Aislamiento de líquido cefalorraquídeo de embriones de roedores para su uso con disecados explantes cortical cerebral

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

El líquido ventricular cefalorraquídeo (LCR) baña las células de la corteza cerebral y neuroepitelial progenitoras durante el desarrollo temprano del cerebro del embrión. Aquí se describe el método desarrollado para aislar CSF ventricular de embriones de roedores de diferentes edades con el fin de investigar su función biológica. Además, demostramos nuestra disección cerebral cortical explantes y técnica de cultivo que permita el crecimiento de explantes con volúmenes mínimos de medio de cultivo o LCR.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Zappaterra, M. W., LaMantia, A. S., Walsh, C. A., Lehtinen, M. K. Isolation of Cerebrospinal Fluid from Rodent Embryos for use with Dissected Cerebral Cortical Explants. J. Vis. Exp. (73), e50333, doi:10.3791/50333 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

El CSF es un fluido complejo con un proteoma que varía dinámicamente durante todo el desarrollo y en la edad adulta. Durante el desarrollo embrionario, la CSF naciente diferencia del líquido amniótico tras el cierre del tubo neural anterior. El volumen de LCR aumenta entonces en los días subsecuentes como las células progenitoras neuroepiteliales que recubren los ventrículos y el plexo coroideo generan LCR. Los embriones de contactos de LCR la apical ventricular superficie de las células madre neurales del cerebro en desarrollo y la médula espinal. CSF proporciona presión de fluido crucial para la expansión del cerebro en desarrollo y distribuye crecimiento importante promoción de los factores de las células progenitoras neurales de una manera temporal específica. Para investigar la función de los CSF, es importante aislar muestras puras de embrionario CSF ​​sin contaminación de la sangre o del tejido en desarrollo telencephalic. Aquí se describe una técnica para aislar muestras relativamente puras de CSF del ventrículo embrionario que se pueden utilizar parauna amplia gama de ensayos experimentales, incluyendo la espectrometría de masas, electroforesis de proteínas, y cultivo de células y explante primario. Se demuestra cómo diseccionar y cultura explantes corticales en membranas porosas de policarbonato con el fin de crecer tejido en desarrollo cortical con volúmenes reducidos de los medios de comunicación o CSF. Con este método, los experimentos se pueden realizar utilizando CSF ​​de diferentes edades o condiciones para investigar la actividad biológica de la proteoma CSF en las células diana.

Introduction

El líquido cefalorraquídeo es un líquido complejo que baña el neuroepitelio desarrollo 1-6 y ofrece 7 Presión esencial y la promoción del crecimiento claves para el desarrollo del cerebro 8-12. Para estudiar el CSF en el curso del desarrollo del cerebro, hemos desarrollado técnicas para aislar CSF del ventrículo desde el desarrollo de embriones de rata o ratón durante varias etapas de desarrollo 6,9. Los métodos anteriores de aislamiento incluyó el uso de un cristal de micro-aguja y aislar el CSF utilizando un micro-inyector de 1,2. Nuestro método utiliza un vaso capilar micro-pipeta cuya punta se ha tirado para crear un punto de penetración en el tejido ultrafino mejorada. El cristal de micro-pipeta capilar está conectado a un aspirador de modo que para obtener el LCR ventricular se puede controlar con cambios suaves en la presión. Para investigar la influencia de células madre de señales de LCR, se diseccionan cerebrales corticales explantes, colocarlos en las membranas de policarbonato y flotar sobre ellos cu apropiadaslture medio suplementado con muestras de LCR 9. Con esta técnica, los volúmenes reducidos de medios son suficientes para el cultivo de tejidos, lo que permite un uso eficiente de los CSF 9.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Aislamiento de embriones / Preparación

Esta técnica se puede utilizar para el ratón o la rata. En este protocolo se demuestra la técnica de recolección de LCR y disección cerebral cortical explantes con cerebro de ratón embrionario. Vamos a comentar sobre las diferencias importantes en comparación con las ratas ratones que existen dentro de las técnicas generales. Para el sistema de estadificación edad embrionaria, E1 es clasificado como el día de la clavija de ratas, y E0.5 se clasifica como el día de la clavija de ratones.

  1. Prepare un plato de micro-disección con Sylgard elastómero de silicona. Sylgard 184 Elastómero de silicona se suministra como un componente de la segunda parte líquido, Parte A y Parte B. La Parte A y la Parte B se mezclan en una proporción de 10:1 en peso o volumen. Después de que los componentes líquidos se mezclan, verter el elastómero sylgard en una placa de Petri para cubrir toda la superficie del plato. Algunas burbujas de aire pueden estar presentes que se disipe durante el proceso de curado. Coloque la tapa de la placa de Petri y deje que el elastomer de curar. El elastómero se puede curar a temperatura ambiente durante 24 h, o a temperaturas más altas (por ejemplo 37 ° C) para acelerar el curado. Una vez que los componentes líquidos se solidifican, el plato de disección está listo para usar. El plato puede ser utilizado repetidamente para múltiples experimentos, a condición de que se haya limpiado bien después del procedimiento.
  2. Preparación de la pipeta micro-capilar (aguja). Micro-pipetas capilares se preparan mediante la aplicación de calor y tire usando un extractor de micropipeta Narishige PC-10 vertical con los siguientes ajustes: Un tirón paso; Heater # 2 ajustado a 58; 100 g de peso de tracción. La fina punta de la micropipeta se apagó cuidadosamente usando pinzas finas # 55. El resultante diámetro medio interior de la aguja es de 85 micras.
  3. Preparar el montaje aspirador para aspirar líquido cefalorraquídeo. Insertar micro-émbolo provisto de micro-pipetas capilares en la aguja capilar. Alternativamente, adjuntar un filtro desechable de plástico para el extremo del conjunto de tubo de aspiración que está conectado to el micro-pipeta capilar. Introducir la aguja a través de la junta en su posición en el extremo opuesto del conjunto de aspirador.
  4. La transferencia de embriones aislados de la basura a un plato de micro-disección preparado con Sylgard.
  5. Retire las membranas extra-embrionarias y tejidos con el fin de que el embrión está claramente expuesto. Cada capa de tejido-primero la pared uterina y luego la decidua-puede ser diseccionado utilizando unas tijeras finas para iridectomía (es decir, herramientas Fine Science # 15000-02). En cada sitio de implantación, primero la pared uterina, a continuación, la decidua puede practicarse una incisión en paralelo al eje largo del útero, y la incisión se puede abrir adicionalmente utilizando unas pinzas finas. La decidua puede ser retirado después de una incisión similar, la exposición de las membranas fetales. Se debe tener cuidado para que las membranas fetales no se inciden o perforado.
  6. Lavar con solución salina estéril equilibrada Hanks (HBSS) y eliminar el exceso de líquido que rodea el embrión utilizando una pipeta, así como un filtro o Kimwipepapel cortado en triángulos.

2. Ventricular CSF Collection

  1. Visualizar embrión bajo el microscopio de disección: para el ratón, el embrión debe ser, por su lado, de tal manera que se tiene una vista sagital del embrión en desarrollo. Con embriones de rata E16 o más, colocar el embrión en su columna vertebral dorsal, a lo largo de su dimensión más larga plana, de un cráneo a la dirección de caudal, como si el embrión está acostado sobre su espalda. De esta manera, el CSF puede ser recogida a partir de ventrículo lateral derecha y la izquierda.
  2. Constantemente insertar la pipeta micro-capilar en el ventrículo lateral, ventrículo mesencefálico, o cisterna magna, tratando de no contacto con las células neuroepiteliales una vez que la pipeta se ha insertado. Para los embriones de ratón E14.5 o más, el CSF puede ser aspirado desde el ventrículo derecho y luego se retira la aguja y se inserta en el ventrículo izquierdo. Debido a la permeabilidad de los ventrículos y el tubo neural en embriones más jóvenes que E14.5, latodo el volumen de CSF a menudo puede ser aspirado desde los ventrículos laterales con una inserción de una sola aguja. Sin embargo, este no es siempre el caso, como los tiempos de desarrollo y la permeabilidad de los ventrículos de conexión pueden variar ligeramente, y por lo tanto, la pipeta capilar micro-también se puede insertar en la cisterna magna para recoger el volumen de LCR máxima.
  3. Una vez que la pipeta micro-capilar está insertado en el ventrículo lateral, ventrículo mesencefálico, o cisterna magna, con cuidado y suavemente empezar a aspirar el CSF en la pipeta, utilizando el micro-émbolo para crear una presión negativa y aspirar el CSF, o proporcionando una una suave presión negativa creada por la boca de tal manera que CSF comienza a fluir suavemente en el micro-pipeta capilar de una manera lenta y controlada. Recomendamos que el espectador comprobará con sus propios funcionarios locales con respecto a las políticas institucionales sobre estos enfoques.
  4. Mantenga la presión negativa y recoger el líquido cefalorraquídeo en el micro-pipeta capilar.En ambos embriones de ratón y de rata de E16.5/E17 o menos, es posible observar el colapso ventrículo ligeramente por la aparición de una chuleta formando en el lado de la cabeza que la pipeta micro-capilar es pulg En embriones más viejos, debido al tamaño más grande del cerebro, puede no ser posible observar la cabeza colapsando.
  5. Dejar de aplicar presión y retire con cuidado la pipeta micro-capilar desde el ventrículo lateral.
  6. Suavemente expulsar la muestra de LCR en un tubo Eppendorf que ha sido enfriada en hielo.
  7. Continuar recogiendo el LCR de una camada entera de los animales y la piscina las muestras en el mismo tubo.
  8. Centrifugar a 10.000 xg a 4 ° C durante 10 min para eliminar las células contaminantes.
  9. Analizar las muestras para detectar cualquier signo de contaminación de las células neuroepiteliales o glóbulos rojos. Los signos de contaminación se indican normalmente por el fluido que aparece turbia o rojo / rosa, o la presencia de un sedimento con una mancha teñida de sangre. Después de la centrifugación, el CSF puede ser analizada microscópicamente para detectar cualquier evidencia de células o restos celulares. Si hay signos de contaminación del fluido debe ser desechada. Como un control adicional, el contenido de sedimento también puede ser teñido para células. Un limpio muestra de LCR pueden utilizarse para el cultivo celular, cultivo cortical, espectrometría, western blot, ELISA, y otros ensayos. El LCR claro debe ser transferido a un nuevo tubo Eppendorf estéril. La muestra se puede utilizar ahora para el análisis, se combinaron con otras muestras, o se congelaron rápidamente con nitrógeno líquido y se almacenan a -80 ° C. La congelación y descongelación de las muestras pequeñas de líquido puede resultar en una disminución de volumen pequeño y los cambios en la concentración de proteína. Esto se puede evitar mediante la liofilización de las muestras.

3. Disección Explante Cortical

  1. La transferencia del embrión E14.5 aislado de la camada en una fuente de micro-disección preparado con Sylgard.
  2. Eliminar embrión de extraembrionarias membranas y tejidos como se describe en el paso 1,5.
  3. <li> Lavar con solución estéril de sal equilibrada de Hanks (HBSS) y eliminar el exceso de líquido que rodea el embrión utilizando una pipeta.
  4. Diseccionar a través de la región cervical que separa la cabeza del resto del embrión (Figura 1A).
  5. El uso de un fino escalpelo (cuchillo oftálmico), cortar la línea media del cuero cabelludo. Agarre cada lado de la incisión con unas pinzas finas y quitar la piel. A continuación, utilice tijeras iridectomía hacer una incisión que corre a lo largo de la línea media del cráneo en desarrollo. Posteriormente, hacer dos incisiones adicionales, aproximadamente 1/3 de la distancia de los extremos anterior y posterior del cráneo en desarrollo. Use unas pinzas finas para captar los "flaps" del cráneo que se derivan de esta parte de la disección, y eliminar el tejido cráneo en desarrollo, la exposición de la corteza (Figura 1B).
  6. Uso del bisturí bisect el cerebro a lo largo de la línea media en el plano medio sagital, separando los hemisferios corticales derecho e izquierdo (Figuras1B, C). La pia y la aracnoides se deja conectada a la corteza, y la duramadre se elimina junto con el cráneo en desarrollo.
  7. Prepare cada hemisferio cortical por separado. Coloque el lado medial del hemisferio para que usted pueda ver la eminencia ganglionar y el desarrollo de la corteza (Figura 1C, D).
  8. Uso del bisturí, hacer una incisión coronal a través del neuroepitelio cortical caudal a la bombilla de desarrollo olfativo. Esta incisión debe comenzar en el límite anterior de las eminencias gangliónicas lateral y medial, y se extienden a través de la región cingulada anterior del rudimento desarrollo cortical (Figura 1E).
  9. Hacer otra incisión coronal justo caudal al límite posterior de la eminencia ganglionar lateral (Figura 1F). Esta incisión también debe extenderse desde el límite lateral de la eminencia ganglionar a la pared medial de la rudimento desarrollo cortical.
  10. Retirar la cortical "flap" creaobtenidos por las dos incisiones hechas en los pasos 3,7 y 3,8, usando una presión de bisturí o de una corriente suave de HBSS entregados con una pipeta de 200 l para evitar daños mecánicos a la corteza. A continuación, hacer una incisión transversal a lo largo de la frontera que separa la eminencia ganglionar lateral de la corteza en desarrollo (Figuras 1G, H). Entonces, diseccionar el hipocampo en desarrollo y el dobladillo cortical medial del telencéfalo, en el vértice de la neocorteza donde la superficie cortical lateral y la pared interhemisférica.
  11. Hacer una incisión transversal a lo largo de la frontera que separa la eminencia ganglionar lateral desde el desarrollo de la corteza (Figura 1H).
  12. Quitar cualquier tejido extra diseccionado que está en la placa Sylgard del explante diseccionado cortical. Uno puede utilizar pipeteo suave con tampón HBSS fresco para pipetear la basura cualquier tejido extra disecado. La corteza es disecado ahora con la cara hacia abajo meníngea (Figura 1I).

  1. Preparar un bucle de alambre de platino conectada a una pipeta de vidrio. Calentar la pipeta de vidrio con un alambre de platino plegada insertada en el extremo de la pipeta de vidrio. Al girar el extremo del lazo de alambre de platino, el tamaño del bucle puede ser aumentado o disminuido, y el bucle puede ser formado para adaptarse al tamaño del explante deseado. (Este puede ser preparado de antemano y se reutiliza.)
  2. Calentar la punta del alambre de platino para esterilizar el bucle.
  3. Aislar el explante disecado cortical y retire el soporte de HBSS adicionales por pipeteo suave, dejando una pequeña cantidad para su uso con el lazo de alambre.
  4. Colocar un 1 cm de membrana de policarbonato en un plato de formación de imágenes 4 cm de diámetro.
  5. Utilizando el lado del bucle de alambre de platino, estirar suavemente la corteza de manera que el lado meníngea está hacia arriba.
  6. Levantar el explante cortical de la placa de disección, colocando el explante en el medio del bucle y el uso de las fuerzas hidrostáticas intrínsecas alevantar el explante en una superficie plana.
  7. Coloque suavemente el explante en la membrana de policarbonato, y levantar el bucle de alambre de platino de distancia de tal manera que el explante permanece en la membrana en un plano con la superficie ventricular contacta con la membrana.
  8. Levante con cuidado la membrana y pipetear 50 L de líquido cefalorraquídeo u otros medios bajo la membrana.
  9. Cubra la fuente de imagen, colocarlo en un recipiente secundario humidificado, y se incuba a 37 ° C en 5% de CO 2 durante 24 horas para apoyar la proliferación celular y crecimiento de explantes. Figura 2 representa un esquema de la preparación final cortical plato explante.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

La recolección de LCR debe producir un líquido claro y transparente. No debería haber ninguna evidencia de contaminación de la sangre, como se demuestra por un fluido teñido de color rojo o amarillo en el aspirado y en el tubo Eppendorf. También debe haber evidencia de tejidos en el aspirado y el tubo Eppendorf. Cuando el CSF se centrifuga, se puede también evaluar el CSF microscópicamente para garantizar que no hay contaminación. Si hay signos de contaminación, el LCR debe ser desechada. De una camada ratón E14.5, se puede anticipar recoger LCR 10-15 l. Tabla 1 muestra los volúmenes medios de LCR recogidos de tamaños medio de la camada en ratones y ratas de diferentes edades embrionarias. Cuando son puros muestras de LCR se han recogido, el CSF puede ser analizado utilizando un número de técnicas diferentes. La Figura 3 muestra un gel teñido con plata utilizando 2UG representante de ratón E14.5 CSF.

Explantes cerebrales corticales se puede cultivar ingenioh variación de volúmenes de CSF además de un medio basal si es necesario de modo que el volumen total es de 50 l. Figura 4 muestra explantes cultivados representativos con 50 l de 100% embrionario CSF durante 24 h. Los explantes se ha demostrado que sobrevivir y proliferar con 100% CSF y la histología de tejido similar a embriones de roedores a la misma edad gestacional 9, como se indica por inmunorreactividad a la fosfo-histona H3 (PH3), un marcador de la división celular, a lo largo de la ventricular superficie, BrdU, un marcador de la síntesis de ADN, la incorporación a lo largo de la zona ventricular, y Tuj1, un marcador neuronal, en el desarrollo de la placa cortical.

Sprague Dawley embrionarias camada Edad Volumen por camada CD1 camada embrionarias Edad Volumen por camada
E13 30-50 l E10.5 15-20 l
E14 40-75 l E12.5 15-20 l
E16 50-90 l E14.5 10-15 l
E18 40-75 l E16.5 L 5-10

Tabla 1. Volúmenes Promedio de LCR mediante el análisis estándar camadas de tamaño.

Figura 1
Figura 1. Esquema Esquema disección cerebral cortical explante.

Figura 2
Figura 2. Diagrama esquemático de la preparación del plato final.


Figura 3. Tinción con plata de ratón E14.5 CSF. Esto es una mancha de plata representante 2UG ratón E14.5 proteína CSF se ejecutan en 4-12% Bis-Tris gel NuPAGE gradiente de Invitrogen. Tinción con plata hecho con kit de tinción SilverQuest Silver desarrollado para 5 min 40 seg.

Figura 4
Figura 4. E15 explantes corticales de rata cultivados durante 24 horas. Estos son imágenes representativas de explantes cerebrales corticales cultivadas durante 24 horas en 100% embrionario CSF. Estos explantes fueron fijados por el método de Carnoy, parafina se seccionaron y se preparó para inmunotinción. PH3 (rojo), y Tuj1 (verde), BrdU (azul).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

El método descrito para la recolección de líquido cefalorraquídeo ventricular ha dado muestras relativamente puras de CSF embrionario con la composición de proteína estable y la actividad consistente en una serie de ensayos celulares 9. Con una técnica buena colección y tamaño de la camada de diez ratones E14.5, se puede esperar para cobrar 10-15 l de LCR y de una camada de ratas E16, se puede esperar para recoger alrededor de 50-90 l de LCR. Esta técnica minimiza la contaminación de recogida de la sangre y el tejido, por la observación cuidadosa, centrifugación, y el descarte de muestras con cualquier evidencia de restos celulares o tinte sangre. Hemos analizado el fluido microscópicamente para evaluar los desechos celulares o células en el LCR después de la centrifugación, y se ha encontrado que las muestras que no tienen ningún sedimento después de la centrifugación están libres de contaminación celular. En contraste con el proteoma del tejido cerebral en desarrollo o para muestras de contaminada CSF (datos no mostrados), utilizando este método de extracción de CSF,el proteoma de LCR no contenía proteínas mitocondriales cuando se analizó con un espectrómetro de masa 6.

Basándose en la localización física de la CSF ventricular dentro de las vesículas telencefálicas y el tubo neural, el único método de aislamiento es perforar a través de la piel en desarrollo, el cráneo y telencéfalo. Por lo tanto, la aguja de inserción a través de estos tejidos es una fuente de posible contaminación. La punta de la aguja debe ser tan delgado como sea posible, de tal manera que la aguja se puede insertar sin problemas a través del tejido y hacia el ventrículo. El micro-pipeta capilar puede recoger tejido dentro del ánima de la aguja durante la inserción de la aguja en el ventrículo. Dependiendo de la edad del embrión, y si el plexo coroideo ha desarrollado dentro del ventrículo, es importante para no aspirar el contenido del plexo coroideo en la pipeta. Sin embargo, es importante para crear una presión negativa suficiente tal que el CSF se recoge en tél pipeta, sin alterar el tejido circundante desarrollo cerebral o plexo coroideo. La presencia de contaminación de los tejidos puede ser visualizado bajo el microscopio de disección, por pipeteado CSF ​​en un portaobjetos de vidrio con un cubreobjetos de cristal y la visualización directa de los desechos celulares.

Los métodos que se describen para el aislamiento CSF ​​proporcionar muestras relativamente puras de la CSF como se ha determinado hasta el momento. Cuando conocido contaminación del LCR se han analizado mediante espectrometría de masas, han revelado la presencia de proteínas mitocondriales (datos no mostrados). Un defecto inherente en la técnica es que el CSF se obtiene por punción en el cráneo en desarrollo y la corteza, y por lo tanto las células y los tejidos pueden estar presentes en el LCR. Por centrifugación de la CSF, el ensayo de una pastilla, y microscópicamente el análisis de la CSF bajo el microscopio, hemos optimizado un método para el aislamiento de CSF que produce muestras relativamente puras de CSF.

La técnica de fo ventricular embrionario recolección de LCR y cerebrales corticales explantes se ha descrito y mostrado en la película para un ratón embrionario. Sin embargo, esta técnica puede ser utilizada para la recolección ventricular CSF y cerebrales corticales explantes de embriones de todos los roedores y se ha aplicado a ratas y ratones. El método descrito en este protocolo fue diseñado específicamente para el aislamiento de CSF del ventrículo, y no está destinado para la recogida de CSF en el espacio subaracnoideo.

La técnica para explantes cerebrales corticales fue creado para ser capaces de crecer explantes con un volumen reducido de medios de comunicación, habida cuenta de las cantidades limitadas de CSF embrionario disponible para experimentos individuales. El menor volumen de medio utilizado para cultivar explantes de forma fiable durante 24 horas fue de 50 l. Ocasionalmente, los explantes se cultivaron durante más de 24 horas, con el período más largo siendo 72 hr. Con más experimentos, lo mejor es complementar los medios de cultivo cada 24 horas. Una vez que los explantes are cultivaron durante el período de tiempo deseado, los explantes se puede utilizar para un número de diferentes ensayos, incluyendo inmunofluorescencia, la generación de neuroesferas, la muerte celular, o la extracción de RNA.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Los autores declaran que no tienen intereses en conflicto financieros.

Acknowledgements

Estamos muy agradecidos por el apoyo del NIH (R00 NS072192 números Premio a MKL, HD029178 a AS.L., y 2 RO1 NS032457 a CAW). MKL ha recibido del Hospital Infantil de Boston Career Fellowship Desarrollo de la Confraternidad / Harvard Medical School Shore y un compañero de la Alfred P. Sloan Foundation. CAW es un investigador del Howard Hughes Medical Institute.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Wiretrop II capillary needles Drummond Scientific #5-000-2020
Sylgard Ellsworth Adhesives #184 SIL ELAST kit
Aspirator tube assembly Sigma #A5177-5EA
Disposable filter Venturi or local pharmacy not available Standard cigarette filter
Roundstock opthalmic knife (15 degree stab knife) World Precision Instruments, Inc. #500250
35mm glass bottomed culture dish MatTek Corp. #P35G-1.5-14-C
Platinum-iridium wire Tritech Research #PT-9010-010-3FT
Nuclepore Track-Etch Membrane Whatman #09-300-57
Hanks Balanced Salt Solution Fisher Scientific #SH30031.FS
Iridectomy Scissors Fine Science Tools #15000-02

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Dziegielewska, K. M., Evans, C. A., Lai, P. C., Lorscheider, F. L., Malinowska, D. H., Mollgard, K., Saunders, N. R. Proteins in cerebrospinal fluid and plasma of fetal rats during development. Developmental Biology. 83, (1), 193-200 (1981).
  2. Gato, A., Martin, P., Alonso, M. I., Martin, C., Pulgar, M. A., Moro, J. A. Analysis of cerebro-spinal fluid protein composition in early developmental stages in chick embryos. Journal of Experimental Zoology. Part A, Comparative Experimental Biology. 301, (4), 280-289 (2004).
  3. Gato, A., Moro, J. A., Alonso, M. I., Bueno, D., Mano, D. L., Martin, C. Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos. The Anatomical Record. Part A, Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 284, (1), 475-484 (2005).
  4. Parada, C., Gato, A., Aparicio, M., Bueno, D. Proteome analysis of chick embryonic cerebrospinal fluid. Proteomics. 6, (1), 312-320 (2006).
  5. Parada, C., Gato, A., Bueno, D. Mammalian embryonic cerebrospinal fluid proteome has greater apolipoprotein and enzyme pattern complexity than the avian proteome. Journal of Proteome Research. 4, (6), 2420-2428 (2005).
  6. Zappaterra, M. D., Lisgo, S. N., Lindsay, S., Gygi, S. P., Walsh, C. A., Ballif, B. A. A comparative proteomic analysis of human and rat embryonic cerebrospinal fluid. Journal of Proteome Research. 6, (9), 3537-3548 (2007).
  7. Desmond, M. E., Jacobson, A. G. Embryonic brain enlargement requires cerebrospinal fluid pressure. Developmental Biology. 57, (1), 188-198 (1977).
  8. Lehtinen, M. K., Walsh, C. A. Neurogenesis at the brain-cerebrospinal fluid interface. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 27, 653-679 (2011).
  9. Lehtinen, M. K., Zappaterra, M. W., Chen, X., Yang, Y. J., Hill, A. D., Lun, M., Maynard, T., Gonzalez, D., Kim, S., Ye, P., et al. The cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells. Neuron. 69, (5), 893-905 (2011).
  10. Martin, C., Alonso, M. I., Santiago, C., Moro, J. A., De la Mano, A., Carretero, R., Gato, A. Early embryonic brain development in rats requires the trophic influence of cerebrospinal fluid. International Journal of Developmental Neuroscience: The Official Journal of the International Society for Developmental Neuroscience. 27, (7), 733-7340 (2009).
  11. Martin, C., Bueno, D., Alonso, M. I., Moro, J. A., Callejo, S., Parada, C., Martin, P., Carnicero, E., Gato, A. FGF2 plays a key role in embryonic cerebrospinal fluid trophic properties over chick embryo neuroepithelial stem cells. Developmental Biology. 297, (2), 402-416 (2006).
  12. Zappaterra, M. W., Lehtinen, M. K. The cerebrospinal fluid: regulator of neurogenesis, behavior, and beyond. Cellular and Molecular Life Sciences: CMLS. 69, (17), 2863-2878 (2012).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics