TPS-Sa purification: A deux pas d'affinité Protocole Purification Cédant longs protéines purifiées

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Biology

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Summary

Dans le présent protocole, nous démontrons une méthode de purification de protéine hautement efficace et rentable à petite échelle, qui permet la purification de protéines recombinantes en combinant de manière unique un TPS-marqueur clivable et une petite étiquette His.

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Maity, R., Pauty, J., Krietsch, J., Buisson, R., Genois, M. M., Masson, J. Y. GST-His purification: A Two-step Affinity Purification Protocol Yielding Full-length Purified Proteins. J. Vis. Exp. (80), e50320, doi:10.3791/50320 (2013).

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Abstract

Dosages clés en enzymologie pour la caractérisation biochimique des protéines in vitro requièrent des concentrations élevées de la protéine purifiée d'intérêt. protocoles de purification de protéines devraient combiner l'efficacité, la simplicité et l'efficacité des coûts 1. Ici, nous décrivons la TPS-Sa méthode comme un nouveau système de purification d'affinité à petite échelle de protéines recombinantes, basée sur une marque N-terminal glutathion Sepharose (TPS) 2,3 et une étiquette de 10xHis C-terminal 4, qui sont tous deux fusionné pour la protéine d'intérêt. Cette dernière construction est utilisée pour générer des baculovirus, par infection de cellules Sf9 infectées pour l'expression des protéines 5. TPS est un peu long tag (29 kDa) qui sert à assurer l'efficacité de la purification. Toutefois, il pourrait influencer les propriétés physiologiques de la protéine. Par conséquent, il est par la suite éliminé par clivage de la protéine en utilisant l'enzyme PreScission 6. Afin d'assurer une pureté maximale et d'éliminer la TPS clivé, nousd'ajouter une deuxième étape de purification par affinité sur la base de la relativement faible His-Tag. Surtout, notre technique est basée sur deux étiquettes différentes flanquant les deux extrémités de la protéine, qui est un outil efficace pour éliminer les protéines dégradées et, par conséquent, enrichit protéines pleine longueur. La méthode présentée ici ne nécessite pas une configuration instrumentale coûteux, comme FPLC. En outre, nous avons intégré MgCl2 et lavages ATP pour enlever les impuretés chaleur de protéines de choc et de traitement à la nucléase de supprimer les acides nucléiques contaminants. En résumé, la combinaison de deux étiquettes différentes flanquant la N-et C-terminal et la capacité de cliver une des balises, garantit la récupération d'une protéine hautement purifiée et sur toute la longueur d'intérêt.

Introduction

La purification de protéines recombinantes est crucial de répondre aux questions fondamentales de la biochimie. Des moyens classiques de purification des protéines, comme la Chromatographie d'échange d'ions et une Chromatographie d'exclusion de taille dépendent des propriétés physiques de la protéine cible, tels que son point isoélectrique et la charge ou de la taille, respectivement. Ces dernières caractéristiques de protéine sont partagées par une variété de protéines, ce qui augmente considérablement le risque de contamination de protéines dans des stratégies de purification de protéines classiques. Ce problème peut être contourné par l'utilisation de plusieurs colonnes de purification, ce qui prend du temps. Dans le même temps, ces derniers exigent des méthodes de chromatographie montage expérimental coûteux. Affinity-tag purification augmente fortement cible spécificité, comme dans la plupart des cas, le tag sera unique à la protéine d'intérêt. Dans des études récentes, la purification de drapeau ou HA-affinité a été largement utilisé.

Contrairement à rec existanteprotocoles de purification de protéines ombinant dans les balises simples sont utilisés, nous avons établi la combinaison unique de deux balises. Notre procédé implique la fusion d'une GST-tag à l'extrémité N-terminale et une étiquette His à l'extrémité C-terminale de la protéine d'intérêt, pour un rapport optimal entre la quantité et la pureté de la protéine souhaitée. La TPS est une longue étiquette (29 kDa), qui est très efficace pour la purification de glutathion billes de Sepharose. En outre, en utilisant la TPS garantit coût-efficacité de notre méthode 1. La possibilité de cliver la GST avec l'enzyme PreScission (avec la séquence de reconnaissance LeuGluValLeuPheGln / GlyPro, soit un ajout de seulement deux acides aminés) présente de nombreux avantages, par exemple, cette stratégie permet d'éviter les altérations des fonctions des protéines physiologiques dus à encombrement allostérique. La petite étiquette His fusionnés à l'autre extrémité sert de protéine dans une seconde étape de purification pour augmenter la pureté de la protéine par lavage hors de la TPS clivé, ainsi que les protéines dégradées et les autres contaminants. En outre, le protocole ne nécessite pas d'étape de dialyse lors du passage de la TPS à la colonne de l'étape de purification His-(résine TALON). Contaminants communs dans ces procédés de purification sont Heat Shock Proteins (HSP). L'ajout d'une étape d'incubation avec du MgCl 2 et de l'ATP permet l'élimination de ces contaminants (Figure 1).

Fast Protein Liquid Chromatography (FPLC) et chromatographie liquide haute performance (HPLC) sont des techniques courantes qui dépendent de l'instrumentation coûteuse à produire un rendement élevé de la protéine purifiée d'intérêt. Le protocole de purification en discontinu nous présentons ici, en revanche, est manuel et ne nécessite pas une installation coûteuse instrumental. Un rendement élevé de protéines peut être atteint par l'intensification de la protocole. Dans le même temps, avec le protocole de purification en discontinu, le volume d'élution peut être ajusté afin d'augmenter la concentration en protéine, qui n'est pas donné par FPLC ou HPLC.

ntent "> En outre, avec la TPS-Son protocole de purification de lots, des protéines avec une gamme de taille de ~ 10-300 kDa peuvent être purifiés. Un des plus grands avantages est donnée par le fait que l'on peut purifier plusieurs protéines en même temps , par exemple, à la fois de type sauvage et de sa protéine mutante. Le succès du protocole présenté dépend uniquement du niveau d'expression et la solubilité de la protéine d'intérêt.

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Protocol

Une. Production de baculovirus recombinant

Les baculovirus sont générés en utilisant le système d'expression Bac-to-Bac Baculovirus d'Invitrogen principalement en conformité avec le protocole du fabricant avec seulement de légères modifications:

  1. Un vecteur pFastBac1 modifié (Gibco, la vie) a été créé contenant la TPS et ses balises (Figure 2). Le site clonage multiple (MCS) d'un animal-52b (+) vecteur (Novagen), contenant un 10xHis-étiquette, a été inséré dans le MCS d'un vecteur pFastBac1 pour générer pFastBac1-Strep-10xHis. La séquence de MCS pET-52b (+) a été amplifié par PCR entre les sites de restriction XbaI et BLPI, en ajoutant un site de restriction BglII à l'extrémité 5 'et un site de restriction HindIII à l'extrémité 3'. Le produit de PCR a ensuite été clone entre les sites BamHI et HindIII de pFastBac1 de restriction, en utilisant la compatibilité de BamHI et BglII séquences de restriction. Etant donné que l'objectif était de produire un pFastBac1 permettant l'expression d'protéine recombinante avec streptavidine et 10xHis-tags, le site de restriction BamHI de l'animal-52b (+) séquence MCS n'a pas été utilisé. En outre, le site de restriction XbaI n'a pas été utilisé pour éviter la redondance des sites de restriction qui se produisent entre les sites déjà dans le SCM de pFastBac1 et les insérer avec le MCS de pET-52b (+). La séquence codante de la TPS avec le site PreScission protéase reconnaissance (LeuGluValLeuPheGln / GlyPro) a ensuite été inséré dans pFastBac1-Strep-10xHis. La séquence d'ADNc de GST pGEX-6P-2 (GE Healthcare) a été amplifié par PCR avec des amorces contenant des sites de restriction Ncol et Kpnl aux extrémités 5 'et 3' des extrémités, respectivement. Le site Ncol permet l'ajout d'un codon d'initiation, mais aussi une alanine à la GST. Le produit de PCR a ensuite été clone dans pFastBac1-Strep-10xHis entre les sites de restriction Ncol et Kpnl, ce qui entraîne la suppression de la streptavidine-tag. Le nouveau vecteur de fusion ainsi obtenu a été nommé pFastBac1-TPS-10xHis.
  2. Cloner le ADNc codant pour la protein d'intérêt dans le vecteur pFastBac-TPS-10xHis entre le TPS (N-terminal) et l'His-tag (C-terminal). Faire attention à éliminer le codon d'arrêt de l'ADNc à permettre la fusion avec le His-tag C-terminal.
  3. Transformer E. coli avec le pFastBac DH10Bac recombinant (obtenu à l'étape 1.2) pour générer le bacmide. Permettre aux colonies de se développer pendant une nuit à 37 ° C et plusieurs heures à 30 ° C sur des plaques de sélection contenant Bluo-gal et IPTG (10 ng / ml de tetracycline, 50 pg / ml de kanamycine, 7 ng / ml de gentamycine, 100 ug / ml de Bluo- Gal, 40 ug / ml d'IPTG).
  4. Choisissez et restreak 2 colonies blanches (de l'étape 1.3) sur des plaques de sélection pour confirmer le phénotype blanc.
  5. Inoculer 2 ml de LB contenant 10 ug / ml de tetracycline, 50 pg / ml de kanamycine, 10 pg / ml de gentamycine avec les deux colonies blanches de l'étape 1.4 et de les laisser croître pendant une nuit sous agitation (250 rpm) à 37 ° C.
  6. Afin de purifier l'ADN de bacmide, un culot de bactéries à partir de l'étape 1.5,remettre en suspension les cellules dans 300 ul de solution I et ajouter 300 ul de solution II (kit Maxiprep de Qiagen). Incuber pendant 5 min à température ambiante, ajouter 300 ul de 3 M de KOAc pH 5,5 et incubation pendant 10 min sur de la glace. Centrifuger les échantillons à 4 ° C, la vitesse maximale pendant 10 minutes. Ajouter 800 ul d'isopropanol pour les surnageants et incuber pendant 10 min sur la glace. Centrifuger les échantillons pendant 15 min à 4 ° C et on lave le culot avec 500 ul d'éthanol à 70%. Laissez le culot sec et remettre en suspension dans des conditions stériles dans 40 pi de Tris-EDTA pH 8,0. L'ADN de bacmide doit être conservé à 4 ° C.
  7. Générer des baculovirus comme décrit dans le protocole du fabricant. Baculovirus peuvent être conservés à 4 ° C à l'abri de la lumière.

2. Recombinant Protein Expression

  1. Afin de choisir le baculovirus plus efficace pour la purification et de surveiller ce temps le pic d'expression de la protéine est atteinte, effectuer une mini-infection essai uns suit: Infect 2 x 10 7 de Sf9 infectées en culture à 27 ° C dans les médias de Grace (complété avec 10% de FBS et 1% P / S) avec 133 pi (1/150) de baculovirus. Recueillir des aliquotes de 1,5 ml à 0, 24, 48, et 72 heures après l'infection. Sédimenter les cellules et d'analyser le niveau de la protéine d'intérêt par Western blot en utilisant des anticorps anti-tag expression.
  2. Utilisez le baculovirus plus efficace de l'étape 2.1 pour infecter un spinner contenant 1,0 x 10 6 cellules Sf9 par ml dans 500 ml de milieu avec un ratio de 1/150 entre le virus et les médias. Laissez les cellules infectées se développent en suspension à 27 ° C et récolter les cellules où l'expression de la protéine maximale (déterminée à l'étape 2.1 ci-dessus) est atteint. Culot cellulaire peuvent être stockées à -80 ° C jusqu'à son utilisation ultérieure.

3. Préparation de Soluble Cell Lysate

Toutes les étapes d'incubation ci-dessous sont effectuées à 4 ° C sous rotation doux.

  1. Lyse Scellules F9 exprimant votre protéine d'intérêt à ~ 20 ml de TPS tampon de liaison (NaCl 150 mM, EDTA 1 mM, 0,05% de Triton-X-100, 1 mM de DTT dans PBS1X pour une concentration finale de NaCl de 250 mM, et de l'inhibiteur de la protéase cocktail (Roche). dans un bain d'eau glacée, la solution 20x Dounce avec un homogénéisateur Dounce, sonication 3 x 30 secondes chacun (de sortie) de 70%, et encore une fois de Dounce 20x.
  2. (Optionnel). Incuber le lysat cellulaire totale avec 1 mM de MgCl2 et benzonase nuclease 7 (2,5 U / ml) pendant 30 min à 4 ° C pour éliminer l'ADN de l'ARN ou de contamination.
  3. Centrifuger à 18 000 tours par minute pendant 30 min à 4 ° C. Gardez le surnageant.
  4. (Optionnel). Centrifuger le surnageant à nouveau pendant 30 min à 18 000 rpm à 4 ° C pour obtenir un lysat soluble claire. Passez le surnageant à travers un filtre de 0,2 ou 0,45 um pour éviter le colmatage.

4. Liaison de la protéine sur Perles TPS

  1. Incuber le lysat cellulaire soluble avec 1 ml de billes de GST (préalablement lavée deux fois avec de l'10 ml de tampon TPS) de liaison pendant 1 h à 4 ° C sous une légère rotation.

Commentaire: Le temps d'incubation doit être optimisée en fonction de la stabilité de la protéine et de l'efficacité de liaison.

  1. Tour rapide à 700 rpm et enlever le surnageant contenant les protéines non liées (ce peuvent être conservés pour analyse ultérieure). Laver les protéines de la TPS lié (figure 3B, piste 1) avec le tampon de lavage de la TPS (TPS tampon de liaison avec 350 mM de NaCl final).
  2. Répétez l'étape 4.2 2x. Au dernier lavage, enlever autant de surnageant que possible.
  3. Incuber les billes avec 5 mM d'ATP et 15 mM de MgCl2 (10 ml dans un tampon de liaison TPS) pendant 1 h à 4 ° C pour éviter la liaison non spécifique des protéines de choc thermique 8. Laver les billes trois fois avec du tampon de lavage de la TPS.

5. PreScission clivage de la TPS

  1. Centrifuger les perles de la TPS, éliminer le surnageant et laver les billes de la TPS avec P5 buffer (50 mM, pH 7,0 NaHPO 4, 500 mM de NaCl, 10% de glycerol, 0,05% de Triton-X-100, 5 mM d'imidazole).
  2. Incuber les TPS-perles avec PreScission enzyme dans un tampon P5 de 3 heures à une nuit à 4 ° C. (Diviser les perles de la TPS en fractions de 100 ul et ajouter 4-8 unités (2-4 pi) d'enzyme dilué dans 100 pi de tampon P5).

Commentaire: Le temps d'incubation de l'étape de PreScission doit être optimisée en fonction de la masse moléculaire ainsi que la stabilité de la protéine. Si la dégradation est observée, ce temps d'incubation peut être réduite à un minimum de 2 heures au lieu d'une nuit.

  1. Rotation rapide et recueillir le surnageant. Répétez cette étape deux fois après addition de 100 pi de P5 tampon pour les perles et mutualiser toutes les fractions (figure 3B, piste 2).

Commentaire: Les perles restantes peuvent être utilisées pour l'analyse de l'efficacité de clivage (figure 3B

6. Protéine de liaison à TALON Métal Résine Affinity

  1. Diviser l'élution à partir d'au-dessus dans 3 fractions de 1 ml et incuber chacun avec 100 billes sèches Talon de résine d'affinité métallique pl (prélavées deux fois avec du tampon P5) pendant 1 heure sous rotation.

Commentaire: La division de la élution en plusieurs fractions augmente de liaison / lavages efficacité.

  1. Laver la résine 5 min avec du tampon P30 (tampon P5 avec une concentration finale de 30 mM imidazole).
  2. Répétez l'étape 6.2 2x et mutualiser les perles dans un seul tube. Avant le dernier lavage, enlever autant de surnageant que possible.

Commentaire: Ceci correspond à la TALON lié échantillon (figure 3B, piste 4).

7. L'élution de la protéine purifiée

  1. Incuber la résine TALON lié aux protéines pendant 5 min sous rotation avec P500 un tampon (tampon de P5 avec une concentration finale de 500 mM d'imidazole). Utiliser un ratio entre le tampon et perles de 1:1 v / v (Par exemple, si vous aviez pris 200 ul de billes sèches, vous devrez ajouter 200 ul de P500). Répétez cette étape deux fois et garder chaque fraction éluée séparément (nommé élution 1 (E1), élution 2 (E2) et élution 3 (E3); la figure 3B, pistes 5-7).

Commentaire: Les perles restantes peuvent être utilisées pour l'analyse de l'efficacité d'élution (figure 3B, piste 8). Typiquement, 60 à 80% de la protéine est éluée au total.

  1. Analyser la quantité et la qualité de votre protéine purifiée en chargeant environ 20-40 ul de chaque fraction avec une concentration standard BSA sur un SDS-PAGE et coloration au bleu de Coomassie (figure 3B) ou SYPRO protéine tache pour la visualisation.

Commentaire: La protéine d'intérêt peut également être détectée throughout la procédure de purification utilisant des anticorps anti-GST et ses anti-anticorps (Figure 3C).

8. Le stockage de la protéine purifiée

  1. Dialyser la protéine purifiée contre un tampon de stockage approprié (par exemple, 20 mM de Tris acétate pH 8,0, KAc 200 mM, glycérol 10%, EDTA 1 mM, DTT 0,5 mM) à 4 ° C. Il est important de vérifier la précipitation de la protéine purifiée au cours de la dialyse. Nous dialyser habituellement 2x pendant 1 h à 4 ° C sous rotation de l'agitation.
  2. Faire de petites fractions de la protéine purifiée (10-20 pi) et geler sur glace sèche pendant 30 min. Entreposer les aliquotes à -80 ° C et éviter de nombreuses dégel / cycles de congélation.

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Representative Results

Afin d'illustrer l'efficacité de la GST-His protocole de purification, nous avons purifié Rec14, un S. protéine de 32,9 kDa pombe. Le Rec14 ADNc a été cloné dans notre vecteur pFastBac1 modifiée permettant l'ajout de la TPS et-ses-tags à la N-et C-terminales, respectivement (figure 1A). Baculovirus recombinants ont ensuite été préparés et utilisés pour infecter des cellules SF9 infectées pour l'expression de la protéine. Les lysats cellulaires solubles ont été incubées avec des billes de GST et des protéines liées ont été éluées par clivage de la GST avec PreScission protease. Le Rec14-Sa protéine résultante était purifiée par affinité sur résine TALON et liés protéines ont été élues avec un tampon de TALON contenant 500 mM d'imidazole. Rec14-His purifiée a été dialysée dans un tampon de stockage et stockée à -80 ° C (figure 1B).

Les lysats cellulaires solubles et totales provenant de cellules SF9 infectées par le baculovirus recombinant Rec14, ou faussement infectées en tant que témoin, ont été analysés par Coomassie coloration au bleu, ce qui nous permet de confirmer l'expression de la TPS-Rec14-His (figure 3A). Au cours du processus de purification, de nombreux échantillons ont été analysés pour suivre l'efficacité de la méthode. L'analyse de ces échantillons par bleu de Coomassie (Figure 3B) montre qu'au cours de la première étape de purification, GST-Rec14 a été correctement lié à des billes de GST, avec un poids moléculaire apparent d'environ 60 kDa en raison de la fusion de Rec14 (32,9 kDa) avec la GST (29 kDa) (piste 1). Après PreScission clivage de la TPS, TPS libre-Rec14-Ses migre autour de 37 kDa (piste 2), tandis que la TPS clivé peuvent être visualisées sur les perles de la TPS (piste 3, environ 25 kDa). Malgré une partie de Rec14 exemptes de TPS qui restait toujours lié à des billes de TPS (voies 3), l'enrichissement notable dans Rec14-Son a été atteint (voie 2, sans contaminant visible sur bleu de Coomassie). Cette étape pourrait être améliorée en augmentant le temps d'incubation de la protéine avec PreScission. Analyse des Rec14-His lié à TALONperles (après l'étape 7.1, piste 4) comparées aux protéines éluées après purification de la TPS étape (piste 2), montre qu'une grande partie de Rec14-Son est lié à des billes de TALON. Après plusieurs lavages, Rec14-Son a été élue et recueilli. Trois élutions ont été réalisées. L'analyse a révélé une pureté élevée de Rec14-His (aucun contaminant visible par coloration de Coomassie, lignes 5 à 7), et la plus grande concentration de Rec14-His dans la première élution. La comparaison des fractions éluées (pistes 5 à 7) pour les billes de TALON après élution (piste 8) illustre l'efficacité de l'élution, de sorte qu'un peu Rec14-His peut être détectée comme étant lié à des billes.

Les échantillons utilisés dans la figure 3B ont été soumis à une analyse Western blot avec des anticorps anti-GST et ses anti-anticorps de manière à suivre Rec14 tout au long de la procédure (figure 3C). Le blot anti-GST montre que certains GST-Rec14 et GST seule, étaient présents dans les protéines éluées à partir de l'étape de purification de GST (piste 2), et eà des contaminants ont été enlevés par l'affinité étape de purification His-tag. Ce transfert nous permet également de surveiller que la TPS avait été enlevé efficacement de Rec14 par le traitement PreScission et l'étape de purification His-tag (voies 4 à 8). L'anti-Son transfert a pour but de détecter Rec14. Nous pouvons donc confirmer que la TPS-Rec14-Son et Rec14-son n'ont pas été complètement clivé et retiré des billes de TPS (voies 11). En outre, à une concentration élevée, Rec14 semble agréger (piste 13). En résumé, les résultats présentés démontrent l'efficacité de la purification GST-His pour la purification de S. pombe Rec14.

Figure 1
Figure 1. Représentation schématique de la TPS-Sa méthode de purification d'affinité en deux étapes. A. TPS-Rec14-Sa construction clonée dans pFastBac (Baculovir. nous vecteur d'expression) B. Deux étapes purification par affinité de TPS-Rec14-Son de Sf9 soluble lysat cellulaire:. GST-liaison, suivie par PreScission clivage de la TPS, TALON liaison et élution avec de l'imidazole Cliquez ici pour agrandir la figure .

Figure 2
Figure 2. Représentation schématique de pFastBac1-TPS-10xHis. TPS (vert), PreScission site de protease (bleu clair), le site de clonage multiple (rouge), et le 10-His (bleu foncé) sont présentés. En cas inférieure sont les séquences nucléotidiques issues pET-52b (+). Cliquez ici pour agrandir la figure .

together.within page = "always"> Figure 3
Figure 3. Exemple de résultat de la TPS-Sa purification de Rec14. A. Coloration de Coomassie de la fraction totale en protéines (piste 2 & 3) et le lysat cellulaire soluble (piste 4 et 5) à partir de cellules Sf9 maquette traités (piste 2 et 4) ou infectées avec GST-Rec14-His baculovirus (piste 3 et 5). Rec14-His et TPS posséder un poids moléculaire d'environ 32,9 kDa et 29 kDa, respectivement, et le GST-Rec14-His protéine de fusion a un poids moléculaire d'environ 61,9 kDa. B. coloration de Coomassie démontrant chaque étape du procédé de purification de la protéine (par Voir la procédure détaillée de l'explication) C. Western blot des fractions suivant la procédure de purification avec anti-GST (voie 1 à 8) et anti-ses (piste 9 à 16) anticorps.upload/50320/50320fig3large.jpg "target =" _blank "> Cliquez ici pour agrandir la figure.

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Discussion

Le-His TPS protocole de purification présentée ici est approprié pour la purification d'une large gamme de tailles et de protéines recombinantes: Nous avons purifié avec succès Li RAD51 (41kDa), piBRCA2 (120kDa), PALB2 (130kDa), et une protéine de haut poids moléculaire instable de Leishmania infantum: Li BRCA2 (125kDa) 6,9. En outre, les protéines purifiées avec ce protocole étaient biochimiquement active 6. Le succès de ce procédé dépend uniquement de l'expression, de la solubilité et de la stabilité de la protéine désirée.

Vecteurs de biologie moléculaire pour l'expression dans d'autres hôtes, tels que E. coli ou de levure, peuvent être facilement modifiés à l'aide de la TPS largement disponibles et His. Cela met en évidence l'applicabilité et la rentabilité de la technique actuelle pour la plupart des laboratoires de biologie moléculaire. Une variété d'avantages influencé notre décision de choisir les cellules infectées sur les cellules bactériennes ou de mammifères pour recombinant expression et purification des protéines. Par exemple, les modifications post-traductionnelles telles que la méthylation, la phosphorylation et l'ubiquitinylation peuvent fortement influencer la fonction enzymatique d'une protéine de 10. Par conséquent, pour étudier les propriétés physiologiques de la protéine, il est avantageux d'utiliser un système permettant de modification post-traductionnelle, tel que des cellules Sf9 infectées. Un autre avantage de l'utilisation Sf9 sur des cellules de mammifère, par exemple, est de nature économique, car le système de cellule infectée nécessite beaucoup moins de cellules et pas de méthode de transfection coûteux par rapport au système de mammifère.

La simplicité de la méthode présentée aidera les chercheurs à obtenir une protéine ou un complexe de protéines sous une forme hautement purifiée avec du matériel de laboratoire standard, ce qui est avantageux pour un laboratoire avec un équipement minimal.

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Acknowledgements

Nous remercions Anne-Marie Dion-Côte des discussions menant à l'élaboration de la méthode. JK et RB sont FQNRT chercheurs doctorants, M.-MG est un savant Vanier IRSC, et J.-YM est un chercheur senior du FRSQ. Ce travail a été soutenu par des fonds du Conseil de recherches en génie à JY sciences naturelles et en. M.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
REAGENTS
E.Coli DH10Bac (competent) Invitrogen
Bac-to-Bac Baculovirus Expression System Invitrogen
Maxi Prep Kit Qiagen 12163 Solution I and II
Ultra Pure Bluo-Gal Gibco (Life) 15519028
IPTG Gibco (Life) 15529019
Sf9 infected cells ATCC CRL-1711
PreScission enzyme GE Healthcare 27084301
Grace's infected medium supplemented Gibco (Life) 11605-094
Fetal Bovine Serum characterized Hyclone SH30396.03
P/S (Penicillin-Streptomycin) Gibco (Life) 15070-063
Glutathione Sepharose resin GE bioscience 17075605
Protease inhibitor cocktail Roche 11873580001
Talon resin Clontech 635504
Imidazole BioShop 288324
Gentamicin Gibco (Life) 15710064
Polyclonal GST-antibody Production in house
Monoclonal 6X-His-antibody Clontech 631212
EQUIPMENT
Dounce homogenizer (tight) Wheaton 357546
Sonicator (Fisher dismembrator) Fisher Model 150
Dialysis bag (50 mm) Fisher Scientific 2115217

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References

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