Summary
Die vorliegende Studie zeigt ein hochgradig reproduzierbares Tiermodell der akuten regionalen myokardialen Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen unter Verwendung einer linken Mini-Thorakotomie für Überlebensfälle oder einer Mittellinien-Sternotomie für Nicht-Überlebensfälle.
Abstract
Das vorliegende Protokoll bietet eine einfache, hochgradig replizierbare Methodik zur Induktion einer akuten regionalen myokardialen In-situ-Ischämie beim Kaninchen für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente. Das ausgewachsene neuseeländische weiße Kaninchen wird mit Atropin, Acepromazin, Butorphanol und Isofluran sediert. Das Tier wird intubiert und mechanisch beatmet. Für die Infusion von Medikamenten wird ein intravenöser Katheter in die marginale Ohrvene eingeführt. Das Tier wird mit Heparin, Lidocain und Ringer-Laktationslösung vorbehandelt. Es wird eine Verkleinerung der Halsschlagader durchgeführt, um einen arteriellen Zugang zur Blutdrucküberwachung zu erhalten. Ausgewählte physiologische und mechanische Parameter werden durch kontinuierliche Echtzeitanalyse überwacht und aufgezeichnet.
Wenn das Tier sediert und vollständig betäubt ist, wird entweder eine vierte Thorakotomie im kleinen linken Interkostalraum (Überleben) oder eine Sternotomie in der Mittellinie (Nicht-Überleben) durchgeführt. Der Herzbeutel wird eröffnet und die linke vordere absteigende Arterie (LAD) lokalisiert.
Ein Polypropylen-Nahtmaterial wird um den zweiten oder dritten diagonalen Ast der LAD-Arterie geführt, und das Polypropylen-Filament wird durch ein kleines Vinylrohr gefädelt, wodurch eine Schlinge entsteht. Das Tier wird einer 30-minütigen regionalen Ischämie ausgesetzt, die durch Verschluss der LAD durch Anziehen der Schlinge erreicht wird. Die myokardiale Ischämie wird visuell durch eine regionale Zyanose des Epikards bestätigt. Nach einer regionalen Ischämie wird die Ligatur gelockert und das Herz kann wieder durchblutet werden.
Sowohl für Überlebens- als auch für Nicht-Überlebensexperimente kann die Myokardfunktion über eine echokardiographische (ECHO) Messung der fraktionellen Verkürzung beurteilt werden. Für Nicht-Überlebensstudien können kontinuierlich Daten aus der Sonomikrometrie erfasst werden, die mit drei digitalen piezoelektrischen Ultraschallsonden gesammelt wurden, die in den ischämischen Bereich implantiert wurden, und der linke Ventrikel entwickelte Druck (LVDP) mit einem apikal eingeführten Katheter des linken Ventrikels (LV) zur Bewertung der regionalen bzw. globalen Myokardfunktion erfasst werden.
Für Überlebensstudien wird der Schnitt geschlossen, eine Thorakozentese der linken Nadel zur Evakuierung der Pleuraluft durchgeführt und eine postoperative Schmerzkontrolle erreicht.
Introduction
Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind die häufigste Todesursache weltweit und tragen jedes Jahr zu über 18 Millionen Todesfällen bei 1,2,3. Ein akuter Myokardinfarkt (MI) ist ein häufiger medizinischer Notfall, der entsteht, wenn ein Blutgerinnsel oder ein Stück atheromatöser Plaque den Blutfluss einer Koronararterie blockiert. Dies führt zu einer regionalen myokardialen Ischämie in dem Gebiet, das die Arterie durchblutet.
Die vorliegende Studie beschreibt ein Protokoll, das eine einfache und zuverlässige Methodik verwendet, um in situ eine akute regionale myokardiale Ischämie in einem Kaninchenmodell für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente zu erzeugen. Das ursprüngliche Ziel dieser Methode war es, die Auswirkungen einer mitochondrialen Transplantation auf die Modulation der Myokardnekrose und die Erhöhung der postischämischen Herzfunktion nach einem ischämischen Ereignis zu untersuchen. Frühere Forschungen haben das Auftreten von mitochondrialen Veränderungen und einen raschen Abfall des energiereichen Phosphatspiegels nach dem Einsetzen einer Ischämie und einer Verringerung der Sauerstoffversorgung gezeigt, was zu einer drastischen Abnahme der kardialen Energiespeicher führt4. Die Forscher haben versucht, die postischämische Funktion zu verbessern und die Nekrose des Myokardgewebes durch pharmakologische Interventionen und/oder Verfahrenstechniken zu verringern, aber diese Techniken bieten eine begrenzte Kardioprotektion und haben nur minimale Auswirkungen auf mitochondriale Schäden und Funktionsstörungen 5,6,7. Unser Team und andere haben bereits gezeigt, dass mitochondriale Schäden hauptsächlich während der Ischämie auftreten und dass die kontraktile Erholung verbessert und die Größe des Myokardinfarkts verringert werden kann, wenn die mitochondriale Atmungsfunktion während der Reperfusion erhalten bleibt 8,9,10. Daher stellten wir die Hypothese auf, dass eine mitochondriale Transplantation aus Geweben, die nicht von einer Ischämie betroffen sind, in den Bereich der Ischämie vor der Reperfusion einen alternativen Ansatz zur Verringerung der Myokardnekrose und zur Verbesserung der Myokardfunktion darstellen würde. Im Folgenden beschreiben wir das Protokoll, das zum Testen dieser Theorie verwendet wurde, und die repräsentativen Ergebnisse, die wir aus unserer ersten Studienanalyse erhalten haben.
Darüber hinaus haben sich mehrere Forscher auf andere Themen konzentriert, die für die Definition der Auswirkungen von Myokardischämie-Reperfusionsschäden und die Etablierung geeigneter therapeutischer Interventionen von wesentlicher Bedeutung sind. Ein solches Forschungsgebiet ist das der Präkonditionierung. Die myokardiale ischämische Präkonditionierung ist ein kardioprotektiver Mechanismus, der durch kurzen ischämischen Stress aktiviert wird und zu einer Verringerung der Rate der Herzzellnekrose während nachfolgender Episoden anhaltender Ischämie führt. Diese Mechanismen können entweder durch Hypoxie oder Koronarverschluss aktiviert werden. Mandel et al. zeigten, dass die hypoxisch-hyperoxische Vorkonditionierung dazu beitrug, das Gleichgewicht der Stickstoffmonoxid-Metaboliten aufrechtzuerhalten, die Endothelin-1-Überproduktion zu reduzieren und den Organschutz zu unterstützen11. Darüber hinaus wurde das Konzept der fernischämischen Präkonditionierung untersucht, ein Phänomen, bei dem die Präkonditionierung eines einzelnen Organs einen systemischen Schutz bietet. Ali et al. fanden heraus, dass bei Patienten, die sich einer elektiven Reparatur eines offenen Bauchaortenaneurysmas unterzogen, eine Fernpräkonditionierung, die durch intermittierendes Kreuzklemmen der Arteria iliaca als Stimulus durchgeführt wurde, die Inzidenz von postoperativen Myokardverletzungen, Myokardinfarkten und Nierenfunktionsstörungen reduzierte12.
Kaninchenmodelle bieten potenzielle Vorteile gegenüber Modellen mit anderen Spezies und werden seit Jahrzehnten in verschiedenen Szenarien eingesetzt, darunter die Induktion von Arrhythmien, globale und regionale ischämische Modelle und die Herzkontraktionsforschung, unter anderem13,14,15. Obwohl das Kaninchenherz kleiner ist als das eines Hundes oder Schweins, ist es groß genug, um chirurgische Eingriffe zu viel geringeren Kosten durchzuführen13. Das Kaninchenherz wird oft verwendet, da es dem menschlichen Herzen sehr ähnlich ist. In der Tat hat es eine ähnliche Stoffwechselrate, exprimiert β-Myosin-Schwerkette und es fehlt eine signifikante myokardiale Xanthinoxidase16. Die hierin beschriebene Technik zur Induktion einer regionalen myokardialen Ischämie ist einfach, wiederholbar und kostengünstig. Diese Methode ermöglicht sowohl Nicht-Überlebens- als auch Überlebensfälle, da nur eine regionale Ischämie und keine globale Ischämie induziert wird und die benötigten Materialien nicht spezialisiert sind. Es können zwei verschiedene chirurgische Ansätze (Sternotomie und Mini-Thorakotomie) verwendet werden, wodurch der Operateur und die experimentellen Protokolle mehr Freiheit in Bezug auf das Studiendesign erhalten. Darüber hinaus erfordert das Verfahren keinen kardiopulmonalen Bypass. In diesem Zusammenhang sind minimalinvasive Ansätze zur Bypass-Transplantation von Koronararterien zu wertvollen Alternativen für Patienten geworden, die ein Multigefäß-Revarskularizaiton benötigen17,18. Dieses Modell könnte verwendet werden, um die Unterschiede zwischen diesen Ansätzen zu untersuchen und ein tierbasiertes Lernwerkzeug für chirurgische Auszubildende bereitzustellen. Darüber hinaus kann die Durchführung einer Herzkatheteruntersuchung mit diesem Modell für die physiologische Forschung und/oder das chirurgische Training nützlich sein.
Unser Modell bietet eine Methodik für Anwendungen, bei denen die Induktion einer regionalen myokardialen Ischämie und die anschließende Messung der Infarktgröße, der Myokardfunktion und der zellulären Veränderungen von Bedeutung sind. Mit diesem Protokoll waren wir in der Lage, mehrere Marker der zellulären Funktion und Anpassung an Ischämie und die vorgeschlagene therapeutische Intervention (d.h. mitochondriale Transplantation) zu evaluieren, indem wir die Internalisierung von Organellen, den Sauerstoffverbrauch, die hochenergetische Phosphatsynthese und die Induktion von Zytokinmediatoren und Proteomwegen untersuchten. Diese Ergebnisse sind wichtig für die Erhaltung der myokardialen Energetik, der Zelllebensfähigkeit und der Herzfunktion und ermöglichen die objektive Bewertung kardioprotektiver Techniken nach Ischämie-Reperfusionsverletzungen. Dieses Modell könnte verwendet werden, um ähnliche biologische Signalwege und Alternativen im Bereich der postischämischen Myokardpathologie und Genesung zu untersuchen.
Das Ziel dieses Protokolls ist es, eine hochgradig reproduzierbare Methodik zur Induktion einer akuten regionalen myokardialen Ischämie beim Kaninchen für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente bereitzustellen. Dieses Modell bietet eine Methodik mit hohem Überleben, niedriger intraoperativer Mortalität und minimaler Morbidität19. Andere Modelle für akute regionale myokardiale Ischämie wurden mit radioaktiv markierten Materialien, Kontrastmitteln, Magnetresonanztomographie oder Computersimulationen beschrieben20,21,22. Unser Protokoll bietet eine zuverlässige und einfache Methodik, die kostengünstig und konsistent reproduzierbar ist und einen geringen technischen Aufwand hat und daher von Untersuchern ohne chirurgische Expertise durchgeführt werden kann. Dieses Protokoll ermöglicht entweder ein Überlebensprojekt mit einer linken Mini-Thorakotomie oder ein Nicht-Überlebensmodell mit einer Mittellinien-Sternotomie.
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Protocol
Diese Untersuchung wurde gemäß den Richtlinien der National Institutes of Health zur Pflege und Verwendung von Tieren durchgeführt und vom Animal Care and Use Committee des Boston Children's Hospital genehmigt (Protokoll 20-08-4247R). Alle Tiere erhielten eine humane Pflege in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren.
1. Tierarten, Anästhetika und Analgetika
- Tierarten: Verwenden Sie neuseeländische weiße Kaninchen (Wildtyp-Stamm; weibliches Geschlecht; geschlechtsreif 15-20 Wochen alt; 3-4 kg Körpergewicht) für experimentelle Studien.
- Anästhetika und Analgetika:
- Verwenden Sie Atropin in einer Dosis von 0,01 mg/kg intramuskulär (IM)
- Verwenden Sie Acepromazin in einer Dosis von 0,5 mg/kg i.m. für die initiale Sedierung und 0,5 mg/kg intravenös (i.v.) für die Vollnarkose.
- Verwenden Sie Butorphanol in einer Dosis von 0,5 mg/kg i.m.
- Verwenden Sie Isofluran über eine präzisionsverdampfte Gesichtsmaske mit 3 % für die Induktion, gefolgt von einer Intubation mit 1 % bis 2 %, Sauerstoff (O2) mit 100 % bei 2 l/min und einer Vollnarkose mit 1 % zur Erhaltung.
- Verwenden Sie Medetomidin in einer Dosis von 0,25 mg/kg i.M.
- Verwenden Sie Ketamin in einer Dosis von 10 mg/kg i.v.
- Verwenden Sie einen Bupivacain-Interkostalblock an der Thorakotomiestelle in einer Dosis von nicht mehr als 3 mg/kg i.M.
- Verwenden Sie 1% Lidocain in einer Dosis von 1-1,5 ml/kg i.v.
- Verwenden Sie ein transdermales Fentanyl-Pflaster mit 1-4 μg/kg für 72 Stunden.
2. Verfahrensschritte (Abbildung 1)
- Beruhigung von ausgewachsenen neuseeländischen weißen Kaninchen mit einer einzigen kombinierten IM-Injektion von Atropin, Acepromazin und Butorphanol. Induzieren Sie das Tier mit 3% Isofluran über eine präzisionsverdampfte System-Gesichtsmaske.
- Vorbereitung vor der verblindeten endotrachealen Intubation (d.h. ohne Visualisierung der Stimmritze)
- Besprühen Sie den Kehlkopf mit 1% Lidocain, um Laryngospasmus zu verhindern.
- Messen Sie die Länge des Endotrachealtubus (ETT) an der Außenseite des Kaninchens von den Zähnen bis zur vorhergesagten Carina vor und bringen Sie das Kaninchen in eine sternale Liegeposition mit gestrecktem Hals.
- Intubieren Sie das Tier mit einer pädiatrischen ETT mit Manschette (3-0 oder 3-5 Innendurchmesser) unter kontinuierlicher Inhalationsnarkose bei 1%-2% undO2 bei 100% bei 2 l/min.
- Führen Sie das ETT in den Mund ein und führen Sie es am Torus vorbei in den Rachen.
- Schieben Sie das ETT vor, bis entweder die Spitze des Schlauchs die Stimmritze berührt oder die Atemgeräusche verloren gehen, was darauf hinweist, dass die Schlauchspitze durch die Glottusöffnung gegangen ist.
- Ziehen Sie den Schlauch leicht zurück, bis die Atemgeräusche wiederhergestellt sind, und rücken Sie dann wieder vor und befestigen Sie den Schlauch.
- Beatmung des Tieres mit mechanischer Unterstützung (Tidalvolumen: 10 ml/kg, Anteil des eingeatmeten O 2: 40 %, Atemfrequenz: 30-40 Atemzüge/min, positiver endexspiratorischer Druck: 5-10 cmH2O).
- Passen Sie das FiO2 nach Verträglichkeit an, um eine O2-Sättigung von mehr als92 % zu erreichen, gemessen durch Pulsoximetrie, um Hyperoxie zu verhindern, die eine systemische Entzündungsreaktion hervorrufen kann.
- Überprüfen Sie die korrekte Platzierung des ETT durch eine körperliche Untersuchung (z. B. Auskultation), klinische Symptome (z. B. Beobachtung von Kondensation am Ende des Endotrachealtubus) und objektive Messungen (z. B. Kohlendioxid am Ende).
- Nach ca. 10 Minuten wird dem Kaninchen eine i.m. Injektion von Medetomidin verabreicht, um gleichzeitig eine anästhetische und analgetische Wirkung zu erzielen.
- Halten Sie die Vollnarkose mit 1% Isofluran für die Dauer des chirurgischen Eingriffs aufrecht.
- Führen Sie einen 22-G-IV-Katheter in die marginale Ohrvene ein und befestigen Sie ihn mit Klebeband, um einen peripheren IV-Zugang zu erhalten.
HINWEIS: Die Vena femoralis kann als alternative Stelle für einen venösen Zugang verwendet werden.- Betäuben Sie das Tier vollständig mit Acepromazin i.v. und Ketamin i.v.
- Injizieren Sie vor der Inzision 1.000 U/ml Heparin in einer Dosis von 3 mg/kg i.v.
- Verabreichen Sie zunächst 1.000 U/ml Heparin in einer Dosis von 3 mg/kg und wiederholen Sie die Dosis stündlich bis zum Ende des Experiments, um eine aktivierte Gerinnungszeit von >400 s gemäß dem aktuellen chirurgischen Protokoll aufrechtzuerhalten.
- Verabreichen Sie bei Bedarf 1% Lidocain i.v. und/oder epikardiale asynchrone Defibrillation, wenn während der Operation Kammerflimmern auftritt. Kammerflimmern hört in der Regel mit ein oder zwei Dosen Lidocain auf.
- Lactat-Ringer-Lösung kontinuierlich mit 10 ml/kg/h perfundieren.
HINWEIS: Aufgrund der geringen verabreichten Flüssigkeitsmenge und der kurzen Operationszeiten benötigten die Tiere in den Überlebensstudien in dieser Arbeit keine Diurese vor der Extubation oder während der Erholungsphase. Wenn sich der Lungenstatus des Tieres verschlechtert (d. h. Erhöhung der Beatmungseinstellungen, Anzeichen eines Lungenödems bei der Auskultation usw.), wird eine Diurese empfohlen.
- Führen Sie eine Verkleinerung der Halsschlagader durch und legen Sie eine 4 oder 5 französische arterielle Leitung, um die intraoperative Überwachung des arteriellen Blutdrucks (BP) zu erleichtern.
HINWEIS: Die Arteria femoralis kann als alternative Stelle für den arteriellen Zugang verwendet werden. - Überwachen und zeichnen Sie alle physiologischen und mechanischen Variablen durch kontinuierliche Echtzeitanalyse auf.
- Überwachen Sie den arteriellen Blutdruck mit der Halsschlagaderlinie und erfassen Sie dieO2-Sättigung mittels Pulsoximetrie über einen Sensor, der an einer rasierten Pfote angebracht ist.
- Monitor mit einem Elektrokardiogramm (EKG) mit drei Gliedmaßenableitungen: I, II und III, und drei berechneten erweiterten Ableitungen: aVL, aVR und aVF.
- Zeichnen Sie die EKG-Aufzeichnungen zu präischämischem Ausgangswert, während der Ischämie, während der Reperfusion und seriell während der Tage 7-28 der Genesung auf (wenn eine Überlebensstudie durchgeführt wird).
- Überwachen Sie den Grad der Sedierung durch kontinuierliche Überwachung des Blutdrucks und der Herzfrequenz (HF).
- Überwachen Sie die Temperatur mit einer Rektalsonde.
- Verwenden Sie 2D-ECHO aus der linken parasternalen und apikalen Ansicht, um die Myokardfunktion zu den gewünschten Zeitpunkten sowohl im Überlebens- als auch im Nicht-Überlebensfall zu beurteilen.
- Beurteilen Sie die Myokardfunktion anhand der fraktionierten Verkürzung (FS), indem Sie die enddiastolische Distanz des linken Ventrikels (LVEDD) und die endsystolische Distanz des linken Ventrikels (LVESD) messen und die folgende Formel verwenden:
FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100
- Beurteilen Sie die Myokardfunktion anhand der fraktionierten Verkürzung (FS), indem Sie die enddiastolische Distanz des linken Ventrikels (LVEDD) und die endsystolische Distanz des linken Ventrikels (LVESD) messen und die folgende Formel verwenden:
- Legen Sie das Tier während der Operation auf eine zirkulierende Heißwasserdecke, um eine stabile Körperkerntemperatur aufrechtzuerhalten.
- Bereiten Sie das Tier steril vor und drapieren Sie es:
- Rasieren Sie die Operationsstelle und bereiten Sie sie mit Betadin und 70%igem Isopropylalkohol vor, die jeweils dreifach aufgetragen werden. Tupfen Sie den Bereich mit sterilen Mullbinden trocken und decken Sie das gesamte Tier mit sterilen Handtüchern ab.
- Linke Mini-Thorakotomie (Überlebensstudien)
- Führen Sie eine Interkostalblockade an der vorbestimmten Thorakotomiestelle mit Bupivacain-IM durch.
- Verabreichen Sie 1% Lidocain i.v. über die Ohrvene vor der Inzision.
- Führen Sie eine linke Mini-Thorakotomie durch den vierten Interkostalraum entlang des oberen Teils der fünften Rippe durch, um das neuromuskuläre Bündel zu vermeiden, das sich parallel zur Unterseite jeder Rippe befindet.
- Führen Sie eine anterolaterale Thorakotomie durch, um die anterolaterale Oberfläche des Herzens (d. h. die anatomische Lage der diagonalen LAD-Äste) optimal zu visualisieren.
- Positionieren Sie das Kaninchen mit der linken Seite um ca. 30° mit einem Kissen oder Sitzsack.
- Befestigen Sie das ipsilaterale Bein des Kaninchens über dem Kopf, um Platz für das Operationsfeld und zwischen den Rippenspalten zu schaffen.
- Ertasten und umreißen Sie die knöchernen Landmarken, einschließlich der Rippen, des Brustbeins und des Schulterblatts, mit einem Markierungsstift mit Filzspitze. Schneiden Sie die Haut über der fünften Rippe mit einer #10-Klinge ein. Achten Sie darauf, dass der Schnitt parallel zur Rippe verläuft.
- Verwenden Sie Elektrokauter, um den Musculus pectoralis major und den Musculus serratus anterior zu trennen. Trennen Sie die Interküstenmuskeln direkt über der fünften Rippe mit Elektrokauter, um das neurovaskuläre Bündel zu erhalten.
- Betreten Sie den Pleuraspalt vorsichtig durch den vierten Interkostalraum mit scharfer oder stumpfer Dissektion. Verlängern Sie den anfänglichen Pleuraschnitt parallel zur Rippe in beide Richtungen mit scharfer oder stumpfer Dissektion, bis ein Rippenspreizer oder Sternumretraktor eingeführt werden kann.
- Platzieren Sie einen Rippenspreizer oder einen Brustbein-Retraktor innerhalb des Rippenraums und erweitern Sie ihn, um eine angemessene Visualisierung des Herzens und des Perikardsacks zu ermöglichen. Heben Sie den Herzbeutel mit einer DeBakey-Pinzette an und öffnen Sie den Herzbeutel mit einer Metzenbaum-Schere.
- Isolierung der LAD-Arterie
- Den zweiten oder dritten diagonalen Ast der Arteria LAD mit einem Polypropylen-Naht (3-0) auf einer konischen Nadel umschließen. Entferne die Nadel und fädele beide Enden des Polypropylen-Filaments durch ein kleines Vinylröhrchen, um eine Schlinge zu bilden.
- Platzieren Sie einen Pledget zwischen der Schlinge und der Koronararterie, um eine Beschädigung des Herzkranzgefäßes und/oder einen Vasospasmus durch Ligatur zu vermeiden.
- Nehmen Sie mit einer DeBakey-Pinzette eine rechteckige PTFE-Filzzzange (ca. 7 mm x 3 mm) auf. Platzieren Sie das Pledget zwischen den beiden Polypropylen-Filamenten, so dass es zwischen der isolierten LAD-Arterie und dem Vinylschlauch liegt, wenn die Schlinge angezogen wird.
- Sternotomie der Mittellinie (Nicht-Überlebensstudien)
HINWEIS: Der Mittellinien-Sternotomie-Ansatz ist ideal für Nicht-Überlebensfälle, für die eine invasivere Überwachung mit LVDP und Sonomikrometrie verwendet werden kann.- Führen Sie eine Sternotomie in der Mittellinie mit einer gebogenen Mayo-Schere durch. Platzieren Sie einen Sternumretraktor und erweitern Sie ihn, um eine angemessene Visualisierung des Herzens und des Perikardsacks zu ermöglichen.
- Heben Sie den Herzbeutel mit einer DeBakey-Pinzette an und öffnen Sie den Herzbeutel mit einer Metzenbaum-Schere.
- Platzieren der drei piezoelektrischen Sonomikrometrie-Kristalle:
- Machen Sie drei kleine 1 mm große Schnitte auf dem Epikard des LV, die die Ecken eines Dreiecks bilden. Platzieren Sie die piezoelektrischen Sonomikrometrie-Kristalle in den Epikardschnitten.
- Befestigen Sie die Drähte mit einem 5-0 Polypropylen-U-Stich an der Herzoberfläche. Wenn Sie mit Sonomikrometrie aufzeichnen, pausieren Sie die mechanische Beatmung, um eine genaue Aufzeichnung über zwei bis drei Herzschläge zu ermöglichen.
HINWEIS: Wenn das Herzflimmern auftritt, 1% Lidocain nicht wirksam ist und eine epikardiale Defibrillation erforderlich ist, schalten Sie das Sonomikrometer aus und trennen Sie es vom Datenerfassungssystem, um beide vor elektrischem Input zu schützen.
- Isolierung der LAD-Arterie:
- Den zweiten oder dritten diagonalen Ast der Arteria LAD mit einem Polypropylen-Naht (3-0) auf einer konischen Nadel umschließen.
- Entferne die Nadel und fädele beide Enden des Polypropylen-Filaments durch ein kleines Vinylröhrchen, um eine Schlinge zu bilden.
- Platzieren Sie einen Pledget zwischen der Schlinge und der Koronararterie, um eine Beschädigung der Koronararterie und/oder einen Vasospasmus durch Ligatur zu vermeiden.
- Nehmen Sie mit einer DeBakey-Pinzette eine rechteckige PTFE-Filzzzange (ca. 7 mm x 3 mm) auf. Platzieren Sie das Pledget zwischen den beiden Polypropylen-Filamenten, so dass es zwischen der isolierten LAD-Arterie und dem Vinylschlauch liegt, wenn die Schlinge angezogen wird.
- Messung des LVDP:
- Lege einen 5-0 Polypropylen-U-Stich in den Scheitelpunkt des LV und mache einen kleinen 1 mm langen Schnitt mit einer 11er Klinge in den LV-Scheitelpunkt.
- Führen Sie einen 3 französischen Ballonkatheter in das LV-Lumen ein. Befestigen Sie den Katheter am LV, indem Sie ihn an die 5-0 Polypropylen-U-Naht binden.
- Schließen Sie den Katheter an den an den Monitor angeschlossenen Schallkopf an, um die LVDP aufzuzeichnen. Zeichnen Sie die LVDP mit dem Datenerfassungssystem auf (siehe unten). Stellen Sie den Katheter auf Null, um die hämodynamischen Variablen aufzuzeichnen, indem Sie den Drei-Wege-Absperrhahn in die Luft öffnen und auf dem Monitor auf Null stellen.
- Datenerfassungssystem
- Starten Sie das Datenerfassungssystem (siehe Materialtabelle) auf dem verwendeten Computer/Laptop. Schließen Sie das Kabel vom Monitor an den Computer/Laptop an.
- Wählen Sie Kanal 1 auf dem Datenerfassungssystem aus, und nennen Sie ihn LVDP. Stellen Sie den Wandler mit dem Monitor auf Null.
HINWEIS: Wenn Sie den BP und den HR an das Datenerfassungssystem anschließen, gehen Sie wie folgt vor: Schließen Sie das Kabel an den Laptop an, wählen Sie Kanal und Null, wenn Sie den Blutdruck messen.
- Verschließen Sie die Koronararterie, indem Sie die Schlinge festziehen, indem Sie auf den Vinylschlauch drücken, während Sie an den Polypropylen-Nahtfäden ziehen. Halten Sie die gewünschte Dichtheit mit einer Moskitoklemme aufrecht, indem Sie den Schlauch direkt einklemmen und fixieren.
- Bestätigen Sie die myokardiale Ischämie visuell durch die regionale Zyanose des Epikards. Eine regionale Ischämie kann auch im EKG mit dem Vorhandensein eines ST-Segments und T-Wellen-Veränderungen bestätigt werden.
- Nach visueller Bestätigung eine regionale Ischämie für 30 Minuten unter Narkose induzieren.
- Bei 0 min, 10 min, 20 min und 30 min während der regionalen Ischämie ist der FS mit 2D ECHO sowohl für die Überlebens- als auch für die Nicht-Überlebensfälle zu bewerten.
- Beurteilen Sie die LVDP und die Sonomikrometrie kontinuierlich während der Zeit vor der Ischämie, der myokardialen Ischämie und der postischämischen Zeit für die Nicht-Überlebensfälle.
- Falls erforderlich, grenzen Sie den gefährdeten Bereich ab, indem Sie die Arterie erneut ligieren, wobei der Polypropylen-Nahtstich an Ort und Stelle bleibt. Klemmen Sie die Aorta quer und injizieren Sie das Monastral Blue-Pigment 98% (verdünnt 1:5 in PBS) mit einer Kardioplegienadel durch die Aorta. Die durchbluteten Bereiche des Myokards färben sich blau, und der gefährdete Bereich bleibt ungefärbt.
- Kontinuierliche Überwachung und Aufzeichnung der HF-, Blutdruck- undO2-Sättigung .
- Lassen Sie das Tier 2 Stunden (Nicht-Überleben) oder 28 Tage (Überleben) sich erholen.
HINWEIS: Das EKG kann verwendet werden, um die Reperfusion zu bestätigen. Obwohl in dem in dieser Studie durchgeführten Experiment nicht beobachtet, kann eine Hypokaliämie häufig während der Reperfusion auftreten und kann mit einer Kaliumkontrolle oder einer geeigneten Infusion korrigiert werden.
- Abschluss des Verfahrens
- Überlebensfälle
- In Überlebensfällen schneidest du den 3-0-Polypropylenfaden, der für die Snare verwendet wurde, ab, bindest die Enden locker zusammen und lässt ihn an Ort und Stelle. Identifizieren Sie den Risikobereich und die Infarktzone anhand des 3-0-Polypropylen-Fadens.
- Nachdem der Eingriff abgeschlossen ist, schließen Sie den Einschnitt in drei Schichten.
- Schließen Sie die erste Schicht, indem Sie zwei 2-0 Polyglactin 910 Achterstiche um die Rippen binden.
- Verschließen Sie die muskulären und subkutanen Schichten mit einer 3-0-Polydioxanon-Naht im Lauf.
- Verschließen Sie die Haut subkutikulär mit einer 5:0-Monofilamentnaht. Verwenden Sie eine vergrabene Naht, um die Reizung des Tieres zu minimieren.
- Evakuieren Sie die Pleuraluft, indem Sie eine Nadel-Thorakozentese durchführen.
- Tragen Sie 72 Stunden lang ein transdermales Fentanyl-Pflaster auf, um die postoperative Schmerzbehandlung zu erleichtern.
- Führen Sie eine transthorakale Echokardiographie zu den 1-wöchigen und 2-wöchigen postoperativen Zeitpunkten durch, um die Trends im FS zu beurteilen.
- Nach der vorgegebenen Erholungsphase wird das Tier wie oben beschrieben sediert, intubiert und betäubt. Führen Sie eine mediane Sternotomie durch. Legen Sie den Perikardsack frei und öffnen Sie ihn. Euthanasieren Sie das Kaninchen unter tiefer Narkose, indem Sie das Herz en bloc entfernen und das Tier durch Ausblutung sterben lassen.
- Fälle, in denen nicht überlebt wird
- Nach dem Experiment und nach einer Tiefenanästhesie wird das Herz vollständig freigelegt und für die biochemische und Gewebeanalyse en bloc entfernt. Das Tier stirbt durch Ausblutung.
- Überlebensfälle
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Representative Results
Nach dem Protokoll (Abbildung 1) wurde die myokardiale Ischämie sofort durch die direkte Visualisierung einer Zyanose des Epikards bestätigt.
Standard-EKGs (drei Extremitätenableitungen: I, II und III und drei berechnete erweiterte Ableitungen: aVL, aVR und aVF) wurden kontinuierlich vor der Ischämie, während der Ischämie und bei der Reperfusion aufgezeichnet (Abbildung 2). Die EKGs zeigen Tachykardie, Arrhythmien (d.h. Kammerflimmern), Reizleitungssystemdefekte (z.B. Bündelastblock), die Entwicklung infarktbedingter Q-Wellen und ST-Streckenabweichung23.
Während der regionalen Ischämie wurde eine regionale Hypokinesie direkt mit bloßem Auge in der mittleren Hohlraum der Vorderwand in allen Herzen beobachtet, was mit dem Perfusionsbereich der LAD-Arterie übereinstimmte, der durch die Einschränkung des Flusses mit der vorübergehenden Verstrickung der LAD ischämisch wurde. Sowohl in den Überlebens- als auch in den Nicht-Überlebensfällen wurden 2D-ECHO-Messwerte während der Präischämie, kurz vor der Induktion einer regionalen Ischämie und zu verschiedenen Zeitpunkten während des Experiments erhalten: 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 60 min und 120 min. Die linksventrikuläre enddiastolische (LVEDD) und die linksventrikuläre endsystolische Dimension (LVESD) wurden mit einem 2D-gesteuerten M-Mode-ECHO am maximalen bzw. minimalen LV-Umfang gemessen. Die regionale LV-Wandkontraktilität in der myokardialen ischämischen Zone wurde anhand von Kurzachsenansichten des LV im M-Modus beurteilt, wobei die Curserlinie über dem gefährdeten Bereich lag. Die fraktionierte Verkürzung (FS) wurde mit folgender Formel berechnet: FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 10024. Die Ergebnisse zeigten, dass die fraktionelle Verkürzung während der ischämischen und postischämischen Zeit im Vergleich zur präischämischen Zeit abnahm (Abbildung 3)
Um das Ausmaß der Myokardschädigung zu quantifizieren, kann die Infarktgröße biochemisch mit Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) (Sigma Chemical Co., St. Louis, MO) Färbung gemessen werden. In dieser Arbeit wurde der gefährdete Bereich durch die Religation der betroffenen Arterie abgegrenzt, indem der an Ort und Stelle belassene Prolene-Stich gebunden wurde. Die Aorta wurde gekreuzt und das Pigment Monastral Blue (1:5 in PBS verdünnt) wurde mit einer Kardioplegienadel durch die Aorta verabreicht. Die Bereiche des perfundierten Myokards waren blau gefärbt, und der gefährdete Bereich blieb aufgrund der Ligatur der Arterie ungefärbt.
Das Herz wurde quer über die Längsachse der linken Herzkammer, von der Spitze bis zur Basis, in 1 cm dicke Querabschnitte geschnitten, zwischen Glasplatten platziert und mit Bulldoggenklemmen zusammengedrückt. Der gefährdete Bereich für jede Seite jedes Abschnitts wurde auf einer durchsichtigen Acetatfolie nachgezeichnet. Die Herzschnitte wurden in einem dunklen Behälter mit 1% TTC in Phosphatpuffer (pH 7,4) bei 38 °C für 20 min inkubiert. Die Herzschnitte wurden dann vor den letzten Messungen 24 Stunden lang in einer 10%igen Formaldehydlösung gelagert, um die Visualisierung der Infarktzone zu verbessern. Die Abschnitte wurden zwischen Glasplatten gelegt und mit Bulldog-Klammern zusammengedrückt. Die Myokardnekrose wurde durch einen weißen Bereich auf dem Myokardgewebe und die ziegelroten Bereiche durch das lebensfähige Gewebe nachgewiesen. (Abbildung 4) Die Infarktregionen (weiß) innerhalb der Risikobereiche für jede Seite jedes Abschnitts wurden auf der durchsichtigen Acetatfolie nachgezeichnet. Die Planimetrie wurde verwendet, um den Risikobereich und die Infarktzone zu messen. Die Volumina des Risikobereichs und der Infarktzone wurden berechnet, indem die planimeterierten Bereiche mit der Schichtdicke multipliziert wurden. Das Infarktvolumen wurde als Prozentsatz des gesamten LV-Volumens für jedes Herz ausgedrückt25. Das Verhältnis des Risikogebiets zum LV-Gewicht wurde berechnet, und die Infarktgröße wurde als Prozentsatz des Risikobereichs ausgedrückt. Unsere früheren Arbeiten zeigten, dass nach 2 Stunden und 28 Tagen der Genesung die Risikobereiche (d. h. als Prozentsatz der LV-Masse) etwa 29 % bzw. 27 % betrugen, sowohl für die mitochondriale als auch für die Kontrollgruppe. Nach 2 Stunden und 28 Tagen der Genesung betrug die Infarktgröße (d. h. die Infarktgröße/Risikobereich) in den mitochondrialen Herzen jedoch 9,8 % und 7,9 %, im Vergleich zu 37 % bzw. 34 % bei den Kontrollherzen26. Darüber hinaus waren in unseren früheren Experimenten die fraktionelle Verkürzung und die LVDP in der Kontrollgruppe auf 50%-60% bzw. 70%-80% im Vergleich zum Ausgangswert verringert.
Abbildung 1: Protokolldiagramm. Das Protokoll kann je nach den Anforderungen des Experiments angepasst werden, entweder für Überlebens- oder Nicht-Überlebensfälle. Nicht-Überlebensfälle können mit einem invasiveren chirurgischen Ansatz unter Verwendung einer Mittellinien-Sternotomie durchgeführt werden, was den Einsatz von Sonomikrometrie-Kristallen, epikardialer Echokardiographie (ECHO) und einem LV-Katheter zur Messung der fraktionellen Verkürzung und LVDP ermöglicht. Für Überlebensfälle, bei denen Inzisionsheilung und Schmerztherapie in Betracht gezogen werden müssen, kann eine linke Mini-Thorakotomie durchgeführt werden, und die Myokardfunktion kann zu verschiedenen Zeitpunkten während eines längeren Untersuchungszeitraums mit 2D ECHO beurteilt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Repräsentatives Elektrokardiogramm (Extremität II und berechnetes augmentiertes Blei-aVL) vor der regionalen Ischämieinduktion, während der ischämischen Zeit und während der Reperfusion. Millivolt- und Millisekundenskalen sind auf der linken Seite dargestellt. Die Zeitpunkte und der Zeitpunkt der Verstrickung der linken vorderen absteigenden Arterie sind unten dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Echokardiographische Beurteilung des Herzens durch Messung der fraktionellen Verkürzung (FS). Die fraktionelle Verkürzung wurde gemessen, indem die linksventrikuläre enddiastolische Distanz und die linksventrikuläre endsystolische Distanz mit 2D-gesteuertem M-Modus bei maximalem bzw. minimalem LV-Umfang ermittelt wurden. Die fraktionelle Verkürzung wurde bei (A) Baseline/Prä-Ischämie, (B) während der vorübergehenden Verstrickung der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) mit der Cursorlinie über dem Risikobereich und (C) während der Reperfusion nach dem Lösen der Schlinge auf der LAD beurteilt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Repräsentative Bilder der Infarktgröße für ein mit 1% Triphenyltetrazoliumchlorid gefärbtes Herz nach 30 min induzierter myokardialer regionaler Ischämie. Das lebensfähige Gewebe wird als rot gesehen, während der Infarkt als weiße Bereiche zu sehen ist. Maßstabsleiste = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Unser Protokoll demonstriert eine zuverlässige Methodik zur Durchführung einer akuten regionalen myokardialen Ischämie beim Kaninchen. Die linke Mini-Thorakotomie ist ideal für Überlebensfälle, bei denen der Schnitt und die damit verbundenen Schmerzen minimiert werden müssen. Wichtig ist, dass eine diuretische Therapie vor der Extubation nicht notwendig war und es keine Mortalität intraoperativ in der Nicht-Überlebensgruppe oder 4 Wochen postoperativ in der Überlebensgruppe gab. Wenn das Design des Protokolls einen Nicht-Überlebensfall erfordert oder wenn eine detailliertere Überwachung der globalen und regionalen Myokardfunktion erforderlich ist, kann eine Mittellinien-Sternotomie verwendet werden (Abbildung 1).
Die kritischsten Schritte des Protokolls bestehen darin, den LAD vorsichtig mit einer konischen Nadel zu umschließen, ohne die Arterie zu beschädigen oder venöse Blutungen zu verursachen, und den LAD zu verschließen, um einen konsistenten Risikobereich zu schaffen.
Einige Komplikationen, die bei der Durchführung der beschriebenen Operation auftreten können, sind eine Lungenüberdehnung während der mechanischen Beatmung aufgrund eines hohen Tidalvolumens, Blutungen aus einer Schädigung der LAD, Blutungen als Folge einer Interkostalgefäßverletzung, die in der Regel beim Eintritt oder durch die Manipulation des Retraktors auftreten, und/oder Herzrhythmusstörungen (intraoperatives Kammerflimmern) mit LAD-Ligatur. Andere postoperative Komplikationen können ebenfalls auftreten, wie z. B. eine Infektion an der Operationsstelle, eine schlechte Mobilisierung der Tiere aufgrund von Schmerzen und/oder eine verbleibende myokardiale regionale Hypokinese. Obwohl die Häufigkeit dieser Komplikationen sehr gering ist, sollte der Prüfarzt in der Lage sein, sie leicht und effektiv anzugehen.
Kaninchen eignen sich hervorragend als Tiermodell für Myokardstudien. Ihre Herzfrequenz ähnelt der menschlichen Herzfrequenz, und ihre Größe ist ausreichend klein, ermöglicht aber eine histologische Analyse unter einem Lichtmikroskop.
Eine Einschränkung in dieser Studie sollte anerkannt werden; Insbesondere das Kaninchenherz ist kleiner und klinisch weniger relevant für Vergleiche mit dem menschlichen Herzen als die Herzen anderer Großtiermodelle wie dem Schwein.
Aufgrund der Inzidenz und Prävalenz von Herz-Kreislauf-Erkrankungen ist ein Tiermodell, das eine regionale myokardiale Ischämie simuliert, von größter Bedeutung. Diese Methodik könnte mehrere Anwendungen haben und hat sich in Modellen für Gefäßverletzungen, chronische myokardiale Ischämie und kurze Perioden der myokardialen Betäubung als nützlich erwiesen 27,28,29,30,31.
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Disclosures
Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte, weder finanzieller noch anderer Art.
Acknowledgments
Die ursprüngliche Studie, in der dieses Protokoll verwendet wurde, wurde durch die National Heart, Lung, and Blood Institute Grants HL-103642 und HL-088206 unterstützt
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Bard Parker | 371210 | |
| #11 blade | Fisher Scientific | B3L | |
| 22 G PIV needle | BD Insyte | 381423 | |
| Acepromazine | VETONE | NDC 13985-587-50 | 0.5 mg/kg IM and IV |
| Aline pressure bag | Infu-Stat | 2139 | |
| Angiocath | Becton Dickinson | 382512 | |
| Arterial Catheter | Teleflex | MC-004912 | |
| Atropine | Hikma Pharmaceuticals | NDC 0641-6006-01 | 0.01 mg/kg IM |
| Betadine and 70% isopropyl alcohol | McKesson | NDC 68599-2302-6 | |
| Blood gas machine | Siemens | MRK0025 | |
| Bovie | Valleylab | E6008 | |
| Bulldog clamps | World Precision Instruments | 14119 | |
| Bupivacaine | Auromedics | NDC 55150-249-50 | 3 mg/kg IM |
| Butorphanol | Roxane | NDC 2054-3090-36 | 0.5 mg/kg IM |
| Clear acetate sheet | Oxford Instruments | ID 51-1625-0213 | |
| Clipers | Andis | AGC2 | |
| DeBakey forceps | Integra | P6280 | |
| Echocardiography machine | Philips | IE33 F1 | |
| Electrocardiography machine | Meditech | MD908B | |
| Endotracheal tube | Medline | #922774 | |
| Fentanyl | West-Ward | NDC 0641-6030-01 | 1–4 µg/kg transdermal patch |
| Formaldehyde solution 10% | Epredia | 94001 | |
| Glass plates | United Scientific | B01MUHX6MR | |
| Heparin Sodium | Sagent | NDC 69-0058-02 | 1000U in 1 mL 3 mg/kg |
| Hot water blanket | 3M | 55577 | |
| Isoflurane | Penn Veterinary Supply, INC | NDC 50989-606-15 | 1%–3% |
| Ketamine | Dechra | NDC 42023-138-10 | 10 mg/kg IV |
| Lab Chart 7 Acquisition Software | Adinstruments | ||
| Lactated Ringer's solution | ICUmedical | NDC 0990-7953-09 | 10 mL/kg/h |
| Laryngoscope | Welch Allyn | 68044 | |
| Left ventricule lumen catheter 3Fr | McKesson | 385764-EA | |
| Lidocaine (1%) | Pfizer | 4276-01 | 1–1.5 mL/kg IV |
| LVDP transducer | Edward | PDP-ED | |
| Marking pen | Viscot | 1451SR-100 Unsterile | |
| Mayo scissors | Mayo | S7-1098 | |
| Medetomidine | Entireoly Pets Pharmacy | NDC 015914-005-01 | 0.25 mg/kg IM |
| Metzenbaum scissors | Cole-Parmer | UX-10821-05 | |
| Monastra. Blue pigment 98% | Chemsavers | MBTR1100G | |
| Monocryl 5-0 | Ethicon | Y463G | |
| Mosquito clamp | Shioda | 802N | |
| PDS 3-0 | Ethicon | 42312201 | |
| Piezoelectric sonomicrometry crystals | Sonometrics | Small 2mm round | |
| Plegets | DeRoyal | 32-363 | |
| Povuine Iodine Prep Solutions | Medline | MDS093940 | |
| Precision vaporized system face mask | Yuwell | B07PNH69BF | |
| Prolene 3-0 | Ethicon | 8665G | |
| Proline 5-0 | Ethicon | 8661G | |
| Pulse oximetry probe | Masimo | 9216-U | |
| Rib spreader | Medline | MDS5621025 | |
| S12 Pediatric Sector Probe | Phillips | 21380A | |
| Sonomicrometer | Sonometrics | BZ10123724 | |
| Sterile gauze | Medline | 3.00802E+13 | |
| Sterile towels | McKesson | MON 277860EA | |
| Sternal retractor | Medline | MDS5610321 | |
| Sutures for closure | J&J Dental | 8698G | |
| Telemetriy monitor | Meditech | MD908B | |
| Temperature probe | Omega | KHSS-116G-RSC-12 | |
| Triphenyl tetrazolium chloride (1%) | Millipore | MFCD00011963 | |
| Ventilator | MedGroup | MSLGA 11 | |
| Vicryl 2-0 | Ethicon | V635H | |
| Vinyl tubing | ABE | DISW 3001 |
References
- Selvin, E., Erlinger, T. P. Prevalence of and risk factors for peripheral arterial disease in the United States: Results from the National Health and Nutrition Examination Survey, 1999-2000. Circulation. 110 (6), 738-743 (2004).
- Bolli, R., et al. Myocardial protection at a crossroads: The need for translation into clinical therapy. Circulation Research. 95 (2), 125-134 (2004).
- Cohn, J. N., et al. Report of the National Heart, Lung, and Blood Institute Special Emphasis Panel on Heart Failure Research. Circulation. 95 (4), 766-770 (1997).
- Rousou, A. J., Ericsson, M., Federman, M., Levitsky, S., McCully, J. D. Opening of mitochondrial KATP channels enhances cardioprotection through the modulation of mitochondrial matrix volume, calcium accumulation, and respiration. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 287 (5), H1967-H1976 (2004).
- Rao, V., et al. Insulin cardioplegia for elective coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 119 (6), 1176-1184 (2000).
- Vinten-Johansen, J., Zhao, Z. Q., Jiang, R., Zatta, A. J. Myocardial protection in reperfusion with postconditioning. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 3 (6), 1035-1045 (2005).
- Wakiyama, H., et al. Selective opening of mitochondrial ATP-sensitive potassium channels during surgically induced myocardial ischemia decreases necrosis and apoptosis. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 21 (3), 424-433 (2002).
- Chen, Q., Moghaddas, S., Hoppel, C. L., Lesnefsky, E. J. Reversible blockade of electron transport during ischemia protects mitochondria and decreases myocardial injury following reperfusion. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 319 (3), 1405-1412 (2006).
- Lesnefsky, E. J., et al. rather than reperfusion, inhibits respiration through cytochrome oxidase in the isolated, perfused rabbit heart: Role of cardiolipin. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 287 (1), H258-H267 (2004).
- McCully, J. D., Rousou, A. J., Parker, R. A., Levitsky, S. Age- and gender-related differences in mitochondrial oxygen consumption and calcium with cardioplegia and diazoxide. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (3), 1102-1109 (2007).
- Mandel, I. A., et al. Influence of hypoxic and hyperoxic preconditioning on endothelial function in a model of myocardial is-chemia-reperfusion injury with cardiopulmonary bypass (Experimental study). International Journal of Molecular Sciences. 21 (15), 5336 (2020).
- Ali, Z. A., et al. Remote ischemic preconditioning reduces myocardial and renal injury after elective abdominal aortic aneurysm repair: A randomized controlled trial. Circulation. 116, 98-105 (2007).
- Pogwizd, S. M., Bers, D. M.
- Tanaka, K., Hearse, D. J. Reperfusion-induced arrhythmias in the isolated rabbit heart: characterization of the influence of the duration of regional ischemia and the extracellular potassium concentration. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 20 (3), 201-211 (1988).
- Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacology & Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
- Gupta, M. P. Factors controlling cardiac myosin-isoform shift during hypertrophy and heart failure. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 43 (4), 388-403 (2007).
- Lapierre, H., Chan, V., Sohmer, B., Mesana, T. G., Ruel, M. Minimally invasive coronary artery bypass grafting via a small thoracotomy versus off-pump: A case-matched study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 40 (4), 804-810 (2011).
- Aubin, H., Akhyari, P., Lichtenberg, A., Albert, A. Additional right-sided upper "half-mini-thoracotomy" for aortocoronary bypass grafting during minimally invasive multivessel revascularization. Journal of Cardiothoracic Surgery. 10, 130 (2015).
- Hu, N., et al. Ligation of the left circumflex coronary artery with subsequent MRI and histopathology in rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (6), 838-844 (2010).
- Sievers, R. E., et al. A model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion in the rat. Magnetic Resonance in Medicine. 10 (2), 172-181 (1989).
- Rodríguez, B., Trayanova, N., Noble, D.
- Sinusas, A. J., et al. Quantification of area at risk during coronary occlusion and degree of myocardial salvage after reperfusion with technetium-99m methoxyisobutyl isonitrile. Circulation. 82 (4), 1424-1437 (1990).
- Masuzawa, A., et al. Transplantation of autologously derived mitochondria protects the heart from ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 304 (7), H966-H982 (2013).
- Pombo, J. F., Troy, B. L., Russell, R. O. J. Left ventricular volumes and ejection fraction by echocardiography. Circulation. 43 (4), 480-490 (1971).
- McCully, J. D., Wakiyama, H., Hsieh, Y. J., Jones, M., Levitsky, S. Differential contribution of necrosis and apoptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 286 (5), H1923-H1935 (2004).
- Masuzawa, A., et al. Transplantation of autologously derived mitochondria protects the heart from ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 304 (7), 966-982 (2013).
- Abarbanell, A. M., et al. Animal models of myocardial and vascular injury. Journal of Surgical Research. 162 (2), 239-249 (2010).
- Pirat, B., et al. A novel feature-tracking echocardiographic method for the quantitation of regional myocardial function: Validation in an animal model of ischemia-reperfusion. Journal of the American College of Cardiology. 51 (6), 651-659 (2008).
- Verdouw, P. D., vanden Doel, M. A., de Zeeuw, S., Duncker, D. J. Animal models in the study of myocardial ischaemia and ischaemic syndromes. Cardiovascular Research. 39 (1), 121-135 (1998).
- Bolukoglu, H., et al. An animal model of chronic coronary stenosis resulting in hibernating myocardium. The American Journal of Physiology. 263, H20-H29 (1992).
- Heyndrickx, G. R., Millard, R. W., McRitchie, R. J., Maroko, P. R., Vatner, S. F. Regional myocardial functional and electrophysiological alterations after brief coronary artery occlusion in conscious dogs. Journal of Clinical Investigation. 56 (4), 978-985 (1975).
