A). Im Gegensatz dazu behielt die linke submandibuläre Kontrolldrüse (kein SCGx) ihren adrenergen Input und die intakte TH-Nervenfärbung bei (linke Seite der gestrichelten Linie, Abbildung 5A). Diese Ergebnisse wurden durch Quantifizierung bestätigt (Abbildung 5B). Die ELISA-Quantifizierung von Noradrenalin 13,30,31 in diesen Geweben bestätigte außerdem eine signifikante Verringerung der Noradrenalinexpression in der Unterkieferdrüse auf der Seite von SCGx im Gegensatz zur Kontrollseite der Scheinchirurgie (Abbildung 6). Die Quantifizierung für beide wurde durch einen ungepaarten, zweiseitigen Student's t-Test analysiert.
Abbildung 1: Die linke vordere Jugularvene dient als anatomische Landmarke. (A) Die linke vordere Halsvene (blauer Pfeil) verläuft in Längsrichtung und entlang des lateralen Randes des Musculus omohyoideus. Beim Durchstechen der tiefen Halsfaszie zwischen dem hinteren Bauchwinkel des Digastricus- und Omohyoidus-Muskels sollte das Piercing auch lateral der vorderen Halsvene (schwarzer Kreis) erfolgen. (B) Bei einer leichten Dehnung der tiefen Halsfaszie sind auch der Vagusnerv (weißer Pfeil) und die Arteria carotis communis mit ihrer Bifurkation (roter Pfeil) zu sehen. (C) Stilisierte Illustration von (B). Maßstabsbalken = 100 μm. Abkürzung: M = Muskel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Das SCG und seine Beziehung zu anatomischen Landmarken in einer transgenen Maus mit fluoreszierenden Neuronen. (A) Dissektion in einer transgenen Maus mit rot fluoreszierenden Neuronen, die die rechte Arteria carotis communis (roter Pfeil zeigt auf ihre Bifurkation) und die Vena jugularis anterior zeigt. Die Arteria carotis communis verzweigt sich in die Arteria carotis externa (ECA) und die Arteria carotis interna (ICA). Der gelbe Pfeil zeigt auf den Vagusnerv, der seitlich zur Arteria carotis communis verläuft. Der Abstand zwischen der Arteria carotis communis und dem Vagusnerv erscheint hier größer, da der Kopf der Maus gedreht wird, um alle Strukturen in diesem Bild zu erfassen. (B) Dieselbe Dissektion wurde mit Fluoreszenzbildgebung untersucht. Der Vagusnerv (gelber Pfeil) hat eine rote Fluoreszenz und verläuft wiederum seitlich zur Arteria carotis communis (roter Pfeil zeigt auf die Bifurkation). Das fluoreszierende SCG befindet sich an der Bifurkation der Halsschlagader (gelbe Pfeilspitze). Die Vena jugularis anterior (blauer Pfeil) verläuft medial zur Arteria carotis communis. Die tiefe Halsfaszie, die diese Strukturen überlagert, ist mit ihrer glitzernden Reflexion zu sehen. Maßstabsleiste = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Mikroskopische Aufnahmen des resezierten Ganglions . (A) Resezierte obere zervikale Ganglien unter Fluoreszenzmikroskopie. Die linke Seite zeigt das SCG, das von einer normalen Maus reseziert wurde und als nicht-fluoreszierende Kontrolle dient. Das rechte Bild zeigt ein fluoreszierendes SCG, das von einer transgenen Maus mit rot fluoreszierenden Neuronen reseziert wurde. Maßstabsbalken = 500 μm. (B) Immunfluoreszenzfärbung für Tyrosinhydroxylase (TH), einen Marker für Nebennerven, im resezierten rot fluoreszierenden Ganglion (P0). Maßstabsleiste = 100 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Entwicklung des Horner-Syndroms nach SCGx. (A) Eine normale Maus vor SCGx. (B) Die Entwicklung einer Ptosis (schwarzer Pfeil), das Herabhängen des Augenlids, nach ipsilateralem SCGx, was ein Zeichen des Horner-Syndroms ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Immunfluoreszenz und entsprechende H&E-Färbung für den adrenergen Marker im Zielgewebe nach SCGx- versus Scheinoperation. (A) Links: Immunfluoreszenzfärbung für Tyrosinhydroxylase (TH) in der submandibulären Speicheldrüse nach SCGx- oder Scheinoperation. Richtig, die entsprechende H&E-Färbung des gleichen Gewebes. Maßstabsbalken = 200 μm. (B) Quantifizierung der TH-Färbung. Die Daten stellen den Mittelwert ± SEM dar. Statistische Analyse mittels ungepaartem, zweiseitigem Student's t-Test, p < 0,0001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: ELISA-Quantifizierung von Noradrenalin in der Speicheldrüse nach SCGx im Vergleich zu Scheinoperationen. Die Daten stellen den Mittelwert ± SEM dar. Statistische Analyse mittels ungepaartem, zweiseitigem Student's t-Test, p < 0,0001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Dieses Protokoll beschreibt ein Mausmodell für die chirurgische einseitige Ablation des SCG-Inputs. Diese Technik ermöglicht es, die Auswirkungen der adrenergen Innervation in verschiedenen Situationen zu untersuchen. Darüber hinaus kann das resezierte sympathische Ganglion auch in 3D-Matrigelkultur für In-vitro-Experimente gezüchtet werden30.
Studien mit SCGx wurden hauptsächlich an Ratten durchgeführt, da ihre größere Anatomie eine einfachere anatomische Visualisierung und Dissektion ermöglicht. Während SCGx bei Mäusen bereits zuvor von Ziegler et al.26 beschrieben und in anderen Studien kurz beschrieben wurde21,22,27,28, basierte die Technik auf der bei Ratten verwendeten Technik, bei der das CCA vor der Resektion des SCG exponiert und präpariert wird. Im Gegensatz zum Rattenmodell ist die CCA bei Mäusen kleiner und dünner, was die Dissektion schwieriger macht und daher anfälliger für die schwerwiegende Komplikation einer starken Blutung durch die CCA ist. Darüber hinaus erfordert die Exposition der CCA eine umfangreichere Manipulation, einschließlich der Verschiebung des Musculus sternocleidomastoideus sowie der Dissektion und lateralen Rotation der Speicheldrüse26. Im Gegensatz dazu wird bei der vorliegenden Methode die vordere Halsvene anstelle der CCA als anatomische Landmarke verwendet. Im Vergleich zur CCA ist die Vena jugularis anterior eher oberflächlich gelegen und erstreckt sich kranial weiter (Abbildung 2A). Das bietet einige Vorteile. Erstens ist diese Landmarke ohne die Dissektion und Verschiebung der Speicheldrüse und des Musculus sternocleidomastoideus leichter zu sehen, was die Operation weniger invasiv macht. Dieses Protokoll erfordert daher nur, dass der Speichel leicht nach unten gezogen wird (Schritt 2.2). Die minimale Dissektion verkürzt auch die Operationszeit und die Dauer der Narkose für das Tier. Durch die Vermeidung einer umfangreichen Dissektion des CCA wird außerdem die Wahrscheinlichkeit einer Verletzung des CCA minimiert, was in schweren Fällen zu schweren und tödlichen Blutungen führen kann. Eine Manipulation der CCA ist unvermeidlich, da sich das SCG an der Bifurkation der CCA befindet, aber durch die posteromediale Annäherung an diese Region über ein Piercing neben der Vena jugularis anterior, anstatt die Faszie direkt über der CCA zu öffnen, minimiert dieses Protokoll den Kontakt mit und damit das Verletzungsrisiko dieser Hauptschlagader.
Bei der Durchführung dieser Operation gibt es zwei große Herausforderungen. Die erste ist die erfolgreiche Identifizierung des SCG, insbesondere angesichts der sehr geringen Größe der anatomischen Landmarken und des Ganglions selbst in Mausmodellen. Das sorgfältige Sezieren und Identifizieren der Landmarken ist daher unerlässlich. In Schritt 2.3 muss eine abgewinkelte Pinzette eingeführt werden, um die tiefe Halsfaszie im Winkel des hinteren Bauches der Digastricus- und Omohyoidus-Muskeln zu durchstoßen. Während dieses Schritts verläuft die Vena jugularis anterior in der Regel entlang des lateralen Randes des Musculus omohyoideus und sollte medial zum Ansatzpunkt gehalten werden (Abbildung 1). Dies ist ein wichtiger Orientierungspunkt und wird helfen, den richtigen Raum zu betreten, um die SCG zu finden. Wenn der SCG nicht im lateralen Bereich dieses Raumes zu sehen ist, muss das Gewebe weiter lateral und superior erforscht werden. Während dieser Dissektion wird die Halsschlagaderscheide lateral des Sichtfeldes visualisiert, um Blutungen des umgebenden Gewebes zu vermeiden und die Identifizierung des SCG medial dieser Struktur zu unterstützen.
Die zweite große Herausforderung bei diesem Verfahren ist das Management des Blutungsrisikos. Es gibt mehrere kritische Gefäßstrukturen, die an das SCG angrenzen, darunter die CCA, die Arteria carotis externa und die Vena jugularis interna. Unserer Erfahrung nach treten Blutungen eher intraoperativ als postoperativ auf. Beim Lösen der Zange in Schritt 3.4 kann es zu Blutungen kommen. Eine Verletzung der Gefäße tritt am ehesten auf, wenn versucht wird, das Ganglion aus den umliegenden Gefäßen und Geweben zu schälen und vorsichtig abzulösen. Aktive Blutungen sind möglicherweise nicht sofort zu sehen, da eine Zange in der Nähe der Gefäße in dieser Region eingespannt ist. Daher kann eine Blutung festgestellt werden, sobald die Zange losgelassen wird, und es ist wichtig, den Bereich nach der Entfernung des Ganglions sorgfältig zu untersuchen. In dem seltenen Fall einer Ausblutung aufgrund eines Risses in einem großen Gefäß ist es aufgrund der schnellen Blutungsrate zwecklos, den Druck auf den Bereich zu halten. In dieser Situation muss die Operation abgebrochen und die Maus eingeschläfert werden.
Angesichts der Herausforderungen bei der SCG-Identifizierung und möglicher Blutungskomplikationen wird empfohlen, zunächst die SCG-Dissektion und -Entfernung an Leichenmäusen zu üben, um sich mit der Anatomie vertraut zu machen, bevor die experimentelle Überlebensoperation durchgeführt wird.
Diese Methode kann auch durch die Händigkeit des Chirurgen beeinflusst werden. Der Eingriff ist einfacher auf der gleichen Seite wie die dominante Hand des Chirurgen durchzuführen. Wenn zum Beispiel SCGx auf der rechten Seite der Maus durchgeführt wird, wird die linke Hand des Chirurgen verwendet, um die Basis des Ganglions zu greifen, und die rechte Hand wird verwendet, um das Ganglion herauszuschälen, was bedeutet, dass die Operation mehr Finesse mit der rechten Hand erfordert. Wenn eine bilaterale SCGx durchgeführt werden soll, kann dies zeitaufwändiger sein und mehr Training erfordern, um auf der nicht-dominanten Seite des Chirurgen durchgeführt zu werden.
Diese chirurgische Technik von SCGx in einem Mausmodell ermöglicht zukünftige experimentelle Studien, die die Auswirkungen des sympathischen Nervensystems sowohl in onkologischen als auch in physiologischen Umgebungen untersuchen. Das Mausmodell hat mehrere Vorteile gegenüber anderen In-vivo-Modellen , darunter die niedrigen Kosten, die einfache Handhabung und die Zugänglichkeit für genetische Manipulationen, wodurch leistungsfähigere experimentelle Modelle erstellt werden können.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Q. W. wurde von NIH T32CA009685 unterstützt. R. J. W. wurde von NIH R01CA219534 unterstützt. Die Core Facilities des Memorial Sloan Kettering Cancer Center wurden von NIH P30CA008748 unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
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