Summary
Detta protokoll beskriver en musmodell av ablation av adrenerg innervation genom att identifiera och resekera det övre cervikala gangliet.
Abstract
Allt fler bevis tyder på att det sympatiska nervsystemet spelar en viktig roll i cancerutvecklingen. Adrenerg innervation reglerar utsöndring av spottkörtlar, dygnsrytm, makuladegeneration, immunfunktion och hjärtfysiologi. Muskirurgisk sympatektomi är en metod för att studera effekterna av adrenerg innervation genom att möjliggöra fullständig, ensidig adrenerg ablation samtidigt som man undviker behovet av upprepad farmakologisk intervention och de associerade biverkningarna. Kirurgisk sympatektomi på möss är dock tekniskt utmanande på grund av den lilla storleken på det övre cervikala gangliet. Denna studie beskriver en kirurgisk teknik för att på ett tillförlitligt sätt identifiera och avlägsna det övre cervikala gangliet för att avlägsna det sympatiska nervsystemet. Den framgångsrika identifieringen och avlägsnandet av gangliet valideras genom avbildning av de fluorescerande sympatiska ganglierna med hjälp av en transgen mus, identifiering av Horners syndrom efter resektion, färgning för adrenerga markörer i de resekerade ganglierna och observation av minskad adrenerg immunfluorescens i målorganen efter sympatektomi. Denna modell möjliggör framtida studier av cancerprogression samt andra fysiologiska processer som regleras av det sympatiska nervsystemet.
Introduction
Flera studier har rapporterat att nerverna i tumörens mikromiljö spelar en aktiv roll för att stödja tumörprogression. Ablation av adrenerga sympatiska nerver har visat sig försämra tumörutveckling och spridning i prostata- och magcancer in vivo 1,2,3, medan den farmakologiska blockaden av adrenerga receptorer hämmar tumörtillväxt vid huvud- och halscancer4. Sympatiskt neuralt engagemang har också beskrivits vid progression av bukspottkörtel-, cervikal- och basalcellscancer 5,6,7.
Inom det sympatiska nervsystemet är det övre cervikala gangliet (SCG) det enda gangliet i den sympatiska bålen som innerverar huvudet. SCG reglerar olika fysiologiska funktioner, såsom salivsekretion och dygnsrytm, och innerverar direkt livmoderhalslymfkörtlarna 8,9,10. SCG har också varit inblandad i patologiska processer som makuladegeneration11 och progressionen av aortadissektion12. Dessutom har resektion av SCG rapporterats förvärra akut njurskada orsakad av ischemi reperfusion13 och även förändra tarmmikrobiotan hos råttor14.
En fullständig ablation av SCG i en musmodell skulle utgöra en värdefull experimentell teknik för att möjliggöra forskning om cancer och autonoma nervsystemet. Medan många studier har använt farmakologisk adrenerg receptorblockad som en adrenerg ablation 15,16,17,18,19,20, möjliggör kirurgisk resektion fullständig, ensidig adrenerg ablation samtidigt som behovet av upprepad farmakologisk intervention och tillhörande biverkningar undviks 21,22,23.
Kirurgisk resektion av SCG har beskrivits hos råtta24, och de flesta rapporter som studerar effekten av överlägsen cervikal ganglionektomi (SCGx) har använt råttmodellen. Jämfört med råttmodellen är SCGx tekniskt mer utmanande hos möss på grund av SCG:s lilla storlek. Möss är dock jämförelsevis lättare att hantera, mer kostnadseffektiva och mer mottagliga för genetisk manipulation. Garcia et al. var en av de första som rapporterade SCGx hos möss, och det visade sig påverka insulinfrisättningen25. På senare tid har Ziegler et al. beskrivit SCGx hos möss baserat på den publicerade tekniken som beskrivs för råttor24,26. Denna och andra artiklar beskriver en metod där den gemensamma halspulsådern (CCA) först identifieras och dissekeras, och SCG därefter avlägsnas från förgreningen av CCA21,22,27,28. I den här artikeln beskrivs en mindre invasiv och säkrare teknik hos möss som undviker dissektion av CCA, vilket minimerar den allvarligaste komplikationen av denna procedur – blödning från en skada på CCA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De djurprocedurer som beskrivs här har godkänts av Institutional Animal Care and Use Committee vid Memorial Sloan Kettering Cancer Center. Åtta veckor gamla NSG-möss av han- och honkön användes här. Djuren erhölls från en kommersiell källa (se materialförteckningen). Instrumenten steriliseras, den kirurgiska arbetsytan desinficeras, djurets hudyta desinficeras och kirurgen bär sterila handskar under hela proceduren.
1. Förberedelse av mössen och preoperativ installation
- Dagen före operationen bedövas musen med 2 % isofluran i en induktionskammare (3,75 tum bredd x 9 tum djup x 3,75 tum höjd, se materialförteckning).
OBS: Ett kirurgiskt anestesiplan uppnås vanligtvis på 3-5 minuter, beroende på det enskilda djuret. Bedöm anestesiens tillräcklighet genom att nypa ihop tårna och öka isofluranprocenten vid behov.- Raka den ventrala aspekten av nacken eller använd ett kemiskt hårborttagningsmedel enligt tillverkarens instruktioner (se materialförteckning).
- På operationsdagen bedövar du musen med 2 % isofluran i en induktionskammare. Bedöm anestesiens tillräcklighet genom att nypa ihop tårna och öka isofluranprocenten vid behov.
- Administrera 2 mg/kg meloxikam subkutant för förebyggande systemisk analgesi. Applicera topikal oftalmisk salva (se materialförteckning) för att förhindra ögonskador och torrhet under narkos.
- Placera musen under ett dissekerande mikroskop på ryggsidan och ge termiskt stöd. Upprätthåll inhalationsanestesi med 2%-2,5% isofluran med hjälp av en precisionsförångare och näskon. Fäst försiktigt båda frambenen med allergivänlig tejp (se materialförteckning).
- Rengör den rakade, ventrala aspekten av halsen med povidon-jod och torka sedan av med 70 % alkohol. Upprepa denna process två gånger till. Se till att operationsområdet är fritt från löst hår.
OBS: En kort böjd pincett kan också användas. Se till att använda en fin eller oftalmisk pincett för att fungera på ett adekvat sätt i detta trånga utrymme. Ytterligare preoperativ installation kan inkluderas enligt de institutionella riktlinjerna.
2. Dissektion
- Gör ett 1,5 cm mittlinjesnitt på den ventrala delen av halsen med en liten sax från cirka 2 mm under hakan till 2 mm ovanför bröstbensskåran.
- Dra tillbaka kanterna på huden i sidled med en pincett för att exponera den underliggande fascian och de submandibulära spottkörtlarna. Separera huden från den underliggande fascian genom att föra in en spetsig sax under huden på varje sida och sprid ut den. Dra ner de submandibulära körtlarna kaudalt med en pincett för att avslöja de underliggande musklerna.
- Lokalisera korsningen mellan den bakre magen av den digastriska muskeln och omohyoidmuskeln (Figur 1A, svart cirkel). Den främre halsvenen ses löpa längsgående och lateralt till omohyoidmuskeln.
OBS: Den omohyoida muskeln täcker luftstrupen i längdriktningen, medan den digastriska muskeln ligger tvärs över den kraniala delen av luftstrupen (Figur 1C).- Sätt in spetsen på en 45° vinklad pincett vid denna korsning, lateralt om den främre halsvenen, för att genomborra och sprida en öppning i den överliggande djupa cervikala fascian.
- Håll detta fönster som skapades i steg 2.3.1 öppet med den 45° vinklade pincetten. Utöka denna öppning bredare genom att utföra spridningsmanövrar med en böjd pincett i den andra handen.
3. Identifiering och resektion av gangliet
- Lokalisera det överlägsna cervikala gangliet (SCG) på sidoväggen i det avslöjade utrymmet. Den ser ut som en rund, pärlemorfärgad vävnad.
OBS: Om SCG inte identifieras måste vävnaderna i detta utrymme undersökas mer lateralt och överlägset. SCG kan lätt förväxlas med fett, som ofta finns i denna region. Fett har en lätt gul nyans, medan SCG däremot ser pärlvit ut. - Medan du håller öppningen med pincett med den andra handen, ta försiktigt tag i SCG med pincett och dra ut den ur öppningen för att få den till bättre view.
- När SCG är i sikte, ta tag i SCG:s laterala bas, där den fortfarande är fäst vid de omgivande vävnaderna. Använd den andra handen för att långsamt och försiktigt dra tillbaka SCG i ventral och kaudal riktning.
- Dra tillbaka SCG flera gånger för att gradvis avulera gangliet lite i taget. Håll gangliet intakt under denna manöver för att säkerställa att inga kvarvarande ganglierester lämnas kvar.
OBS: Dra försiktigt i ganglion, eftersom blödning kan uppstå under detta steg. Om mindre blödning uppstår, använd oxiderad regenererad cellulosa eller en liten remsa steril gasväv för att hålla trycket över öppningen i 30 s till 1 min. Lyft sedan långsamt gasbindan och gör en ny bedömning. Upprepa processen med att hålla trycket över öppningen vid behov tills blödningen har upphört.
- Dra tillbaka SCG flera gånger för att gradvis avulera gangliet lite i taget. Håll gangliet intakt under denna manöver för att säkerställa att inga kvarvarande ganglierester lämnas kvar.
- Släpp långsamt den andra pincetten som håller ganglionbasen. Kontrollera om det blöder genom att leta efter blodansamlingar.
OBS: Lätt sipprande vid denna tidpunkt är normalt. Övervaka och se till att det inte finns någon ihållande eller betydande blödning innan du stänger och avslutar proceduren. Om detta inträffar, håll trycket över öppningen, enligt beskrivningen i steg 3.3.1. - Flytta tillbaka spottkörtlarna till sina normala anatomiska positioner. Approximera och stäng huden med enkla avbrutna 5-0 nylonsuturer (se materialförteckning).
- Placera musen i en ren bur för sig själv för att möjliggöra fullständig återhämtning från narkosen.
OBS: Det kan ta 5-15 minuter för musen att vakna helt från narkosen. Lämna inte musen utan uppsikt förrän den har återfått tillräckligt med medvetande för att bibehålla sternal liggande. Placera inte musen i en bur med andra möss förrän den har återhämtat sig helt. Bedöm musen för postoperativ återhämtning minst en gång var 24:e timme i 72 timmar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Detta protokoll beskriver det kirurgiska avlägsnandet av SCG i en musmodell. Figur 2 illustrerar de anatomiska landmärkena, inklusive CCA, den främre halsvenen och SCG. Vid dissektion (Figur 2A) kan man se den högra främre halsvenen löpa längs luftstrupens laterala kant. Eftersom den ligger djupare än den främre halsvenen, syns den vänstra CCA och dess förgrening i den inre halspulsådern (ICA) och den yttre halspulsådern (ECA) endast svagt lateralt om venen. När man undersöker detta i NSG. B6-P0TdTomato transgen mus (en P0-Cre TdTomato-mus där Schwann-cellerna är fluorescerande röda, opublicerat arbete) med röda fluorescerande neuroner under ett fluorescerande mikroskop, den fluorescerande vagusnerven kan ses röra sig lateralt mot CCA, och den fluorescerande SCG kan ses vid förgreningen av CCA, lateralt om den främre jugularven (Figur 2B).
Efter resektion av SCG i en normal mus och en transgen mus bekräftades den resekerade vävnaden genom sin röda fluorescens jämfört med den icke-fluorescerande SCG-kontrollen (Figur 3A) och immunofluorescensfärgning för tyrosinhydroxylas (TH), en markör för adrenerga nerver 13,29 (Figur 3B).
Om ingreppet utförs korrekt utvecklar musen ipsilateralt Horners syndrom omedelbart efter operationen när den återfår fullt medvetande24. Ptos, hängande ögonlock, observerades, vilket är ett tecken på Horners syndrom (Figur 4B).
Den submandibulära spottkörteln är en av de vävnader som innerveras av SCG. För att validera framgångsrik SCGx utfördes immunofluorescensfärgning för TH på den högra submandibulära spottkörteln efter höger SCGx och bekräftade den framgångsrika ablationen av den adrenerga signaleringen med frånvarande TH-nervfärgning (höger sida av den streckade linjen, figur 5A). Däremot behöll den vänstra submandibulära körteln (ingen SCGx) sin adrenerga ingång och intakt TH-nervfärgning (vänster sida av den streckade linjen, figur 5A). Dessa resultat bekräftades genom kvantifiering (figur 5B). ELISA-kvantifiering av noradrenalin 13,30,31 i dessa vävnader bekräftade ytterligare en signifikant minskning av noradrenalinuttryck i den submandibulära körteln på sidan av SCGx i motsats till kontrollsidan av skenkirurgi (Figur 6). Kvantifieringen för båda analyserades med ett oparat, tvåsidigt Students t-test.
Figur 1: Den vänstra främre halsvenen fungerar som ett anatomiskt landmärke. (A) Den vänstra främre halsvenen (blå pil) kan ses löpa i längdriktningen och längs den laterala kanten av omohyoidmuskeln. När du piercar den djupa cervikala fascian mellan vinkeln på den bakre delen av den bakre magen på den digastriska och omohyoida muskulaturen, ska piercingen också vara lateral om den främre halsvenen (svart cirkel). (B) När den djupa cervikala fascian är något utsträckt kan vagusnerven (vit pil) och den gemensamma halspulsådern med dess förgrening (röd pil) också ses. (C) Stiliserad illustration av (B). Skalstreck = 100 μm. Förkortning: M = muskel. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: SCG och dess relation till anatomiska landmärken i en transgen mus med fluorescerande nervceller. (A) Dissektion i en transgen mus med röda fluorescerande nervceller, som illustrerar den högra gemensamma halspulsådern (röd pil som pekar på dess förgrening) och den främre halsvenen. Den gemensamma halspulsådern förgrenar sig i den yttre halspulsådern (ECA) och den inre halspulsådern (ICA). Den gula pilen pekar på vagusnerven som löper lateralt till den gemensamma halspulsådern. Avståndet mellan den gemensamma halspulsådern och vagusnerven verkar större här när musens huvud vrids för att fånga alla strukturer i den här bilden. (B) Samma dissektion undersökt med fluorescerande avbildning. Vagusnerven (gul pil) har röd fluorescens och ses återigen löpa lateralt till den gemensamma halspulsådern (röd pil som pekar på dess förgrening). Den fluorescerande SCG är belägen vid förgreningen av halspulsådern (gul pilspets). Den främre halsvenen (blå pil) löper medialt till den gemensamma halspulsådern. Den djupa cervikala fascian som ligger över dessa strukturer kan ses med sin glittrande reflektion. Skalstreck = 1 mm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Mikroskopiska bilder av det resekerade gangliet . (A) Avlägsnade övre cervikala ganglier under fluorescerande mikroskopi. Till vänster visas SCG avskild från en vanlig mus och fungerar som en icke-fluorescerande kontroll. Till höger visas en fluorescerande SCG som avlägsnats från en transgen mus med röda fluorescerande nervceller. Skalstreck = 500 μm. (B) Immunofluorescensfärgning för tyrosinhydroxylas (TH), en markör för adrenerga nerver, i det resekterade röda fluorescerande gangliet (P0). Skalstapel = 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Utveckling av Horners syndrom efter SCGx. (A) En normal mus före SCGx. (B) Utvecklingen av ptos (svart pil), hängande ögonlock, efter ipsilateral SCGx, vilket är ett tecken på Horners syndrom. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Immunofluorescens och motsvarande H&E-färgning för den adrenerga markören i målvävnaden efter SCGx jämfört med skenkirurgi. (A) Vänster, immunofluorescensfärgning för tyrosinhydroxylas (TH) i den submandibulära spottkörteln efter SCGx eller skenkirurgi. Till höger, motsvarande H&E-färgning av samma vävnad. Skalstreck = 200 μm. (B) Kvantifiering av TH-färgningen. Data representerar medelvärdet ± SEM. Statistisk analys med oparat, tvåsidigt studentens t-test, p < 0,0001. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: ELISA-kvantifiering av noradrenalin i spottkörteln efter SCGx jämfört med skenkirurgi. Data representerar medelvärdet ± SEM. Statistisk analys med oparat, tvåsidigt studentens t-test, p < 0,0001. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Detta protokoll beskriver en musmodell för kirurgisk ensidig ablation av SCG-ingång. Denna teknik gör det möjligt att studera effekterna av adrenerg innervation i olika miljöer. Dessutom kan det resekerade sympatiska gangliet också odlas i 3D-matrigelkultur för in vitro-experiment 30.
Studier som involverar SCGx har mestadels utförts på råttor, eftersom deras större anatomi möjliggör enklare anatomisk visualisering och dissektion. Medan SCGx i möss har beskrivits tidigare av Ziegler et al.26 och kortfattat rapporterats i andra studier21,22,27,28, baserades tekniken på den som används på råttor, där CCA exponeras och dissekeras före resektionen av SCG. Till skillnad från råttmodellen är CCA hos möss mindre och tunnare, vilket gör dissektionen svårare och därför mer benägen att drabbas av den allvarliga komplikationen med större blödning från CCA. Dessutom kräver exponeringen av CCA mer omfattande manipulation, inklusive förskjutning av sternocleidomastoideusmuskeln, samt dissektion och lateral rotation av spottkörteln26. Däremot använder den nuvarande metoden den främre jugularven istället för CCA som anatomiskt landmärke. I jämförelse med CCA är den främre jugularven belägen mer ytligt och sträcker sig längre kraniellt (Figur 2A). Detta ger några fördelar. För det första är detta landmärke lättare att se utan dissektion och förskjutning av spottkörteln och sternocleidomastoideusmuskeln, vilket gör operationen mindre invasiv; Detta protokoll kräver därför bara att saliven dras ner något (steg 2.2). Den minimala dissektionen förkortar också operationstiden och anestesitiden för djuret. Dessutom, genom att undvika omfattande dissektion av CCA, minimeras risken för att skada CCA, vilket kan leda till stora och dödliga blödningar i allvarliga fall. Manipulering av CCA är oundviklig, eftersom SCG är belägen vid förgreningen av CCA, men genom att närma sig denna region posteromedialt via en piercing bredvid den främre halsvenen snarare än att öppna fascian direkt över CCA, minimerar detta protokoll kontakten med och därmed risken för skada på denna stora artär.
Två stora utmaningar står inför när man utför denna operation. Den första är den framgångsrika identifieringen av SCG, särskilt med tanke på den mycket lilla storleken på de anatomiska landmärkena och själva gangliet i musmodeller. Det är därför viktigt att noggrant dissekera och identifiera landmärkena. I steg 2.3 måste en vinklad pincett sättas in för att genomborra den djupa cervikala fascian i vinkeln mellan den bakre delen av den bakre delen av de digastriska och omohyoida musklerna. Under detta steg ses vanligtvis den främre jugularven löpa längs den laterala kanten av omohyoidmuskeln och bör hållas medialt till insättningspunkten (Figur 1); detta är ett viktigt landmärke och kommer att hjälpa dig att komma in i rätt utrymme för att hitta SCG. Om SCG inte ses i den laterala regionen av detta utrymme, måste vävnaderna utforskas mer lateralt och överlägset. Under denna dissektion visualiseras halspulsåderskidan lateralt i förhållande till synfältet för att undvika blödning i de omgivande vävnaderna och för att hjälpa till att identifiera SCG medialt för denna struktur.
Den andra stora utmaningen för denna procedur är att hantera blödningsrisken. Det finns flera kritiska vaskulära strukturer intill SCG, inklusive CCA, den yttre halspulsådern och den inre halsvenen. Enligt vår erfarenhet, om blödning uppstår, påträffas den intraoperativt snarare än postoperativt. Blödning kan uppstå under steget att lossa pincetten i steg 3.4. Skador på kärlen är mest sannolika att uppstå när man försöker skala och försiktigt avulera gangliet från de omgivande kärlen och vävnaderna. Aktiv blödning kanske inte syns omedelbart eftersom en pincett kläms fast nära kärlen i det området. Därför kan blödning upptäckas när tången släpps, och det är viktigt att inspektera området noggrant efter att gangliet har tagits bort. I sällsynta fall av blodförgiftning på grund av en reva i ett större kärl är det meningslöst att hålla trycket över området på grund av den snabba blödningshastigheten. I denna situation måste operationen avslutas och musen måste avlivas.
Med tanke på utmaningarna med SCG-identifiering och möjliga blödningskomplikationer rekommenderas det att först öva SCG-dissektion och borttagning på likmöss för att bli bekant med anatomin innan den experimentella överlevnadskirurgin utförs.
Denna metod kan också påverkas av kirurgens handedness. Ingreppet är lättare att utföra på samma sida som kirurgens dominanta hand. Till exempel, när man utför SCGx på höger sida av musen, skulle kirurgens vänstra hand användas för att ta tag i basen av gangliet, och den högra handen skulle användas för att dra ut ganglion, vilket innebär att operationen skulle kräva mer finess med höger hand. Om bilateral SCGx ska utföras kan det vara mer tidskrävande och kräva mer träning för att utföra på kirurgens icke-dominanta sida.
Denna kirurgiska teknik av SCGx i en murin modell möjliggör framtida experimentella studier som undersöker effekterna av det sympatiska nervsystemet i både onkologiska och fysiologiska miljöer. Musmodellen har flera fördelar jämfört med andra in vivo-modeller , inklusive den låga kostnaden, den enkla hanteringen och möjligheten till genetisk manipulation, vilket gör det möjligt att skapa mer kraftfulla experimentella modeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Q.W. stöddes av NIH T32CA009685. R.J.W. stöddes av NIH R01CA219534. Memorial Sloan Kettering Cancer Center Core Facilities stöddes av NIH P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
References
- Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341 (6142), 1236361 (2013).
- Zhao, C. M., et al.
- Zahalka, A. H., et al. Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer. Science. 358 (6361), 321-326 (2017).
- Amit, M., et al. Loss of p53 drives neuron reprogramming in head and neck cancer. Nature. 578 (7795), 449-454 (2020).
- Renz, B. W., et al. Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness. Cancer Discovery. 8 (11), 1458-1473 (2018).
- Lucido, C. T., et al. Innervation of cervical carcinoma is mediated by cancer-derived exosomes. Gynecologic Oncology. 154 (1), 228-235 (2019).
- Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16 (4), 400-412 (2015).
- Maronde, E., Stehle, J. H. The mammalian pineal gland: Known facts, unknown facets. Trends in Endocrinology & Metabolism. 18 (4), 142-149 (2007).
- Yamazaki, S., et al.
- Huang, J., et al. S100+ cells: A new neuro-immune cross-talkers in lymph organs. Scientific Reports. 3 (1), 1114 (2013).
- Dieguez, H. H., et al. Melatonin protects the retina from experimental nonexudative age-related macular degeneration in mice. Journal of Pineal Research. 68 (4), 12643 (2020).
- Liu, H., et al. Bilateral superior cervical ganglionectomy attenuates the progression of β-aminopropionitrile-induced aortic dissection in rats. Life Sciences. 193, 200-206 (2018).
- Zhang, W., et al. The role of the superior cervical sympathetic ganglion in ischemia reperfusion-induced acute kidney injury in rats. Frontiers in Medicine. 9, 792000 (2022).
- Zhang, W., et al. Superior cervical ganglionectomy alters gut microbiota in rats. American Journal of Translational Research. 14 (3), 2037-2050 (2022).
- Wang, X., et al. β-Adrenergic signaling induces Notch-mediated salivary gland progenitor cell control. Stem Cell Reports. 16 (11), 2813-2824 (2021).
- Boyd, A., Aragon, I. V., Abou Saleh, L., Southers, D., Richter, W. The cAMP-phosphodiesterase 4 (PDE4) controls β-adrenoceptor- and CFTR-dependent saliva secretion in mice. Biochemical Journal. 478 (10), 1891-1906 (2021).
- Smith, B., Butler, M. The effects of long-term propranolol on the salivary glands and intestinal serosa of the mouse. The Journal of Pathology. 124 (4), 185-187 (1978).
- Sucharov, C. C., et al. β-Adrenergic receptor antagonism in mice: A model for pediatric heart disease. Journal of Applied Physiology. 115 (7), 979-987 (2013).
- Ding, C., Walcott, B., Keyser, K. T. The alpha1- and beta1-adrenergic modulation of lacrimal gland function in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1504-1510 (2007).
- Grisanti, L. A., et al. Prior β-blocker treatment decreases leukocyte responsiveness to injury. JCI Insight. 5 (9), 99485 (2019).
- Alito, A. E., et al. Autonomic nervous system regulation of murine immune responses as assessed by local surgical sympathetic and parasympathetic denervation. Acta Physiologica, Pharmacologica et Therapeutica Latinoamericana. 37 (3), 305-319 (1987).
- Yun, H., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. A central role for sympathetic nerves in herpes stromal keratitis in mice. Ophthalmology & Visual Science. 57 (4), 1749-1756 (2016).
- Haug, S. R., Heyeraas, K. J. Effects of sympathectomy on experimentally induced pulpal inflammation and periapical lesions in rats. Neuroscience. 120 (3), 827-836 (2003).
- Savastano, L. E., et al. A standardized surgical technique for rat superior cervical ganglionectomy. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 22-33 (2010).
- Garcia, J. B., Romeo, H. E., Basabe, J. C., Cardinali, D. P. Effect of superior cervical ganglionectomy on insulin release by murine pancreas slices. Journal of the Autonomic Nervous System. 22 (2), 159-165 (1988).
- Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2017).
- Getsy, P. M., Coffee, G. A., Hsieh, Y. H., Lewis, S. J. The superior cervical ganglia modulate ventilatory responses to hypoxia independently of preganglionic drive from the cervical sympathetic chain. Journal of Applied Physiology. 131 (2), 836-857 (2021).
- Dieguez, H. H., et al. Superior cervical gangliectomy induces non-exudative age-related macular degeneration in mice. Disease Models & Mechanisms. 11 (2), 031641 (2018).
- Zhang, B., et al. Hyperactivation of sympathetic nerves drives depletion of melanocyte stem cells. Nature. 577 (7792), 676-681 (2020).
- Pirzgalska, R. M., et al. Sympathetic neuron-associated macrophages contribute to obesity by importing and metabolizing norepinephrine. Nature Medicine. 23 (11), 1309-1318 (2017).
- Kajimura, D., Paone, R., Mann, J. J., Karsenty, G. Foxo1 regulates Dbh expression and the activity of the sympathetic nervous system in vivo. Molecular Metabolism. 3 (7), 770-777 (2014).
