Proteómica Preparación de muestras de formol fija y embebidos en parafina de tejidos

Biology
 

Summary

Archivo formol fija y embebidos en parafina (FFPE) muestras clínicas son un material valioso para la investigación de enfermedades. Aquí se demuestra un flujo de trabajo de preparación de muestras permite el análisis en profundidad proteómico de tejidos FFPE microdissected.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Wiśniewski, J. R. Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue. J. Vis. Exp. (79), e50589, doi:10.3791/50589 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Material clínico en conserva es una fuente única para la investigación proteómica de trastornos humanos. Aquí se describe un protocolo optimizado que permite a gran escala de análisis cuantitativo de formol fija y embebidos en parafina (FFPE) los tejidos. El procedimiento comprende cuatro etapas distintas. La primera es la preparación de secciones de material FFPE y microdisección de las células de interés. En la segunda etapa las células aisladas se lisan y se procesan utilizando 'filtro asistido por preparación de la muestra "técnica (FASP). En este paso, las proteínas se agotan a partir de reactivos utilizados para la lisis de la muestra y se digieren en-dos pasos utilizando endoproteinasa LysC y tripsina.

Después de cada digestión, los péptidos se recogen en fracciones separadas, y su contenido se determina mediante una medición de fluorescencia de alta sensibilidad. Finalmente, los péptidos se fraccionaron en microcolumnas 'pipeta de punta. Los lysC-péptidos se separan en fracciones de 4 mientras que el pe trípticoptides se separan en 2 fracciones. De esta manera muestras preparadas permiten el análisis de proteomas de cantidades diminutas de material a una profundidad de 10.000 proteínas. Por lo tanto, el flujo de trabajo descrito es una poderosa técnica para el estudio de enfermedades en una de todo el sistema de la moda, así como para la identificación de biomarcadores potenciales y objetivos de medicamentos.

Introduction

La fijación con paraformaldehído y la incrustación en parafina (FFPE) es el método estándar para la preservación y la investigación patomorfológicas de material tejido clínica. Microscopía del tejido preservado permite la identificación de las enfermedades relacionadas con los cambios morfológicos, y la detección y la puntuación de la aparición de antígenos relacionados con la enfermedad. Puesto que típicamente sólo una pequeña porción de la muestra FFPE se utiliza en estos análisis, grandes cantidades de material clínico permanecen archivados y pueden ser explotados en otros tipos de estudios.

Durante la última década la investigación en ciencias de la vida se ha visto reforzada por la potente tecnología proteómica. Esta tecnología permite la identificación y cuantificación de miles de proteínas en mezclas complejas de proteínas. Una característica importante de la tecnología es que se necesitan cantidades sólo minutos de material para análisis a gran escala. Estudios proteómicos recientes han demostrado que las proteínas se pueden estudiar en una escala de un borrador casilete proteomas 1, 2. Este tipo de investigaciones permite amplios conocimientos del sistema en la composición de las células y la identificación de grupos de proteínas que se producen a niveles anómalos en enfermedades. Mientras que estos estudios requieren grandes capacidades de espectrometría de masas, el trabajo reciente ha demostrado que la medida similar de identificación puede lograrse en un solo día de la medición 3.

El requisito de la cantidad relativamente baja de la muestra y la amplia disponibilidad de las muestras clínicas conservadas nosotros y otros tentados a desarrollar métodos que permitan la exploración proteómico del material FFPE (para una revisión ver 4). Tomando ventaja de la reversibilidad de la fijación con formalina bajo un tratamiento térmico hemos desarrollado un protocolo que permite la extracción cuantitativa de las proteínas del tejido fijo 5. Hemos demostrado que el procedimiento de fijación conserva no sólo las proteínas, sino también por lo menos algunas modificaciones postraduccionales. Phosphorylation y N-glicosilación se pueden estudiar usando las muestras de FFPE 5, sin embargo un requisito previo para ello es un bien controladas las condiciones de recogida de tejidos, almacenamiento y fijación. A continuación, se ha optimizado el método para una microdisección de captura por láser del tejido fijo y para el reactor basado en proteómica procesamiento de la muestra 6, 7. Un estudio a gran escala sobre el cáncer colorrectal permite el análisis cuantitativo de 7.500 proteínas de microdissected de material clínico 8. Finalmente, se ha mejorado la forma de exploración de material microdissected aplicando consecutivo de dos protocolos de digestión de proteínas paso 9. En comparación con las estrategias de digestión comunes utilizando sola enzima, este procedimiento permite la generación de más péptidos de secuencia única y, en consecuencia, se traduce en una mayor profundidad de la identificación de proteínas. Análisis de microdissected adenoma de colon humano permitió el análisis proteómico a una profundidad de 9.500 proteínas por muestra 3. En esta ganaderíay trazamos 55.000 péptidos por muestra que permitan la identificación de las proteínas 88-89% con un mínimo de 2 péptidos. Aquí presentamos un protocolo optimizado para la preparación de muestras a partir del material FFPE para el análisis LC-MS/MS. Este protocolo comprende la preparación de cortes de tejido para microdisección, la lisis de las células aisladas, y procesamiento de la muestra en un formato de reactor de (FASP) 6. A continuación se describe la determinación de los rendimientos espectrofluorométrico péptidos; una tarea con gran importancia para la identificación óptima péptido mediante la espectrometría de masas. Por último, demostrar un intercambiador aniónico fuerte (SAX)-basada en las técnicas de separación para el fraccionamiento de los péptidos. En este método tanto la separación de péptidos y limpieza final se llevan a cabo usando microcolumnas pipeta de punta 10, 11. Este paso es opcional pero se recomienda en estudios en los que más de unos pocos microgramos de péptidos se pueden obtener a partir de una sola muestra. El SAX-fraccionamiento puede aumentar sustancialmente el número y el rango dinámico de identcaciones y extienden la proteína secuencia de cobertura de 3, 10.

Protocol

1. Instrumental Necesario

  1. Preparación de cortes de tejido para microdisección y muestra lisis
    1. Bloque térmico ajustado a 99 ° C o un baño con agua hirviendo.
    2. Microdissector operativo láser (por ejemplo, la palma, Zeiss, Göttingen, Alemania).
    3. Termostatizada centrífuga de mesa, la temperatura establecida en 20 ° C.
    4. Cámara húmeda (caja) con un estante para tubos de eliminación de tipo Eppendorf.
    5. Incubadora ajustado a 37 ° C.
    6. Spectrofluorometer que permite la medición de la fluorescencia excitada cerca de la luz UV con cubetas de cuarzo micro-escala (0,1-,2 ml).

2. Soluciones

  1. «Tejido Tampón de Lisis '(TLB): de 0,1 M de Tris-HCl, pH 8,0, DTT 0,1 M, 0,5% (w / v) de polietilenglicol 20.000 y 4% de SDS.
  2. Solución AU: 8 M de urea en 0,1 M de Tris-HCl, pH 8,5. Prepare 1 ml por 1 muestra. Soluciones de acceso universal y la AAI tiene que ser recién preparadas, se utiliza dentro de un día.
  3. Solución IAA: 0.05 M iodoacetamide en UA. Preparar 0,1 ml por 1 muestra.
  4. Endoproteinasa Lys-C, la solución madre.
  5. Tripsina, solución de reserva.
  6. 'La digestión buffer' (DB): 0,05 M Tris-HCl pH 8,5. Preparar 0,25 ml por 1 muestra.
  7. 'El triptófano solución estándar': 0,1 mg de triptófano en 1 ml de agua desionizada.
  8. 'El tampón de ensayo B' (ABB): 10 mM de Tris-HCl, pH 7,6.
  9. Solución madre de Britton y Robinson Universal Buffer (Brub). Preparar una solución que contiene 0,1 M de CH 3 COOH, 0.1 MH 3 PO 4, y 0,1 MH 3 BO 3 y ajustar con NaOH 1 M a pH requerido (2, 4, 5, 6, y 11). Antes de utilizar la dilución 5 veces con agua desionizada.
  10. Tampón A: 1% (v / v) CH 3 COOH en agua desionizada.
  11. Tampón B: 60% (v / v) CH3CN, 1% (v / v) CH3COOH en agua desionizada.

3. Pipeta Tip y columnas "StageTip '

  1. Preparar SAX punta columna apilando 6 capas de membrana Empore-anión en un common 0,2 ml punta de la pipeta. Haga dos columnas SAX-tip por muestra.
  2. Preparar 'StageTip' apilando 3 capas de Empore-C 18 en una punta de pipeta 0,2 ml. Hacer 6 consejos escenario para cada muestra.

4. Preparación de cortes de tejido para microdisección y Muestra de Lisis

  1. Cortar secciones con un microtomo (el espesor de las rebanadas depende de la muestra. Por lo general, la microdisección funciona bien con las rebanadas de 7-10 micras).
  2. Irradiar diapositivas de membrana (MembraneSlide 1.0 PEN) con luz UV durante 45 min.
  3. Monte las secciones en las diapositivas de membrana irradiar y seca a 37 ° C durante 2 horas.
  4. Desparafinar las secciones montadas por dos incubaciones sucesivas en xileno durante 2,5 min y 1,5 min. Rehidratan las secciones por las incubaciones consecutivas en etanol absoluto, etanol al 70%, y agua, cada uno durante 1 min.
  5. Teñir las secciones con hematoxilina de Mayer durante 20 segundos, enjuague con agua durante 1 minuto, y aire seco.
  6. Recoge los populati celularesen interés de usar el sistema de microdisección de captura por láser. Cuando se utiliza el instrumento PALMA (Zeiss) recoger las muestras en las tapas adhesivas (Adhesivo CAP 200).
  7. Pipetear una alícuota de la TLB sobre el material microdissected en la tapa. Cerrar el tubo y recoger la suspensión de una breve centrifugación. Lyse el tejido microdissected a 99 ° C en un bloque de calentamiento con agitación (600 rpm) durante 1 h. Utilice 3 l de tampón de 10 nl del tejido microdissected.
  8. Aclarar el extracto crudo por centrifugación a 16.000 xg a 18 º C durante 10 min. El lisado se puede almacenar congelado a -20 ° C.

5. Procesamiento de Muestras

  1. Mezclar hasta 50 l de lisado clarificado con 200 l de UA en las unidades de ultrafiltración (30k forense) y centrifugar a 14.000 x g hasta menos de 10 l de la solución se mantendrán en el filtro. Por lo general, este paso requiere de 10-15 minutos de centrifugación.
  2. Pipetear 200 l de UA a la unidad de ultrafiltracióny se centrifuga como en 5.1. Vacíe el tubo de recogida.
  3. Pipetear 50 l de solución de IAA y la mezcla a 600 rpm en un termo-mezclador durante 1 min y se centrifuga como en 5.1.
  4. Pipetear 100 l de UA a la unidad de ultrafiltración y se centrifuga como en 5.1. Repita este paso dos veces
  5. Pipetear 100 l de la DB a la unidad de ultrafiltración y centrifugar a 5.1. Repita este paso dos veces.
  6. Transfiera las unidades de filtración de nuevos tubos de recolección. Pipetear 40 l DB con endoproteinasa Lys-C (proteinasa a la proporción de proteína total de 1:100) y mezclar a 600 rpm en termo-mezclador durante 1 min. Incubar las unidades en una cámara húmeda a 37 ° C durante 18 horas.
  7. Centrifugar las unidades de filtro a 14.000 xg, como en 5.1.
  8. Pipetear 160 l de agua desionizada y centrifugar las unidades de filtro como en 5.1. El flujo a través combinado (5,7 y 5,8 pasos) contiene los péptidos liberados por endoproteinasa Lys C
  9. Transferir la unidad de ultrafiltración a un nuevo tubo de recogida. Añadir 40 lDB con tripsina (relación enzima a proteína de 1:100) y mezclar a 600 rpm en termo-mezclador durante 1 min. Incubar las unidades en una cámara húmeda a 37 ° C durante 4 horas. Repita los pasos 5.7 y 5.8 para recoger los péptidos trípticos.

6. La cuantificación de los péptidos

  1. La medición del contenido de péptido en los digestos de proteínas puede llevarse a cabo en tampón diluido debido a que los residuos de triptófano son bien accesibles para el disolvente.
  2. Pipetear 0,2 ml de ABB en la cubeta de cuarzo y registrar el espectro de emisión de 'blanco'.
  3. Preparar la curva de calibración y empleando 0,1 g pasos añadiendo 1 ml de alícuotas de TSS a la cubeta y mezcla suave con la ABB.
  4. Limpie la cubeta.
  5. Vierta la muestra y registrar el espectro (la muestra).
  6. Calcular la concentración de proteína y péptido
    Desde 0,1 g de triptófano corresponde a aproximadamente 9 g de proteína (sobre la base de la media 1,1% del contenido de triptófano en mezclas de proteínas obtenidas By lisar las células humanas) el contenido de proteína de la muestra o en el péptido contenido en el producto de digestión es igual a:
    Ecuación 1
    donde F (Estándar1) es la fluorescencia de 0,1 g estándar triptófano. El contenido de péptido permite el cálculo del rendimiento del procedimiento de digestión y proporciona información esencial para la siguiente fraccionamiento péptido y análisis de espectrometría de masas.

7. El fraccionamiento de los Lys-C y trípticos Péptidos

  1. Diluir las soluciones de péptidos obtenidos por las digestiones con Lys-C y tripsina con 0,2 ml de Brub pH 11 y pH 5, respectivamente.
  2. Instale la boquilla-columna SAX en la centrífuga tapa adaptador de tubo.
  3. Lava y se equilibra la columna de la punta-SAX sucesivamente con 0,1 ml de metanol, 0,1 ml de 1 M de NaOH, y 3 veces con 0,1 ml de Brub, pH 11 para la separación de Lys-C Peptides y con Brub, pH 5 para los péptidos trípticos. El flujo de las soluciones a través de la material de la columna se facilita por centrifugación a 4.000 x g.
  4. Lava y se equilibra los C 18 - 'StageTips' posteriormente con, 0,05 ml de metanol, y luego con 0,05 ml de tampón B y con 0,05 ml de tampón A. Preparar seis C - 18 'StageTips'; 4 para la separación de la Lys- péptidos C y dos para la separación de los péptidos trípticos.
  5. Ensamble Tip-columna SAX en el C 18 - 'StageTip'. Cargue las soluciones de muestra en el saxo Tip-columnas equilibradas y centrifugar las columnas a 5.000 xg durante 3 min.
  6. Equilibrar las columnas 'pipeta de punta "con 0,1 ml de la Brub, pH 11 o pH 5, respectivamente a la Lyc-C y las muestras trípticos. Facilitar el flujo por centrifugación a 5.000 x g.
  7. Traslado Tip-columna SAX al siguiente C 18 - 'StageTip'.
  8. Continuar de elución de los péptidos con Brub pH 6, 4, y 2 para la muestra Lys C y con BRUB pH 2 para la muestra con péptidos trípticos. Para cada etapa de elución utilizar un C separada 18 - 'StageTip'.
  9. Lávese las C 18 - 'StageTips' con 0,05 ml de tampón A.
  10. Eluir fracciones con 0,05 ml de Tampón B en viales utilizados directamente para la inyección de las muestras en el sistema LC ensambladas con un espectrómetro de masas.

Representative Results

El análisis proteómico de material FFPE requiere métodos robustos y reproducibles para la preparación de muestras. En esta publicación se demuestra un protocolo que permite el aislamiento eficaz de poblaciones de células a partir del material fijo y su procesamiento químico resultante en fracciones de péptidos de alta pureza que se pueden utilizar directamente para el análisis LC-MS/MS. El procedimiento consiste en cuatro partes distintas: (1) preparación de las secciones de las muestras FFPE y su microdisección, (2) la lisis de la muestra y el procesamiento de las proteínas usando enfoque MED FASP, y (3) cuantificación y (4) el fraccionamiento de los péptidos (Figura 1).

En el primer paso del procedimiento de las muestras FFPE se seccionaron con un microtomo y se montaron en portaobjetos cubiertos de membrana. Para aumentar la adhesión entre las secciones de tejido y la superficie de la membrana de diapositivas es necesario para irradiar la superficie de deslizamiento con la luz UV. Para ello se utiliza la luz de una lámpara UVintegrada en un banco de cultivo celular. Después de este paso los portaobjetos se sometieron a lavados permitiendo la eliminación de la parafina y la rehidratación de las muestras. El material rehidratado se tiñe con hematoxilina durante un corto tiempo. Esto resulta en una débil tinción de la muestra, pero es suficiente para que la visualización de las áreas de muestras para microdisección. El proceso de tinción tiene que ser parado rápidamente por lavado de los portaobjetos con un exceso de agua. Una tinción prolongada de los resultados de las muestras de los rendimientos de péptidos pobres.

En el siguiente paso las secciones secas se someten a microdisección. La selección de las áreas de tejido de células individuales depende del tipo de investigación y siempre requiere un conocimiento específico en la histología o patomorfología. El material láser liberado se recoge en las superficies adhesivas de los tubos de recogida de muestras. Dado que la capacidad de unión del material adhesivo se limita es necesario para transferir el material microdissected de la tapa a la tque el tubo después de la disección de cada 3-5 mm 2 de la muestra. Esto se puede hacer fácilmente mediante pipeteo de unos pocos microlitros de tampón de lisis de tejido (LTB) en la tapa y un corto giro del tubo en una centrífuga. Después de la muestra se recoge en la parte inferior del tubo, la microdisección y la recogida de muestras en la tapa se pueden continuar. Una vez que se recoge la muestra de los tubos tienen que ser, además, un tapón con Parafilm y se incubaron en un baño de agua a aproximadamente 99 ° C con agitación continua durante 1 hora. Dado que durante la incubación de agua se condensa en la tapa, cada 15 min los tubos tienen que ser poco centrifuga de nuevo para recoger el agua en el cono del tubo.

Para obtener péptidos los lisados ​​tisulares se procesan utilizando el enfoque FASP MED. En este método, las proteínas lisadas se agotan desde el detergente y otras sustancias de bajo peso molecular, carboamidomethylated en los residuos cisteinil, y luego digeridos consecutivamente con dos enzimas DIFFering en sus especificidades de escisión: endoproteinasa LysC y tripsina. Después de cada etapa de digestión de los péptidos se recogen en fracciones separadas. En esta parte de la preparación de la muestra es importante para seguir cada una de las etapas de centrifugación hasta más de 95% de la solución inicialmente cargado en la unidad de filtración pasado la membrana. El análisis de tejido colónico y su cáncer se observó que este procedimiento produce 3-6 mg de péptido por 100 nl (tejido 100 g o 10 mm 2 de una sección de 10 micras) del material microdissected (Tabla 1). Desde la proteína total extraíble a partir de tejidos es de aproximadamente 10% del peso del tejido los procedimientos de extracción y de digestión juntos dan como resultado un rendimiento de 30-60% en la relación con el tejido fresco original de. Estos valores reflejan la pérdida de la proteína durante la deshidratación y la tinción, microdisección, y la retención de la porción de la muestra sin digerir en las unidades de ultrafiltración. Debido a que la extracción y el procesamiento de ningúntejido FFPE N-microdissected resultó en un rendimiento de 75% 5 es probable que las pérdidas de muestra críticos se producen durante los pasos antes de MED-FASP-proteína-péptido-a la conversión. Una característica importante de las mezclas de péptidos obtenidos por este procedimiento es su alta pureza que facilita aún más el proceso de fraccionamiento péptido fraccionamiento y la identificación de espectrometría de masas. Esto ha sido demostrado recientemente por un análisis de muestras de adenoma colorrectal 3. En ese estudio sobre 40% de los eventos de MS / MS condujo a la identificación de péptidos a partir de tejido FFPE y resultó en la cartografía de hasta 17.000 péptidos por sola ejecución LC-MS/MS. Las tasas más altas de identificación sólo se han logrado en el análisis de las células congeladas in vitro en cultivo 3.

En las dos últimas partes de todo el procedimiento de los péptidos aislados se cuantifican y se fraccionó en microcolumnas pipeta de punta. Dado que las cantidades de péptido aislado del tejido microdissected son serbajo 10 mg que no pueden ser cuantificados mediante ensayos de proteínas basadas en colorantes de uso común. También los A 280 mediciones UV espectral en estas concentraciones no son útiles debido al efecto de dispersión de la luz. En contraste, las mediciones de fluorescencia de los residuos de triptófano ofrecen una forma fiable para la determinación del contenido de péptido.

Recientemente hemos demostrado que hasta 5000 las proteínas de las células cultivadas se pueden identificar en una "single shot" 4 análisis LC-MS/MS hr 7. Sin embargo, este tipo de análisis aplicado a los tejidos nativos rara vez permite la identificación de más de 3.000 mil proteínas. Para aumentar la profundidad del análisis de los péptidos generados en MED FASP tienen que ser pre-fraccionada antes de LC-MS/MS. La separación de micro-columna SAX basado es un método de fraccionamiento simple y eficiente 10. Ya se ha aplicado en varios estudios proteómicos incluidos los análisis de tejido fijo 5, 8, 9. El SAX-microcolu 'pipeta de punta'mns, y el C 18 - columnas de desalado 'StageTip' 9 son fáciles de preparar. Las columnas son ensamblados por el apilamiento de los tapones, cortados por el SAX o C 18 membranas, en una punta de pipeta de 11 l 200. Los ejemplos de los análisis de las muestras FFPE SAX-fraccionadas se muestran en la Tabla 1.

Figura 1
Figura 1. Descripción general del procedimiento. El procedimiento consiste en cuatro partes distintas: (1) preparación de las secciones de las muestras FFPE y su microdisección, (2) la lisis de la muestra y el procesamiento de las proteínas usando enfoque MED FASP, y (3) cuantificación y (4) el fraccionamiento de los péptidos.

Muestra Muestra de pre-fraccionamiento / digestión Espectrómetro de masas utilizado Ng rendimiento de péptido / muestra nL (± SD) Las identificaciones de proteínas únicos al sola muestra Referencia
• Adenonocarcinoma
• mucosa colónica normal
SAX / una enzima Orbitrap-Velos 36 ± 11 (n = 8)
30 ± 8 (n = 8)
5985 ± 54
5868 ± 110
8
• Adenoma del colon SAX / dos enzimas Q Exactive 56 ± 6,1 (n = 3) 9501 ± 28 3

Tabla 1. Resultados representativos de los análisis proteómicos del tejido microdissected FFPE.

Discussion

La capacidad para estudiar el material FFPE por la tecnología proteómica a una profundidad comparable con la secuenciación de ácidos nucleicos y técnicas de microarrays abre nuevas perspectivas en el descubrimiento de biomarcadores y blanco de la droga. El protocolo descrito permite la caracterización y la cuantificación de los proteomas de las poblaciones de células microdissected en una escala de 10.000 proteínas. Cuando se utiliza menos del material microdissected un conjuntos de datos más pequeños se pueden generar, pero tal vez en muchos casos también pueden proporcionar los datos clínicos valiosos. Por lo tanto, cualquiera de las muestras pueden ser analizadas directamente después del procedimiento-FASP MED o se pueden separar en fracciones menos. Desde procedimiento FASP es compatible con cualquier tipo de proteasa, otras enzimas o su combinación se pueden utilizar de digestiones de proteínas 6.

La calidad del material FFPE parece ser el problema más crítico del análisis. Hemos experimentado que el tejido fijado del mismo origen, pero procedentes de diferentesclínicas tes tenían propiedades diferentes. El uso de tejido de una fuente hemos sido capaces de generar péptidos en altos rendimientos, mientras que el material similar de otra clínica era casi inútil. Es probable que la fijación aplicado y procedimientos de incrustación, así como las condiciones de almacenamiento son los principales factores que afectan a las propiedades del material clínico 12. Por lo tanto, es aconsejable probar las propiedades de algunas muestras antes de iniciar un proyecto más amplio.

Muchas publicaciones informaron de la utilización del material de FFPE en el pasado. Sin embargo, el número de proteínas identificadas en estos estudios no superó nunca más de 1.000-2.000 proteínas 4. Teniendo en cuenta el tamaño de los proteomas específicos de células humanas que comprenden más de 10.000 proteínas, tales estudios fueron capaces sólo para proporcionar una imagen muy superficial, casi limitados a muy abundantes proteínas implicadas en funciones de mantenimiento. Nuestro protocolo permite el aislamiento eficiente del material clínico o biológico from conserva tejido y está optimizado para la lisis, el procesamiento de la proteína y péptido fraccionamiento previo. Como consecuencia de nuestra muestra de flujo de trabajo de preparación, cuando se acopla a la espectrometría de masas de alta gama, permite penetraciones en una casi completa proteomas. Notable, esto es posible a los requisitos de cantidad de muestra minutos.

La principal ventaja de utilizar los tejidos conservados es su amplia disponibilidad relativa. FFPE muestras archivadas durante muchos años y décadas, y, a veces considerados como inútiles, ahora, gracias a la tecnología proteómica, aparecen como material de gran valor para la investigación clínica. Mientras que muchas enfermedades se pueden estudiar usando fresco o congelado investigación de material de material FFPE parece ser particularmente importante para el estudio de enfermedades raras 12, fueron colección de un conjunto representativo de la muestra tarda generalmente un tiempo largo.

Disclosures

El autor no tiene nada que revelar.

Acknowledgments

El autor agradece al Dr. Matthias Mann por el apoyo continuo y la Sra. Katharina Zettl para demostrar el método.

Este trabajo fue apoyado por la Sociedad Max-Planck para el Avance de la Ciencia.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
MembraneSlide 1.0 PEN Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany 415190-9041-000
Adhesive Cap 200 opaque Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany 415190-9181-000
Mayer's hematoxylin solution Sigma-Aldrich St. Louis, MO MHS32
Forensic 30k Merck Millipore Darmstadt, Germany MRCF0R030 (Previously sold as Microcon YM-30)
Empore Anion Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN 2252
Empore C18 Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN 2215
Trypsin Promega 2014-06-27
Endoproteinase Lys-C Wako 129-02541

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Nagaraj, N., et al. Deep proteome and transcriptome mapping of a human cancer cell line. Molecular systems biology. 7, 548 (2011).
  2. Beck, M., et al. The quantitative proteome of a human cell line. Molecular systems biology. 7, 549 (2011).
  3. Wisniewski, J. R., Dus, K., Mann, M. Proteomic workflow for analysis of archival formalin-fixed and paraffin-embedded clinical samples to a depth of 10 000 proteins. Proteomics. Clin. Appl. 7, (3-4), 225-233 (2013).
  4. Magdeldin, S., Yamamoto, T. Toward deciphering proteomes of formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) tissues. Proteomics. 12, (7), 1045-1058 (2012).
  5. Ostasiewicz, P., et al. Proteome, phosphoproteome, and N-glycoproteome are quantitatively preserved in formalin-fixed paraffin-embedded tissue and analyzable by high-resolution mass spectrometry. J. Proteome Res. 9, (7), 3688-36700 (2010).
  6. Wisniewski, J. R., et al. Universal sample preparation method for proteome analysis. Nature. 6, (5), 359-362 (2009).
  7. Wisniewski, J. R., Ostasiewicz, P., Mann, M. High recovery FASP applied to the proteomic analysis of microdissected formalin fixed paraffin embedded cancer tissues retrieves known colon cancer markers. Journal of proteome research. 10, (7), 3040-3049 (2011).
  8. Wisniewski, J. R., et al. Extensive quantitative remodeling of the proteome between normal colon tissue and adenocarcinoma. Mol. Syst. Biol. 8, 611 (2012).
  9. Wisniewski, J. R., Mann, M. Consecutive proteolytic digestion in an enzyme reactor increases depth of proteomic and phosphoproteomic analysis. Anal. Chem. 84, (6), 2631-2637 (2012).
  10. Wisniewski, J. R., Zougman, A., Mann, M. Combination of FASP and StageTip-based fractionation allows in-depth analysis of the hippocampal membrane proteome. J. Proteome Res. 8, (12), 5674-5678 (2009).
  11. Rappsilber, J., Ishihama, Y., Mann, M. Stop and go extraction tips for matrix-assisted laser desorption/ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics. Anal. Chem. 75, (3), 663-670 (2003).
  12. Thompson, S. M., et al. Impact of pre-analytical factors on the proteomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded tissue. Proteomics Clin. Appl. (2012).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics