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Essais d’organismes génétiquement modifiés
 

Essais d’organismes génétiquement modifiés

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Aliments génétiquement modifiés sont des produits qui contiennent un ingrédient ou des ingrédients dont l’ADN a été spécialement modifié. Présence de ces modifications peut être détectée en utilisant une technique appelée la réaction en chaîne par polymérase.

La modification génétique des aliments a été une question controversée en raison des inquiétudes débattus sur la santé et la sécurité environnementale. La capacité de détecter génétiquement modifiée ADN dans les échantillons alimentaires d’intérêt permet de prise de décision instruit sur les dangers de sécurité et possibilité d’utiliser des organismes génétiquement modifiés OGM, ou organismes, fournitures de bureau dans les aliments.

La polymérisation en chaîne, ou PCR, est utilisée pour amplifier les aliments ADN pour déterminer la présence ou l’absence de séquences génétiquement modifiées. Électrophorèse sur gel puis tire l’ADN amplifié par une matrice de gel d’agarose et sépare les bandes d’ADN de tailles différentes qui correspondent aux marqueurs modifiés ou non modifié. Ce sont ensuite comparés aux bandes de contrôle des aliments connus pour contenir des OGM, ou connus pour être libre de modification.

Cette vidéo illustre les principes qui sous-tendent la détection d’ADN génétiquement modifié provenant des aliments échantillons, comment extraire l’ADN et amplifier les marqueurs utilisés dans le processus de modification génétique et comment la présence ou l’absence d’OGM dans des échantillons d’aliments peut être mis en place.

Réaction en chaîne de polymérase identifie des séquences d’ADN qui ont été insérés dans les aliments génétiquement modifiés. L’ADN est une molécule relativement stable, donc viable convenable pour l’amplification des fragments d’ADN peuvent être isolés de même de multiples transformations marchandises, comme les croustilles de maïs ou les hamburgers de légumes.Un petit nombre de séquences régulatrices de l’ADN est utilisé pour contrôler l’expression des gènes insérés, alors ces séquences sont présentes dans la majorité des cultures génétiquement modifiées. Cette procédure identifie deux d'entre les plus couramment utilisés, le gène promoteur 35 s et le gène de la nopaline synthase terminator. La séquence de 35 s est un ardent promoteur et lorsqu’il est attaché à un gène inséré sera lecteur constants, des niveaux élevés d’expression. Le terminateur de nopaline synthase est ajoutée pour arrêter la transcription du gène inséré au point de terminaison souhaité.

PCR implique répétitives de chauffage et de refroidissement cycles dans un thermocycleur, une machine qui contrôle étroitement la température des tubes de réaction PCR. Chauffer l’échantillon à 94 ° C provoque des brins d’ADN se dénaturer et séparer. Refroidissement rapide entre 45 et 65 °C permet des amorces de recuire pour les brins d’ADN séparés. Enfin, réchauffage à 72 °C permet à l’enzyme polymérase de Taq d’étendre les amorces et la duplication complète de la région cible.

Apprêt plant acheté est ajouté à chaque échantillon et amplifie dans les échantillons contenant l’ADN végétal. Modèles positifs OGM pour 35 s et amendements sont utilisés pour fournir un contrôle positif pour les OGM. Un certifié sans OGM est utilisé comme contrôle négatif. Si aucune de ces réactions de contrôle montrent des bandes inattendus, les résultats des échantillons d’essai ne peut pas faire confiance.

Amplification de l’ADN est géré par un gel d’agarose par électrophorèse. Produits PCR sont mélangés avec un colorant et chargés dans le puits. L’ADN est chargé négativement et lors du chargement dans le gel à la fin de la cathode de la chambre se déplacera vers la fin de l’anode, lorsque le courant est appliqué. Plus grands fragments d’ADN ne peut pas bouger aussi facilement à travers le gel matrice donc va rester plus proche de la cathode, tandis que les plus petites séquences se déplacent vers la fin de l’anode, ce qui entraîne la séparation de l’ADN de différente taille en bandes distinctes.

Après électrophorèse sur gel de coloration permet de visualiser les bandes d’ADN séparés.

Maintenant que nous sommes familiers avec les principes qui sous-tendent la détection des OGM et l’utilisation de la PCR et l’électrophorèse pour l’identification des OGM, nous allons jeter un regard sur comment ceci peut être effectué en laboratoire.

Une fois les produits alimentaires d’intérêt ont été identifiés, l’analyse peut commencer. Pour extraire l’ADN, prenez deux tubes de bouchage propre et dans chacun de ces transfert 500 μl de réactif d’isolement ADN acheté, en veillant à Pipeter le mélange vers le haut et en bas entre les parties aliquotes de mélanger uniformément le réactif. Étiqueter le tubes « non-OGM », et l’autre « Test ».

Ensuite, peser avec 0,5 g d’aliments certifiés sans OGM et placer dans un mortier propre. Ajouter 2,5 mL d’eau distillée et broyer avec le pilon pendant 2 min former une boue. Ajouter un autre 2,5 mL d’eau distillée et continuer à broyer la boue jusqu'à ce qu’elle devienne assez lisse à pipeter.

Distribuer 50 μL de la boue connue non-OGM pour le « sans OGM » étiqueté bouchage tube contenant le réactif d’isolement de l’ADN. Maintenant ajouter 50 μL de la boue d’échantillon test alimentaire dans le tube de bouchage marqué « Test ». Vortex les deux tubes contenant les échantillons d’aliments et réactif de l’ADN pendant 1 min. Ensuite, placer les tubes dans un bain d’eau à 95 ° C pendant 5 min. Enfin, placer les tubes dans une centrifugeuse pendant 5 min. Après examen, une boulette de solide doit être formée au fond du tube. Si un projectile n’est pas formé après 5 min, centrifuger à nouveau pour des intervalles de 2 min jusqu'à ce qu’une forme de granulés. Échantillons peuvent maintenant être utilisés immédiatement pour PCR, ou conservés au réfrigérateur pendant 1 semaine.

Tout d’abord, tubes PCR de numéro six. Ces numéros correspondra au contenu tube répertorié dans le tableau. Placez chacun des tubes PCR marqués dans un microtube de porte avec bouchons ouverts.

Avec une pointe fraîche pour chaque ajout, ajouter 20 apprêt μL, indiqué dans le tableau à chaque tube PCR. Ensuite, ajouter 20 μL des échantillons ADN indiqué dans le tableau à chaque tube PCR. Pipetter en haut et en bas pour mélanger. Pour les échantillons de granulés, veillez à pipeter qu’à partir du surnageant et éviter le culot solid au fond des tubes. Enfin, placez les tubes PCR dans un thermocycleur et programmez-le pour faire défiler le chauffage et le refroidissement des étapes indiquées dans le tableau.

Placer un gel d’agarose de 3 % dans la chambre d’électrophorèse avec les puits le plus proche de l’extrémité de la cathode. Ajouter tampon TAE dans la chambre pour couvrir 2 mm au-dessus du compartiment de gel. Recueillir les tubes PCR auprès du thermocycleur et placez-les dans un microtube titulaire. En utilisant un embout de la pipette frais chaque fois, ajouter 10 μL d’ADN acheté chargement de colorant dans chaque échantillon et bien mélanger.

Avec une pointe fraîche chaque fois, charger les puits du gel d’agarose avec 20 μL de poids moléculaire souverain dans un puits et 20 μL de chaque échantillon dans les puits suivants, comme indiqué dans ce tableau. Définir la chambre d’électrophorèse de fonctionner à 100 V pendant 30 min.

Lorsque le gel est terminé en cours d’exécution, soigneusement débrancher la chambre gel, retirez le bac et glissez le gel dans un bac de coloration. Immerger le gel en acheté 100 x tache de gel pendant 5 min en secouant le plateau doucement pour distribuer la tache. Une fois colorés, transférer le gel dans un récipient de laver et rincer avec l’eau du robinet pendant environ 10 s. Destain de laver trois fois dans l’eau chaude du robinet pendant 3 min chacun, chacune avec une agitation douce pour de meilleurs résultats. Si nécessaire, continuer de décoloration à l’eau tiède jusqu'à ce que le contraste souhaité est atteint.

La présence ou l’absence d’une bande de 200 bp en piste 4 indique si le test alimentaire contenant des OGM. Les amorces de plante déterminent si ADN végétal a été extrait avec succès de l’échantillon. Le contrôle des aliments non-OGM est un indicateur de résultats faussement positifs, se produiraient. Si le contrôle des aliments non-OGM sort comme positif, cela signifie que la PCR a été contaminé à un moment donné. Le contrôle de modèle OGM-positif est un indicateur de faux négatifs. Si le contrôle de modèle positif OGM ne pas amplifier, il y a un problème avec la réaction de PCR et un résultat négatif OGM de la nourriture de test n’est pas fiable.

Gels peuvent être placés sur un papier blanc ou jaune pour fournir un fond contrastant pour mettre en évidence des bandes d’ADN, ou un contraste accru peut être réalisé à l’aide d’une boîte à lumière UV.

La possibilité de tester des produits alimentaires ou produits d’ingrédients génétiquement modifiés est pertinente pour un certain nombre d’applications scientifiques ou réglementaires.

Il y a des preuves que l’ADN transgénique de cultures génétiquement modifiées peut devenir introduits dans les génomes des populations sauvages de cultures. Par exemple, pollinisateurs peuvent faciliter ce transfert par la fertilisation des plantes de type sauvage avec du pollen provenant d’une source génétiquement modifiée. Il s’agit d’un sujet de préoccupation, comme les impacts de la propagation de ces gènes insérés sur les écosystèmes dans leur ensemble ne sont pas bien comprises. Test de PCR des populations sauvages peut fournir des données sur le potentiel de propagation, ou confinement réussie, d’inserts génétiques.

Absence de marquage ou étiquetage incorrect des ingrédients génétiquement modifiés peut être une préoccupation des consommateurs. C’est peut-être en raison de la préférence du consommateur de la consommation, ou introduction potentielle d’allergènes pendant le processus de GM, même si ce dernier est controversé. Dans certains pays, des ingrédients génétiquement modifiés doivent figurer sur les emballages alimentaires. Organismes de réglementation dans ces pays peuvent utiliser PCR des tests pour vérifier l’exactitude de l’étiquetage des aliments.

Où la modification génétique introduite à une récolte confère une résistance de pesticide, certaines études ont soulevé des préoccupations au sujet de la production de « Super mauvaises herbes ». Essentiellement, il peut s’agir de n’importe quelle usine pas initialement destiné à la modification qui obtient la résistance aux pesticides par le biais de mécanismes tels que l’introgression ou hybridation. Ces plantes peuvent ensuite être capable de se propager avec plus de succès et être plus difficile à contrôler que ceux sans l’insert. PCR stable pour la modification génétique peut aider à mettre en évidence et de suivre ces populations potentielles afin de déterminer si cet écart pourrait s’avérer problématique.

Vous avez juste regardé introduction de JoVE d’essais pour les aliments OGM. Vous devez maintenant comprendre les principes qui sous-tendent l’identification des aliments génétiquement modifiés à l’aide de la PCR, comment extraire et d’amplifier l’ADN provenant des aliments et comment déterminer si votre échantillon d’aliment a été génétiquement modifiée. Merci de regarder !

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