Summary
Het huidige protocol stelt een glioblastoom (GBM) recidiefpost-resectiemodel vast met behulp van microscopie om het therapeutische effect van een injecteerbare, bioresponsieve hydrogel in vivo te onderzoeken.
Abstract
Tumorrecidief is een belangrijke factor die wijst op een slechte prognose bij glioblastoom (GBM). Veel studies proberen effectieve therapeutische strategieën te identificeren om herhaling van GBM na een operatie te voorkomen. Bioresponsieve therapeutische hydrogels die in staat zijn om lokaal vrijgegeven geneesmiddelen te ondersteunen, worden vaak gebruikt voor de lokale behandeling van GBM na een operatie. Het onderzoek is echter beperkt vanwege het ontbreken van een geschikt GBM-terugvalmodel na resectie. Hier werd een GBM-terugvalpost-resectiemodel ontwikkeld en toegepast in therapeutisch hydrogelonderzoek. Dit model is geconstrueerd op basis van het orthotopische intracraniële GBM-model, dat veel wordt gebruikt in studies over GBM. Subtotale resectie werd uitgevoerd op de orthotopische intracraniële GBM-modelmuis om de klinische behandeling na te bootsen. De resterende tumor werd gebruikt om de grootte van de tumorgroei aan te geven. Dit model is eenvoudig te bouwen, kan de situatie van GBM-chirurgische resectie beter nabootsen en kan worden toegepast in verschillende onderzoeken naar de lokale behandeling van GBM-terugval na resectie. Als gevolg hiervan biedt het GBM-recidiefpost-resectiemodel een uniek GBM-recidiefmodel voor effectieve lokale behandelingsstudies van terugval na resectie.
Introduction
Glioblastoom (GBM) is de meest voorkomende kwaadaardige tumor onder alle kankers van het centrale zenuwstelsel 1,2. Chirurgie is de eerstelijnsbehandeling voor patiënten met GBM en chemoradiatie is de belangrijkste adjuvante behandeling na de operatie. Tumorrecidief ontwikkelt zich echter vaak binnen 3-6 maanden bij de meeste GBM-patiënten met verschillende behandelingen 3,4,5. Daarom is er een dringende behoefte aan het ontwikkelen van effectievere behandelingsstrategieën om GBM-herhaling te voorkomen.
Recente studies over GBM hebben zich voornamelijk gericht op primaire tumoren in plaats van terugkerende tumoren6. Het meest voorkomende probleem dat in de kliniek moet worden opgelost, is echter hoe de herhaling van GBM na de operatie kan worden geremd. Daarom heeft onderzoek naar het recidief van GBM na een operatie meer aandacht nodig. Bioresponsieve therapeutische hydrogels zijn de meest voorkomende vector die wordt gebruikt in onderzoeken naar tumorrecidief na een operatie 7,8. Vanwege de speciale structuur van het centrale zenuwstelsel is het echter moeilijk om een geschikt GBM-terugval na resectiemodel9 te ontwikkelen, wat van cruciaal belang is voor de studie van GBM-recidief.
Deze studie heeft geleid tot een verbeterd GBM-terugvalpost-resectiemodel op basis van het orthotopische intracraniële GBM-model dat wordt gebruikt in onderzoek naar primaire GBM. In dit model worden de meeste tumoren operatief met microscopie verwijderd en wordt de resterende tumor gedetecteerd door in vivo bioluminescente beeldvorming en hematoxyline en eosine (H &E) kleuring. Dit model bootst de resectietoestand van hersentumorpatiënten na en kan worden gebruikt in verschillende onderzoeken naar GBM-terugval.
Protocol
Alle dierproeven werden goedgekeurd en gecontroleerd door de Institutional Review Board en de Animal Ethics Committee van Nanjing Medical University (IACUC-1904004). C57BL/6J vrouwelijke muizen, in de leeftijd van 6-8 weken oud, werden gebruikt voor de huidige studie. De dieren werden verkregen uit een commerciële bron (zie tabel met materialen).
1. Voorbereiding van dieren
- Weeg de muizen en verdoof ze met een intraperitoneale injectie van 50 mg/kg pentobarbitalnatrium (zie materiaaltabel). Dien meloxicam (5 mg / kg; i.p.) toe voor perioperatieve analgesie. Plaats de muizen in een kooi onder een licht/donkercyclus van 12 uur/12 uur, een omgevingstemperatuur van 24 °C en een relatieve vochtigheid van 50%.
OPMERKING: Voor de huidige studie was het oorspronkelijke gewicht van de muizen ongeveer 22 g. - Verwijder het haar op het hoofd van een muis met behulp van een scheerapparaat van een proefdier en bevestig het hoofd en de ledematen op het stereotaxische apparaat (zie tabel met materialen).
OPMERKING: Steriliseer alle apparatuur voor gebruik. - Desinfecteer de kop van de muis met ten minste drie afwisselende rondes chloorhexidine of povidon-jodiumscrub gevolgd door alcohol en bedek de muis met een steriel chirurgisch gordijn. Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen.
- Knip de hoofdhuid van de muis ongeveer 1 cm langs de middellijn op de bovenkant van het rechter voorhoofd met een oogheelkundige schaar.
OPMERKING: Bevestig het chirurgische gebied van anesthesie door de afwezigheid van pedaalreflex voordat u de incisie maakt. - Stem het stereotaxische apparaat af om ervoor te zorgen dat de visgraatnaad en het voorste fontanelpunt zich op hetzelfde niveau bevinden.
2. Constructie van het orthotopische intracraniële GBM-model
- Markeer het punt 1 mm aan de voorkant van de voorste fontanel, 1,8 mm aan de rechterkant van de voorste fontanel en 3 mm naar beneden vanaf de voorste fontanel met behulp van een wattenstaafje gedoopt met gentiaanviolet2 (zie materiaaltabel).
- Boor de punt met behulp van een mini-schedelboor met een diameter van 1 mm (zie materiaaltabel) om een poriegrootte van ongeveer 1 mm diameter en 1 mm diepte te creëren.
- Verwijder het uitgestoten hersenvocht met een steriel wattenstaafje.
- Zuig 5 μL tumorcelsuspensie (GL261-Luci, 5 × 10 5 cellen gesuspendeerd in5 μL PBS) met een microsyringe.
OPMERKING: De GL261-Luci is verkregen uit een commerciële bron (zie Materiaaltabel). - Lijn de naaldpunt van de microsyring verticaal uit met het schedelboorgat, breng in totdat de naaldpunt 3 mm in het schedelvlak komt en breng de naald 0,5 mm terug7.
- Open de microspuit en injecteer met een snelheid van 1 μL/min.
- Houd de naald 10 minuten na injectie vast.
- Trek de microsyringe langzaam terug en druk met een steriel droog watje op het injectiepunt.
- Hecht de hoofdhuid met een niet-absorbeerbare chirurgische hechting (10-0, zie tabel met materialen) en desinfecteer de incisie opnieuw.
- Controleer de gezondheid van het dier en houd het in warme omstandigheden.
- Beweeg de muis terug naar de behuizingskooi nadat de muis wakker is geworden.
- Stel de muis voor met een in vivo bioluminescent beeldvormingssysteem (zie tabel met materialen) om de getransplanteerde tumor te detecteren op de 10e dag na tumordragendheid.
OPMERKING: Luciferase geladen in de GBM-cellen, GL261, werd gebruikt voor de bioluminescente beeldvorming.- Verdoof de muis met 1,5% isofluraan met een zuurstofdebiet van 0,6L/min. Na bevestiging van de anesthesiediepte via een gebrek aan pedaalreflex, injecteert u de muis intraperitoneaal met kaliumfluoresceïne (10 mg / ml, zie materiaaltabel) en voert u 11 s later de in vivo bioluminescente beeldvorming uit. Wanneer de fluorescentiewaarde ~ 5 × 105 bereikt, is de procedure succesvol.
OPMERKING: Verdoof het dier voordat u het in beeld brengt. Handhaaf anesthesie via neuskegel geleverd met verdampt isofluraan.
- Verdoof de muis met 1,5% isofluraan met een zuurstofdebiet van 0,6L/min. Na bevestiging van de anesthesiediepte via een gebrek aan pedaalreflex, injecteert u de muis intraperitoneaal met kaliumfluoresceïne (10 mg / ml, zie materiaaltabel) en voert u 11 s later de in vivo bioluminescente beeldvorming uit. Wanneer de fluorescentiewaarde ~ 5 × 105 bereikt, is de procedure succesvol.
- Selecteer de muizen met succesvolle tumordragende om het GBM-terugvalpost-resectiemodel te construeren.
3. Constructie van het GBM relapse post-resection model
- Wanneer de tumorgrootte in de orthotopische intracraniële GBM-modelmuizen ~6,5 × 105 wordt, selecteert u de muizen voor het postoperatieve terugvalmodel.
- Weeg de orthotopische intracraniële GBM-modelmuizen en verdoof de muizen met een intraperitoneale injectie van 50 mg / kg pentobarbitalnatrium. Dien meloxicam (5 mg / kg; i.p.) toe voor perioperatieve analgesie.
- Herhaal het proces van stap 1.2−1.5.
- Scheid het hoofdhuidweefsel en de schedel en controleer het boorgat dat is gebruikt om het orthotopische intracraniële GBM-model te bouwen. Als het gat is genezen, identificeert u het gat met behulp van stereotactisch apparaat en volgt u de procedure die wordt vermeld in stappen 2.1-2.3.
- Breid de diameter van het gat uit tot 5 mm met een schedelboor en verwijder het uitgestoten hersenvocht met een steriel wattenstaafje.
- Richt de microscoop op de kop van de muis en pas de instellingen aan om ervoor te zorgen dat het boorgat zich in het midden van het gezichtsveld bevindt.
- Knip de hersenvliezen met een microschaar en verwijder een deel van het tumorweefsel met een microcurette en een micro-scalpel onder de microscoop.
OPMERKING: Met betrekking tot de hersenvliezen, wanneer de schedel wordt geopend, is het dunne membraan dicht bij het hersenweefsel de hersenvliezen. - Stop het bloeden met steriel gaas en was de incisie met steriele fysiologische zoutoplossing.
- Injecteer de in de handel verkrijgbare hydrogel (10 μl, zie materiaaltabel) in de resectieholte met een spuit van 1 ml, hecht de hoofdhuid met een niet-absorbeerbare chirurgische hechting (10-0) en desinfecteer de incisie opnieuw (figuur 1).
- Controleer de gezondheid van het dier en houd de muis warm.
- Beweeg de muis terug naar de behuizingskooi nadat de muis wakker is geworden.
- Voer in vivo bioluminescente beeldvorming uit om de getransplanteerde tumor 1 dag later te detecteren om de grootte van de resterende tumor te kwantificeren (figuur 2 en figuur 3).
- Weeg de muizen elke 2 dagen tot het eindpunt.
OPMERKING: Voor de huidige studie was het terminale eindpunt dag 30 en werden de muizen geëuthanaseerd door een overdosis pentobarbitalnatrium met een intraperitoneale injectie.
Representative Results
Het constructieproces van het GBM-terugvalpost-resectiemodel is weergegeven in figuur 1. De resectieholte nadat de tumor gedeeltelijk onder de microscopie was verwijderd, wordt getoond. De hydrogel werd met een spuit in de resectieholte geïnjecteerd om het therapeutische effect aan te tonen. Het schema van het experimentele ontwerp is weergegeven in figuur 2A. Nadat de GBM-cellen in de hersenen van de muizen waren geïmplanteerd, werd de tumorgroei getest door in vivo bioluminescente beeldvorming op dag 10. De resectie werd uitgevoerd op dag 11 en de hydrogel werd vervolgens in de resectieholte geïnjecteerd. De in vivo bioluminescente beeldvormingstests werden uitgevoerd op dag 15, dag 20, dag 25 en dag 30 om de resterende tumorgroei te controleren. Zoals te zien is in figuur 2B,C, was de grootte van de tumoren in het GBM-recidiefpost-resectiemodel significant kleiner dan die in het orthotopische intracraniële GBM-model, zoals aangetoond door de in vivo bioluminescente beeldvormingstests. Op dag 25 kwamen de tumoren significant terug na resectie (figuur 2D). De H&E-kleuring bevestigde dat het GBM-recidiefpost-resectiemodel met succes was geconstrueerd en dat resterende tumoren significant terugkeerden na de resectie (figuur 3A,B).
Figuur 1: Intraoperatief beeld van de tumorresectie en injectie van de hydrogel. Een deel van het tumorweefsel werd verwijderd met een microcurette en micro-scalpel onder de microscoop en hydrogel werd in de resectieholte geïnjecteerd. Schaalstaven: 50 μm. Dit cijfer is aangepast van Sun et al.10. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Schema van het experimentele ontwerp en de in vivo bioluminescente beeldvorming van muizen in het intracraniale en post-resectie GBM-model. (A) Het schema van het experimentele ontwerp waaruit blijkt dat de resectie werd uitgevoerd op dag 11 en dat de in vivo bioluminescente beeldvorming (IV) werd uitgevoerd op dag 10, dag 15, dag 20, dag 25 en dag 30. (B) De intracraniële GBM-modelmuizen vertoonden een grote tumorgrootte op dag 10, (C) de tumorgrootte was significant verminderd na resectie op dag 11 en (D) de tumorgrootte nam toe na resectie op dag 25 in het GBM-model na resectie. De controlegroep omvatte de GBM-terugvalmigingen na resectiemodel muizen zonder behandeling. In totaal werden 42 muizen gebruikt in deze studie. Schaalstaven: 100 μm. Dit cijfer is aangepast van Sun et al.10. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: H&E-kleuringsbeeld van hersenweefsel uit het GBM-model na resectie . (A) Een H &E-kleuringsafbeelding die de resectieholte, resterende tumor en normaal hersenweefsel aantoont. Het hersenweefsel werd 1 dag na de resectie verzameld. (B) Een H &E-kleuringsbeeld dat de terugkerende tumor en het normale hersenweefsel aantoont. Het hersenweefsel werd verzameld op dag 12 na de resectie. Schaalstaven: 100 μm. Dit cijfer is aangepast van Sun et al.10. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussion
Chirurgie blijft de eerste keuze voor de meeste GBM-patiënten11. Vanwege het kenmerk van invasieve groei van GBM, blijft er nog steeds een klein aantal tumorcellen over na micro-neurochirurgische technieken, wat resulteert in een uiteindelijk tumorrecidief12. Hoe de herhaling van GBM na een operatie te remmen, is de focus geworden van GBM-gerelateerd onderzoek. Vanwege de complexe anatomische structuur van hersenweefsel is de constructie van een geschikt postoperatief GBM-model echter het primaire probleem geworden dat op dit gebied moet worden opgelost.
Deze studie ontwikkelde een GBM relapse post-resectie model. Bij het construeren van dit model is de constructie van het orthotopische intracraniale GBM-model van cruciaal belang. Nadat dit model met succes is ontwikkeld, moet de resectie op het juiste moment worden uitgevoerd. De aanbevolen tijd is wanneer de fluorescentiewaarde van de tumorgrootte ongeveer 6,5 × 105 is. Om de mortaliteit van de muizen te verminderen, werd resectie onder anesthesie uitgevoerd met 40 mg / kg 1% pentobarbitalnatrium door intraperitoneale injectie. De resectie was echter moeilijk uit te voeren en de muizen bewogen vaak vanwege de kleine dosis van het verdovingsmiddel. Op basis hiervan werd de dosis van het anestheticum verhoogd tot 50 mg/kg. Na het verhogen van de anesthetische dosis verdwenen de intraoperatieve reacties van de muizen en werd de resectie met succes uitgevoerd. Isofluraangas kan ook in dit protocol worden gebruikt.
In deze studie werden GL261-Luci-cellen gebruikt om het model te ontwikkelen; daarom moeten er in de toekomst meer GBM-cellijnen worden gebruikt om het protocol te valideren. Om het protocol overtuigender te maken, moeten verschillende GBM-muismodellen, zoals genetisch gemanipuleerde GBM-muismodellen, worden gebruikt. Bovendien kan MRI het beste middel zijn om het recidief van tumoren na de operatie te detecteren.
Samenvattend is in dit werk een GBM-terugvalpost-resectiemodel ontwikkeld. In dit model wordt tumorrecidief gemonitord door de groei van de resterende tumor na resectie te beoordelen. Hoewel dit model niet kan worden beschouwd als een volledig nabootsing van tumorrecidief, is de resectiestijl in dit model vergelijkbaar met de standaard van maximaal veilige chirurgie bij de klinische behandeling van GBM-patiënten. Dit werk biedt een handige en haalbare methode voor het construeren van het GBM-terugvalpost-resectiemodel en vertegenwoordigt een vooruitgang op het gebied van onderzoek naar GBM-terugval na resectie.
Disclosures
De auteurs verklaren geen belangenverstrengeling te hebben.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door projectsubsidies van de National Natural Science Foundation of China (82071767 en 82171781).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Gentian violet | Sigma | C6158 | |
| GL261-Luci | Shanghai Zhong Qiao Xin Zhou Biotechnology Co.,Ltd. | ZQ0932 | |
| In vivo bioluminescent imaging system | Tanon | Tanon ABL X6 | |
| Laboratory animal shaver | Beyotime Biotechnology | FS600 | |
| Mice | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. | ||
| Micro curette | Belevor Medical Co.,Ltd. | ||
| Micro scalpel | Belevor Medical Co.,Ltd. | ||
| Microscope | Shanghai Xiangfan Instrument Co., Ltd | JSZ5A/B | |
| Microsyringe | Hamilton | 87943 | |
| Mini cranial drill | RWD | 78001 | |
| Nonabsorbable surgical suture | Shanghai Yuyan Instruments Co.,Ltd. | ||
| Pentobarbital sodium | ChemSrc | 57-33-0 | |
| PVA-TSPBA hydrogel | Aladdin | 9002-89-5 | |
| Stereotaxic apparatus | RWD | 68043 |
References
- Lim, M., Xia, Y., Bettegowda, C., Weller, M. Current state of immunotherapy for glioblastoma. Nature Reviews Clinical Oncology. 15 (7), 422-442 (2018).
- Wang, X., et al. In situ targeting nanoparticles-hydrogel hybrid system for combined chemo-immunotherapy of glioma. Journal of Controlled Release. 345, 786-797 (2022).
- Binder, Z. A., O'Rourke, D. M. Glioblastoma: The current state of biology and therapeutic strategies. Cancer Research. 82 (5), 769-772 (2022).
- Kauer, T. M., Figueiredo, J. L., Hingtgen, S., Shah, K. Encapsulated therapeutic stem cells implanted in the tumor resection cavity induce cell death in gliomas. Nature Neuroscience. 15 (2), 197-204 (2011).
- Jiang, X., et al. Nanoparticle engineered TRAIL-overexpressing adipose-derived stem cells target and eradicate glioblastoma via intracranial delivery. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (48), 13857-13862 (2016).
- Quail, D. F., Joyce, J. A.
- Zhang, J., et al. Immunostimulant hydrogel for the inhibition of malignant glioma relapse post-resection. Nature Nanotechnology. 16 (5), 538-548 (2021).
- Ruan, H., et al. A dual-bioresponsive drug-delivery depot for combination of epigenetic modulation and immune checkpoint blockade. Advanced Materials. 31 (17), 1806957 (2019).
- Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
- Sun, S., et al. Immunostimulant in situ hydrogel improves synergetic radioimmunotherapy of malignant glioblastoma relapse post-resection. Advanced Functional Materials. 32 (43), 2205038 (2022).
- Liu, D. K., Sulman, E. P., Wen, P. Y., Kurz, S. C.
- Mellinghoff, I. K., Cloughesy, T. F. Balancing risk and efficiency in drug development for rare and challenging tumors: A new paradigm for glioma. Journal of Clinical Oncology. 40 (30), 3510-3519 (2022).
