Summary
本研究は、生存症例の左ミニ開胸術または非生存症例の正中胸骨切開術を使用したウサギの急性局所心筋虚血および再灌流損傷の再現性の高い動物モデルを示しています。
Abstract
ここでのプロトコルは、非生存および生存実験のためにウサギに in situ 急性局所心筋虚血を誘発するためのシンプルで再現性の高い方法論を提供します。ニュージーランドホワイト成ウサギは、アトロピン、アセプロマジン、ブトルファノール、イソフルランで鎮静されています。動物は挿管され、人工呼吸器にかけられます。静脈内カテーテルを辺縁耳静脈に挿入し、薬を注入します。動物は、ヘパリン、リドカイン、および授乳中のリンゲル液で前薬を投与されます。頸動脈のカットダウンは、血圧モニタリングのための動脈ラインアクセスを得るために行われます。選択された生理学的および機械的パラメータは、継続的なリアルタイム分析によって監視および記録されます。
動物を鎮静させ、完全に麻酔をかけた状態で、4番目の肋間腔小左開胸術(生存)または正中胸骨切開術(非生存)のいずれかが行われます。心膜が開き、左前下行動脈(LAD)が位置します。
ポリプロピレン縫合糸をLAD動脈の2番目または3番目の斜め枝に通し、ポリプロピレンフィラメントを小さなビニールチューブに通してスネアを形成します。動物は、わなを締めることによってLADを閉塞することによって達成される、30分間の局所虚血にさらされます。心筋虚血は、心外膜の局所チアノーゼによって視覚的に確認されます。局所虚血に続いて、結紮糸が緩み、心臓が再灌流されます。
生存実験と非生存実験の両方で、心筋機能は、部分短縮の心エコー検査(ECHO)測定 によって 評価できます。非生存研究では、虚血領域内に埋め込まれた3つのデジタル圧電超音波プローブを使用して収集されたソノミクロメトリーからのデータと、先端に挿入された左心室(LV)カテーテルを使用した左心室発生圧力(LVDP)を継続的に取得して、それぞれ局所および全体的な心筋機能を評価することができます。
生存試験では、切開を閉じ、胸膜空気を排出するために左針開胸穿刺を行い、術後の疼痛管理を行います。
Introduction
心血管疾患は世界の主要な死因であり、毎年1,800万人以上が死亡しています1,2,3。急性心筋梗塞(MI)は、血栓またはアテローム性プラークの一部が冠状動脈の血流を遮断するときに発症する一般的な医療緊急事態です。これは、動脈が灌流する領域に局所心筋虚血を引き起こします。
本研究では、非生存および生存実験のためのウサギモデルでin situ急性局所心筋虚血を作成するために、シンプルで信頼性の高い方法論を利用するプロトコルについて説明します。この方法の最初の目標は、ミトコンドリア移植が心筋壊死の調節と虚血イベント後の虚血後の心機能の増加に及ぼす影響を評価することでした。これまでの研究では、虚血の発症と酸素供給の減少に続いて、ミトコンドリアの変化と高エネルギーリン酸レベルの急激な低下が発生し、心臓のエネルギー貯蔵が劇的に減少することが実証されています4。研究者は、薬理学的介入および/または処置技術を使用して虚血後の機能を改善し、心筋組織壊死を軽減しようとしましたが、これらの技術は限られた心臓保護を提供し、ミトコンドリアの損傷と機能障害への影響を最小限に抑えます5,6,7。私たちのチームや他のチームは、ミトコンドリアの損傷が主に虚血中に発生し、再灌流中のミトコンドリア呼吸機能の維持により、収縮回復が促進され、心筋梗塞のサイズが減少する可能性があることを以前に示しました8,9,10。したがって、再灌流前に虚血の影響を受けていない組織から虚血領域へのミトコンドリア移植は、心筋壊死を減らし、心筋機能を高めるための代替アプローチを提供するという仮説を立てました。ここでは、この理論をテストするために使用されたプロトコルと、最初の研究分析から得られた代表的な結果について詳しく説明します。
さらに、何人かの研究者は、心筋虚血再灌流障害の影響を定義し、適切な治療的介入を確立するために不可欠な他のトピックに焦点を当てています。そのような研究分野の1つがプレコンディショニングです。心筋虚血性プレコンディショニングは、短時間の虚血性ストレスによって活性化される心臓保護メカニズムであり、その後の長期虚血のエピソード中に心臓細胞壊死率を低下させます。これらのメカニズムは、低酸素症または冠状動脈閉塞のいずれかによって活性化される可能性があります。Mandelらは、低酸素-高酸素性プレコンディショニングが一酸化窒素代謝物のバランスを維持し、エンドセリン-1の過剰産生を減少させ、臓器保護をサポートすることを実証しました11。さらに、遠隔虚血性プレコンディショニングの概念、つまり単一臓器のプレコンディショニングが全身保護を提供する現象が探求されています。Aliらは、選択的開放腹部大動脈瘤修復術を受けている患者において、総腸骨動脈を断続的にクロスクランプして刺激する遠隔プレコンディショニングが、術後の心筋損傷、心筋梗塞、および腎障害の発生率を低下させることを発見しました12。
ウサギモデルは、他の種のモデルよりも潜在的な利点を提供し、不整脈の誘発、全体的および地域的な虚血モデル、心臓収縮の研究など、何十年にもわたって複数の異なるシナリオで使用されてきました13,14,15。ウサギの心臓は犬や豚の心臓よりも小さいですが、はるかに低コストで外科的処置を簡単に行うのに十分な大きさです13。ウサギの心臓は、人間の心臓によく似ているため、よく使用されます。実際、代謝率は同様で、β-ミオシン重鎖を発現し、重要な心筋キサンチンオキシダーゼを欠いています16。局所心筋虚血を誘導するために本明細書に記載の技術は、単純で、再現性があり、かつ費用対効果が高い。この方法では、全体的な虚血ではなく局所虚血のみが誘発され、必要な材料が特殊化されていないため、非生存と生存の両方の症例が可能になります。2つの異なる外科的アプローチ(すなわち、胸骨切開術とミニ開胸術)を利用することができるため、オペレーターと実験プロトコルは研究デザインの面でより自由度が高まります。さらに、この手順では、心肺バイパスを使用する必要はありません。これに関連して、冠動脈バイパス移植への低侵襲アプローチは、多血管血行再建術を必要とする患者にとって貴重な選択肢となっています17,18。このモデルは、これらのアプローチの違いを研究し、外科研修生に動物ベースの学習ツールを提供するために使用できます。さらに、このモデルを利用して心臓カテーテル検査を行うことは、生理学的研究および/または外科的トレーニングに役立つ可能性があります。
私たちのモデルは、局所心筋虚血を誘発し、その後、梗塞のサイズ、心筋機能、および細胞の変化を測定することが重要なアプリケーションの方法論を提供します。このプロトコルでは、細胞小器官の内在化、酸素消費、高エネルギーリン酸合成、サイトカインメディエーターとプロテオミクス経路の誘導を調べることにより、細胞機能と虚血への適応、および提案された治療介入(すなわち、ミトコンドリア移植)のいくつかのマーカーを評価することができました。これらの結果は、心筋のエネルギー、細胞生存率、および心機能を維持する上で重要であり、虚血再灌流損傷後の心臓保護技術の客観的な評価を可能にします。このモデルは、虚血後の心筋病理学と回復の分野で同様の生物学的経路と代替を研究するために使用できます。
このプロトコルの目的は、非生存および生存実験のためにウサギにin situ急性局所心筋虚血を誘発するための再現性の高い方法論を提供することです。このモデルは、生存率が高く、術中死亡率が低く、罹患率が最小の方法論を提供します19。急性局所心筋虚血の他のモデルは、放射性標識材料、造影剤、磁気共鳴画像法、またはコンピューターシミュレーションを使用して説明されています20,21,22。私たちのプロトコルは、費用対効果が高く、一貫して再現性があり、技術的要求が低いため、外科の専門知識がなくても研究者が実行できる、信頼性が高くシンプルな方法論を提供します。このプロトコルは、左ミニ開胸術を使用した生存プロジェクトまたは正中線胸骨切開術を使用した非生存モデルのいずれかに対応します。
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Protocol
この調査は、米国国立衛生研究所の動物の飼育と使用に関するガイドラインに従って実施され、ボストン小児病院の動物管理および使用委員会(プロトコル20-08-4247R)によって承認されました。すべての動物は、実験動物の飼育と使用に関するガイドに準拠した人道的なケアを受けました。
1.動物種、麻酔薬、鎮痛剤
- 動物種:ニュージーランド白ウサギ(野生型系統、雌性、性的に成熟した15〜20週齢、体重3〜4kg)を実験研究に使用します。
- 麻酔薬および鎮痛剤:
- 0.01 mg / kgの用量でアトロピンを使用します。 筋肉内(IM)。
- 最初の鎮静には 0.5 mg/kg IM の用量でアセプロマジンを使用し、完全な麻酔には 0.5 mg/kg 静脈内 (IV) を使用します。
- ブトルファノールは0.5 mg / kg IMの用量で使用してください。.
- イソフルランは、精密気化システムフェイスマスク を介して 3%で誘導し、続いて1%〜2%で挿管し、2 L / minで100%の酸素(O2)を使用し、メンテナンスのために1%の全身麻酔を行います。
- メデトミジンを0.25 mg / kg IMの用量で使用します。.
- ケタミンを10 mg / kg IVの用量で使用してください。.
- 開胸部位でブピバカイン肋間ブロックを3 mg / kg IMを超えない用量で使用します。.
- 1%リドカインを1〜1.5 mL / kg IVの用量で使用します。.
- 1〜4 μg / kgのフェンタニル経皮パッチを72時間使用します。.
2. 手順(図1)
- アトロピン、アセプロマジン、およびブトルファノールの単一の複合IM注射でニュージーランド白色の成ウサギを落ち着かせます。精密気化システムフェイスマスク を介して 3%イソフルランで動物を誘導します。
- 盲検化された気管内挿管前の準備(すなわち、声門の視覚化なし)
- 喉頭けいれんを防ぐために、喉頭に1%リドカインをスプレーします。.
- ウサギの外側の歯から予測されたカリーナまでの気管内チューブ(ETT)の長さを事前に測定し、首を伸ばした状態でウサギを胸骨横臥位に置きます。
- カフ付き小児用サイズ(内径3-0または3-5)ETTで、1%〜2%の連続吸入麻酔薬と2 L / minで100%のO2 で動物を挿管します。
- ETTを口に挿入し、トーラスを通って咽頭に向けます。
- チューブの先端が声門に接触するか、呼吸音が失われ、チューブの先端が声門開口部を通過したことを示すまで、ETTを進めます。
- 呼吸音が戻るまでチューブを少し引き抜いてから、再び前進させて、チューブを所定の位置に固定します。
- 機械的サポートで動物を換気する(一回換気量:10 mL / kg、吸気O 2の割合:40%、呼吸数:30-40呼吸/ 分、呼気終末陽圧:5-10 cmH2 O)。
- 全身性炎症反応を引き起こす可能性のある高酸素症を防ぐために、パルスオキシメトリーで測定された92%を超えるO2 飽和度を達成するようにFiO2を調整します。.
- 身体検査(すなわち、聴診)、臨床徴候(すなわち、気管内チューブの端の結露の観察)、および客観的な測定(すなわち、潮汐終末二酸化炭素)によって、ETTの適切な配置を確認します。
- 約10分後、メデトミジンのIM注射をウサギに投与し、麻酔薬と鎮痛薬の効果を同時に与えます。.
- 外科的処置の間、1%イソフルランで全身麻酔を維持します。.
- 22 G IV カテーテルを耳辺縁静脈に挿入し、テープで固定して末梢 IV アクセスを取得します。
注:大腿静脈は、静脈アクセスの代替部位として使用できます。- アセプロマジンIVとケタミンIVで動物を完全に麻酔します。
- 切開前に、1,000 U/mL ヘパリンを 3 mg/kg IV の用量で注射します。
- 最初に 1,000 U/mL ヘパリンを 3 mg/kg の用量で投与し、実験が終了するまで 1 時間ごとに再投与して、現在の外科的プロトコルに従って >400 秒の活性化凝固時間を維持します。
- 手術中に心室細動が発生した場合は、必要に応じて1%リドカインIVおよび/または心外膜非同期除細動を投与します。.心室細動は通常、リドカインを1回または2回投与すると停止します。
- 乳酸リンゲル溶液を10 mL / kg / hで連続的に灌流します。.
注:投与された水分の量が少なく、手術時間が短いことを考えると、この研究の生存研究の動物は、抜管前または回復期間中に利尿を必要としませんでした。動物が肺の状態を悪化させた場合(すなわち、人工呼吸器の設定を増やす、聴診で肺水腫の証拠など)、利尿が推奨されます。
- 頸動脈の切開を行い、動脈血圧(BP)の術中モニタリングを容易にするために、4または5フレンチ動脈ラインを配置します。
注:大腿動脈は、動脈アクセスの代替部位として使用できます。 - 継続的なリアルタイム分析により、すべての生理学的および機械的変数を監視および記録します。
- 頸動脈ラインで動脈血圧を監視し、剃った足に配置されたセンサーを介してパルスオキシメトリを使用してO2飽和度を記録します。
- 3 つの四肢リード (I、II、III) と 3 つの計算された拡張リード (aVL、aVR、および aVF) を備えた心電図 (ECG) でモニターします。
- 虚血前ベースライン、虚血中、再灌流中、および回復の7〜28日目(生存研究を行う場合)に連続してECGトレースを記録します。
- 血圧と心拍数(HR)を継続的に監視することにより、鎮静レベルを監視します。
- 直腸プローブで温度を監視します。
- 左胸骨傍および頂端ビューからの2D ECHOを使用して、生存症例と非生存症例の両方で所望の時点で心筋機能を評価します。
- 左心室拡張末期距離 (LVEDD) と左心室収縮末期距離 (LVESD) を測定し、次の式を使用して、フラクショナル短縮 (FS) を使用して心筋機能を評価します。
FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100
- 左心室拡張末期距離 (LVEDD) と左心室収縮末期距離 (LVESD) を測定し、次の式を使用して、フラクショナル短縮 (FS) を使用して心筋機能を評価します。
- 手術中は、動物を循環温水ブランケットの上に置き、安定した深部体温を維持します。
- 動物を準備し、無菌の方法でドレープします。
- 手術部位を剃り、ベタジンと70%イソプロピルアルコールをそれぞれ3回に分けて塗布して準備します。滅菌ガーゼパッドでその部分を軽くたたいて乾かし、滅菌タオルで動物全体を覆います。
- 左ミニ開胸術(生存試験)
- ブピバカインIMで所定の開胸部位で肋間ブロックを実行します。
- 切開前に耳介静脈 から 1%リドカインIVを投与します。
- 各肋骨の下面に平行に位置する神経筋束を避けるために、第5肋骨の上部に沿った第4肋間腔から左ミニ開胸術を行います。
- 心臓の前外側表面(すなわち、LAD斜め枝の解剖学的位置)を最もよく視覚化するために、前外側開胸術を行います。
- 枕またはビーンバッグを使用して、左側を約30°上げてウサギを配置します。
- ウサギの同側の脚を頭の上に固定して、手術野と肋骨スペースの間にスペースを作ります。
- 肋骨、胸骨、肩甲骨などの骨のランドマークを触診し、フェルトペンで輪郭を描きます。#10の刃で第5肋骨の上にある皮膚を切開します。切開部が肋骨と平行に保たれていることを確認してください。
- 電気焼灼を使用して、大胸筋と前鋸筋を分割します。第5肋骨の真上の沿岸間筋を電気焼灼で分割し、神経血管束を温存します。
- 鋭くまたは鈍い解剖を伴う第4肋間腔から胸膜腔に慎重に入ります。最初の胸膜切開を肋骨と平行に両方向に伸ばし、肋骨スプレッダーまたは胸骨リトラクターを挿入できるようになるまで、鋭利または鈍い解剖を行います。
- 肋骨のスペース内に肋骨スプレッダーまたは胸骨リトラクターを配置し、心臓と心嚢を適切に視覚化できるように広げます。DeBakey鉗子で心膜を持ち上げ、メッツェンバウムのハサミで心膜を開きます。
- LAD動脈隔離
- LAD動脈の2番目または3番目の対角線枝を、テーパー針のポリプロピレン縫合糸(3-0)で囲みます。針を外し、ポリプロピレンフィラメントの両端を小さなビニールチューブに通してスネアを作ります。
- 冠状動脈を損傷したり、結紮で血管痙攣を引き起こしたりしないように、スネアと冠状動脈の間にプレジェットを配置します。
- DeBakey鉗子を使用して、長方形のPTFEフェルトプレジェット(約7 mm x 3 mm)を拾います。スネアを締めたときに、孤立したLAD動脈とビニールチューブの間に挟まれるように、2本のポリプロピレンフィラメントの間にプレジェットを置きます。
- 胸骨正中切開術(非生存試験)
注:正中線胸骨切開術のアプローチは、LVDPとソノミクロメトリーによるより侵襲的なモニタリングを利用できる非生存症例に最適です。- 湾曲したメイヨーハサミを使用して正中線胸骨切開術を行います。胸骨リトラクターを配置し、心臓と心嚢を適切に視覚化できるように広げます。
- DeBakey鉗子で心膜を持ち上げ、メッツェンバウムのハサミで心膜を開きます。
- 3つの圧電ソノミクロメトリー結晶を配置します。
- LVの心外膜に1mmの小さな切り込みを3つ入れ、三角形の角を形成します。圧電ソノミクロメトリー結晶を心外膜の切り口の内側に配置します。
- ワイヤーを5-0ポリプロピレンUステッチで心臓表面に固定します。ソノミクロメトリーを使用して記録する場合は、2〜3回の心拍で正確に記録できるように、機械換気を一時停止します。.
注意: 心臓が線維化し、1%リドカインが有効でなく、心外膜除細動が必要な場合は、ソノマイクロメーターをオフにし、データ収集システムから切り離して、両方を電気入力から保護します。
- LAD動脈の分離:
- LAD動脈の2番目または3番目の対角線枝を、テーパー針のポリプロピレン縫合糸(3-0)で囲みます。
- 針を外し、ポリプロピレンフィラメントの両端を小さなビニールチューブに通してスネアを作ります。
- 冠動脈を損傷したり、結紮で血管痙攣を引き起こしたりしないように、スネアと冠動脈の間にプレジェットを配置します。
- DeBakey鉗子を使用して、長方形のPTFEフェルトプレジェット(約7 mm x 3 mm)を拾います。スネアを締めたときに、孤立したLAD動脈とビニールチューブの間に挟まれるように、2本のポリプロピレンフィラメントの間にプレジェットを置きます。
- LVDPの測定:
- LVの頂点に5-0のポリプロピレンUステッチを配置し、LVの頂点に11枚のブレードで1mmの小さな切り込みを入れます。
- 3フレンチバルーンカテーテルをLVルーメンに挿入します。カテーテルを5-0ポリプロピレンUステッチ縫合糸に結び付けて、LVに固定します。
- モニターに接続されたトランスデューサーにカテーテルを接続して、LVDPを記録します。データ・アクイジション・システム(後述)を使用してLVDPを記録します。カテーテルをゼロにして、三方活栓を空中に開き、モニターをゼロにすることで、血行動態変数を記録します。
- データ取り込みシステム
- 使用しているコンピュータ/ラップトップでデータ収集システム( 材料表を参照)を起動します。モニターからコンピューター/ラップトップにワイヤーを接続します。
- データ集録システムで チャンネル1 を選択し、 LVDPという名前を付けます。モニターを使用してトランスデューサーをゼロにします。
メモ:血圧と心拍をデータ収集システムに接続する場合は、同じプロセスに従って、ワイヤをラップトップに接続し、 チャンネルを選択し、血圧を測定する場合はゼロを選択します。
- ポリプロピレン縫合糸フィラメントを引き上げながらビニールチューブを押し下げてスネアを締めて冠動脈を閉塞します。チューブを直接クランプして所定の位置に固定することにより、モスキートクランプで希望の気密性を維持します。
- 心外膜の局所チアノーゼにより心筋虚血を目視で確認する。局所虚血は、STセグメントの存在とT波の変化を伴うECGでも確認できます。
- 目視確認後、麻酔下で30分間局所虚血を誘発する。
- 局所虚血中の 0 分、10 分、20 分、および 30 分で、生存症例と非生存症例の両方について、2D ECHO による FS を評価します。
- 非生存症例の虚血前時間、心筋虚血時間、および虚血後時間の間にLVDPとソノミクロメトリーを継続的に評価します。
- 必要に応じて、ポリプロピレン縫合糸ステッチをそのままにして動脈を再度結紮することにより、リスクのある領域を描写します。大動脈をクロスクランプし、心臓麻痺針を使用してモナストラルブルー色素98%(PBSで1:5に希釈)を大動脈に注入します。心筋の灌流領域は青く染まり、リスクのある領域は染色されないままです。
- HR、BP、およびO2 飽和度を継続的に監視および記録します。
- 動物が2時間(非生存)または28日間(生存)回復するのを待ちます。
注:ECGは再灌流を確認するために使用できます。この研究で実施された実験では見られませんでしたが、低カリウム血症は再灌流中に発生することが多く、カリウムコントロールまたは適切な注入で修正できます。
- 手続きの結論
- サバイバルケース
- サバイバルの場合は、スネアに使用した3-0のポリプロピレン糸を切り取り、両端をゆるく結び、そのままにしておきます。リスクのある領域と梗塞ゾーンを3-0ポリプロピレン糸で特定します。
- 手順が完了したら、切開部を3層に閉じます。
- 肋骨の周りに2-0ポリグラクチン910の8の字のステッチを2つ結んで、最初の層を閉じます。
- 筋肉層と皮下層を3-0ポリジオキサノン縫合糸でランニングスタイルで閉じます。
- 5-0モノフィラメント縫合糸を使用して皮下的に皮膚を閉じます。動物が感じる刺激を最小限に抑えるために、埋設されたランニング縫合糸を使用してください。
- 針開胸術を行うことにより、胸膜空気を排出します。
- 術後の疼痛管理を容易にするために、フェンタニル経皮パッチを72時間適用します。
- 術後1週間および2週間の時点で経胸壁心エコー検査を実施して、FSの傾向を評価します。
- 所定の回復期間の後、上記のように動物を鎮静させ、挿管し、麻酔をかけます。胸骨正中切開術を行います。心嚢を露出させて開きます。深い麻酔下でウサギを安楽死させ、心臓を 一斉に取り除き、動物を放血で死亡させます。
- 非生存症例
- 実験後、深い麻酔を保証した後、心臓を完全に露出させ、生化学的および組織分析のために 一斉 に取り出します。動物は放血によって死亡します。
- サバイバルケース
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Representative Results
プロトコル(図1)に続いて、心外膜のチアノーゼを直接可視化することにより、心筋虚血が直ちに確認されました。
標準的な心電図(3つの四肢リード:I、II、III、および3つの計算された拡張リード:aVL、aVR、およびaVF)は、虚血前、虚血中、および再灌流時に継続的に記録されました(図2)。心電図は、頻脈、不整脈(すなわち、心室細動)、伝導系の欠陥(すなわち、束枝ブロック)、梗塞関連のQ波の発生、およびSTセグメント偏差を示す23。
局所虚血の間、局所運動低下は、すべての心臓の前壁の中央腔で肉眼で直接観察され、LADの一時的なわなによる流れの制限によって虚血したLAD動脈の灌流領域と一致しました。生存例と非生存例の両方で、2D ECHO測定値は、虚血前期、局所虚血を誘発する直前、および実験中のさまざまな時点(5分、10分、15分、30分、60分、および120分)で取得されました。左心室拡張末期 (LVEDD) と左心室収縮末期 (LVESD) の寸法は、それぞれ最大および最小の LV 円周で 2D ガイド下 M モード ECHO で測定されました。心筋虚血帯の局所LV壁収縮性は、Mモードを利用したLVの短軸ビューから評価され、カーサーラインがリスクのある領域を覆っています。分数短縮(FS)は、FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 10024の式で計算した。その結果、虚血前時間と比較して、虚血時間中および虚血後時間中に部分短縮が減少することが示されました(図3)
心筋損傷の程度を定量化するために、梗塞のサイズは、トリフェニルテトラゾリウムクロリド(TTC)(シグマケミカル社、ミズーリ州セントルイス)染色で生化学的に測定できます。この作業では、リスクのある領域は、所定の位置に残されたプロレンステッチを結ぶことにより、関与する動脈の再結紮によって描写されました。大動脈をクロスクランプし、モナストラルブルー色素(PBSで1:5に希釈)を心臓麻痺針を使用して大動脈から送達しました。灌流心筋の領域は青色に染色され、リスクのある領域は動脈の結紮により染色されないままでした。
心臓は、左心室の長軸を横切って、頂点から基部まで、厚さ1cmの横断面にスライスされ、ガラス板の間に置かれ、ブルドッグクランプで圧縮されました。各セクションの各側面のリスクのある領域は、透明なアセテートシートでトレースされました。心臓切片を、1% TTCの入った暗色の容器内で、リン酸緩衝液(pH 7.4)溶液中で38°Cで20分間インキュベートしました。その後、心臓切片を10%ホルムアルデヒド溶液に24時間保存し、最終測定を行い、梗塞ゾーンの可視化を強化しました。切片をガラス板の間に置き、ブルドッグクランプで圧縮した。心筋壊死は、心筋組織の白い領域によって証明され、赤レンガ色の領域は生存可能な組織を示しました。(図4)各切片の両側のリスク領域内の梗塞領域(白)を透明なアセテートシート上にトレースしました。面積測定は、リスクのある領域と梗塞ゾーンを測定するために使用されました。リスク領域と梗塞ゾーンの体積は、平坦化された領域にスライスの厚さを掛けることによって計算されました。梗塞容積は、各心臓25の総LV容積の百分率として表した。LV重量に対するリスク領域の比率を計算し、梗塞サイズをリスク領域のパーセンテージとして表しました。私たちの以前の研究は、回復の2時間後と28日後、ミトコンドリア群と対照群の両方で、リスクのある領域(すなわち、LV質量の割合として)がそれぞれ約29%と27%であったことを示しましたが、回復の2時間と28日後、ミトコンドリア心臓の梗塞サイズ(すなわち、梗塞サイズ/リスクのある領域)は9.8%と7.9%でした。 対照の心臓ではそれぞれ37%と34%と比較されました26。さらに、以前の実験では、対照群のフラクショナル短縮とLVDPは、ベースラインと比較して、それぞれ50%〜60%と70%〜80%に減少しました。
図1:プロトコル図プロトコルは、生存または非生存のケースのいずれかの実験のニーズに基づいて調整できます。非生存症例は、正中線胸骨切開術を使用したより侵襲的な外科的アプローチで実施できるため、ソノミクロメトリー結晶、心外膜心エコー検査(ECHO)、およびLVカテーテルを使用して、部分短縮とLVDPの測定を行うことができます。切開治癒と疼痛管理を考慮する必要がある生存症例の場合、左ミニ開胸術を実施でき、2D ECHOを使用して、より長い研究期間中のさまざまな時点で心筋機能を評価できます。この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図2:局所虚血誘発前、虚血時間中、および再灌流中の代表的な心電図(四肢IIおよび計算された増強鉛aVL)。 ミリボルトとミリ秒のスケールが左側に示されています。左前下行動脈スネアの時点とモーメントを下に示します。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図3:フラクショナル短縮(FS)の測定による心臓の心エコー検査評価。 分数短縮は、最大LV円周と最小LV円周で2Dガイド下Mモードで左心室拡張末期距離と左心室収縮末距離をそれぞれ取得することによって測定されました。部分短縮は、(A)ベースライン/虚血前、(B)左前下行動脈(LAD)の一時的なスネアリング中に、カーソルラインがリスクのある領域を覆っているとき、および(C)LADのスネアを解放した後の再灌流中に評価されました。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図4:心筋局所虚血を誘発した30分後に1%塩化トリフェニルテトラゾリウムで染色した心臓の梗塞サイズの代表的な画像。 生存組織は赤く見え、梗塞は白い領域として見られます。スケールバー = 1 mm。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
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Discussion
私たちのプロトコルは、ウサギの急性局所心筋虚血を行うための信頼できる方法論を示しています。左ミニ開胸術のアプローチは、切開とそれに伴う痛みを最小限に抑えなければならない生存症例に最適です。重要なことに、抜管前に利尿療法は必要ではなく、非生存群では術中死亡率、生存群では術後4週間での死亡率はなかった。プロトコルの設計で非生存症例が必要な場合、または全体的および局所的な心筋機能のより詳細なモニタリングが必要な場合は、正中線胸骨切開術を使用できます(図1)。
プロトコルの最も重要なステップは、動脈を損傷したり静脈出血を引き起こしたりすることなく、LADをテーパー針で慎重に囲み、リスクのある一貫した領域を作成するためにLADを閉塞することです。
説明されている手術を行うときに経験する可能性のあるいくつかの合併症は、高潮量による機械的換気中の肺の過膨張、LADの損傷による出血、肋間血管損傷に続発する出血です。手術部位の感染、痛みによる動物の動員不良、および/または心筋局所運動低迷症の残存など、他の術後合併症も発生する可能性があります。これらの合併症の発生率は非常に低いにもかかわらず、研究者はそれらに容易かつ効果的に対処できるはずです。
ウサギは、心筋研究のための優れた動物モデルとして存在します。心拍数は人間の心拍数に似ており、サイズは十分に小さいですが、光学顕微鏡下での組織学的分析が可能です。
この研究には限界があることを認識する必要があります。具体的には、ウサギの心臓は、ブタなどの他の大型動物モデルの心臓よりも小さく、ヒトの心臓との比較に臨床的に関連性が低い。
心血管疾患の発生率と有病率のため、局所心筋虚血をシミュレートする動物モデルを持つことが最も重要です。この方法論は複数の用途があり、血管損傷、慢性心筋虚血、および短期間の心筋の気絶のモデルで有用であることが証明されています27,28,29,30,31。
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Disclosures
金銭的またはその他の利益相反は、著者によって宣言されていません。
Acknowledgments
このプロトコルが使用された最初の研究は、National Heart, Lung, and Blood Institute Grants HL-103642 および HL-088206 によってサポートされました
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Bard Parker | 371210 | |
| #11 blade | Fisher Scientific | B3L | |
| 22 G PIV needle | BD Insyte | 381423 | |
| Acepromazine | VETONE | NDC 13985-587-50 | 0.5 mg/kg IM and IV |
| Aline pressure bag | Infu-Stat | 2139 | |
| Angiocath | Becton Dickinson | 382512 | |
| Arterial Catheter | Teleflex | MC-004912 | |
| Atropine | Hikma Pharmaceuticals | NDC 0641-6006-01 | 0.01 mg/kg IM |
| Betadine and 70% isopropyl alcohol | McKesson | NDC 68599-2302-6 | |
| Blood gas machine | Siemens | MRK0025 | |
| Bovie | Valleylab | E6008 | |
| Bulldog clamps | World Precision Instruments | 14119 | |
| Bupivacaine | Auromedics | NDC 55150-249-50 | 3 mg/kg IM |
| Butorphanol | Roxane | NDC 2054-3090-36 | 0.5 mg/kg IM |
| Clear acetate sheet | Oxford Instruments | ID 51-1625-0213 | |
| Clipers | Andis | AGC2 | |
| DeBakey forceps | Integra | P6280 | |
| Echocardiography machine | Philips | IE33 F1 | |
| Electrocardiography machine | Meditech | MD908B | |
| Endotracheal tube | Medline | #922774 | |
| Fentanyl | West-Ward | NDC 0641-6030-01 | 1–4 µg/kg transdermal patch |
| Formaldehyde solution 10% | Epredia | 94001 | |
| Glass plates | United Scientific | B01MUHX6MR | |
| Heparin Sodium | Sagent | NDC 69-0058-02 | 1000U in 1 mL 3 mg/kg |
| Hot water blanket | 3M | 55577 | |
| Isoflurane | Penn Veterinary Supply, INC | NDC 50989-606-15 | 1%–3% |
| Ketamine | Dechra | NDC 42023-138-10 | 10 mg/kg IV |
| Lab Chart 7 Acquisition Software | Adinstruments | ||
| Lactated Ringer's solution | ICUmedical | NDC 0990-7953-09 | 10 mL/kg/h |
| Laryngoscope | Welch Allyn | 68044 | |
| Left ventricule lumen catheter 3Fr | McKesson | 385764-EA | |
| Lidocaine (1%) | Pfizer | 4276-01 | 1–1.5 mL/kg IV |
| LVDP transducer | Edward | PDP-ED | |
| Marking pen | Viscot | 1451SR-100 Unsterile | |
| Mayo scissors | Mayo | S7-1098 | |
| Medetomidine | Entireoly Pets Pharmacy | NDC 015914-005-01 | 0.25 mg/kg IM |
| Metzenbaum scissors | Cole-Parmer | UX-10821-05 | |
| Monastra. Blue pigment 98% | Chemsavers | MBTR1100G | |
| Monocryl 5-0 | Ethicon | Y463G | |
| Mosquito clamp | Shioda | 802N | |
| PDS 3-0 | Ethicon | 42312201 | |
| Piezoelectric sonomicrometry crystals | Sonometrics | Small 2mm round | |
| Plegets | DeRoyal | 32-363 | |
| Povuine Iodine Prep Solutions | Medline | MDS093940 | |
| Precision vaporized system face mask | Yuwell | B07PNH69BF | |
| Prolene 3-0 | Ethicon | 8665G | |
| Proline 5-0 | Ethicon | 8661G | |
| Pulse oximetry probe | Masimo | 9216-U | |
| Rib spreader | Medline | MDS5621025 | |
| S12 Pediatric Sector Probe | Phillips | 21380A | |
| Sonomicrometer | Sonometrics | BZ10123724 | |
| Sterile gauze | Medline | 3.00802E+13 | |
| Sterile towels | McKesson | MON 277860EA | |
| Sternal retractor | Medline | MDS5610321 | |
| Sutures for closure | J&J Dental | 8698G | |
| Telemetriy monitor | Meditech | MD908B | |
| Temperature probe | Omega | KHSS-116G-RSC-12 | |
| Triphenyl tetrazolium chloride (1%) | Millipore | MFCD00011963 | |
| Ventilator | MedGroup | MSLGA 11 | |
| Vicryl 2-0 | Ethicon | V635H | |
| Vinyl tubing | ABE | DISW 3001 |
References
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