Gekalibreerde tang Model van Spinal Cord Injury Compression

* These authors contributed equally
Medicine
JoVE Journal
Medicine
AccessviaTrial
 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

McDonough, A., Monterrubio, A., Ariza, J., Martínez-Cerdeño, V. Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury. J. Vis. Exp. (98), e52318, doi:10.3791/52318 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Compressie letsels van de muis ruggenmerg waardevol diermodellen voor de studie van ruggenmergletsel (SCI) en spinale regeneratieve behandeling. De gekalibreerde forceps model compressie verwonding is een handig, goedkoop en zeer reproduceerbaar diermodel van SCI. We gebruikten een paar gewijzigde forceps volgens de werkwijze gepubliceerd door Plemel et al. (2008) lateraal comprimeren het ruggenmerg tot een afstand van 0,35 mm. In deze video, zullen we een dorsale laminectomie tonen het ruggenmerg, gevolgd door compressie van het ruggenmerg de gewijzigde forceps bloot. In de video, zullen we ook kwesties in verband met de zorg van een dwarslaesie proefdieren te pakken. Deze blessure model produceert muizen die een bijzondere waardevermindering in het gevoel, evenals verminderde achterbeen bewegingsapparaat functie vertonen. Bovendien is deze wijze van schade veroorzaakt consistente afwijkingen in de pathologie van de SCI, zoals bepaald met immunohistochemie. Na het bekijken van deze video, moeten kijkers in staat zijn om de noodzakelijke benodigdheden en methoden vast te stellen voor de productie van SCI verschillende ernst van de muis voor de studies over SCI en / of behandelingen ontworpen om bijzondere waardeverminderingen te beperken na een blessure.

Introduction

Diermodellen van SCI zijn waardevolle hulpmiddelen voor het beoordelen van de efficiëntie van therapeutische paradigma ontworpen om beschadiging als gevolg van trauma aan het ruggenmerg beperken. Uit experimenteel noodzaak, moeten deze modellen bieden reproduceerbare tekorten in motorische en sensorische gedrag, eventueel worden aangepast aan blessures van verschillende ernst te produceren, en aantonen dat letselernst correleert met de mate van neurologische uitval waargenomen. Er zijn drie belangrijke types van SCI met duidelijke kenmerken van letsel: doorsnijding, kneuzing, en compressie 1. In het kort, een doorsnijding letsel een scheur aan het ruggenmerg, een contusieletsel voort uit een kort focal kracht op het dorsale ruggenmerg, en een compressie schade ontstaat wanneer een schadelijke kracht wordt uitgeoefend op het ruggenmerg, en kunnen ook aangeduid als verbrijzelingsletsel 2.

Volledige doorsnijding verwondingen zijn klinisch zeldzaam bij de mens 3, terwijl kneuzing eend compressie blessures komen vaker voor. De compressie schade produceert een resultaat vergelijkbaar met wat wordt gevonden in menselijke SCI veroorzaakt door, bijvoorbeeld tumor compressie of andere schadelijke drukkrachten, en kan worden uitgevoerd met een eenvoudige reeks gereedschappen. Kneuzing en compressie letsels zijn vergelijkbaar in beide een drukkracht en beide hebben soortgelijke pathologische kenmerken, zoals cytoarchitectonic desorganisatie en roepen soortgelijke endogene op schadelijke 1,4. De contusieletsel model geldt gewoonlijk deze kracht aan de dorsale ruggenmerg met een speciale inrichting een wijze vergelijkbaar met menselijke gevallen van SCI gevolg van een impactie van de wervelkolom 2,5,6. Daarentegen kan compressie letsels worden gegenereerd door een verscheidenheid van werkwijzen uitoefenen van kracht dorsaal en lateraal. Methoden van een compressie letsel gekalibreerde tang 7, aneurysmaclips 2, of het plaatsen van een gewicht direct op het ruggenmerg 8. Een voordeel van deaneurysmaclips is dat zij in staat zijn verschillende hoeveelheden kracht 9 verschaffen. De werkwijze van het toevoegen van gewichten aan het dorsale oppervlak van het ruggenmerg direct 8 moet het gewicht in voor 10 min, drastisch vergroten van de lengte van de operatie en waardoor inconsistenties door plaatsing van het gewicht en beweging door de ademhaling van de dier. Vanwege de kleine afmetingen van muizen, situeren dieren in gespecialiseerde inrichtingen voor gebruik bij ratten, zoals impactoren voor contusie verwondingen kan moeilijk zijn of leiden tot inconsistente verwondingen 7. Echter, muizen zijn verkrijgbaar in diverse transgene stammen, in tegenstelling tot grotere dieren zoals ratten of konijnen die zijn zeer nuttig voor SCI onderzoek.

De Plemel Werkwijze met geijkte tang om het ruggenmerg samendrukken genereert een reproduceerbare SCI met een hoge mate van correlatie tussen de ernst van de verwonding en neurologische uitval 7. Deze chirurgische SCI model isgegenereerd met een paar No. 5 Dumont tang gemodificeerd uit elkaar worden gehouden op een bepaalde afstand door een metalen epoxy of een ander obstakel om volledige sluiting te voorkomen. Dit gemanipuleerde afstand zorgt ervoor dat de tang zal altijd bij een bepaalde breedte in meerdere operaties en door verschillende gebruikers. Het voordeel van de Plemel methode is dat het materiaal dat de gekalibreerde forceps produceren gemakkelijk worden gekocht en geassembleerd in het laboratorium zonder de noodzaak van gespecialiseerde apparatuur. Deze tang kan weerstaan ​​meerdere ronden van autoclaveren en sterilisatie, en het ontbreken van een afzonderlijke, omvangrijke inrichting stroomlijnt operaties.

In deze video tonen we het chirurgische gebruik van een paar gekalibreerde forceps op de muis ruggenmerg compressie verwonding genereren. We pakken ook uniek bezorgdheid in verband met de verzorging van ruggemerglaesie proefdieren aan hun kwaliteit van leven na de operatie te verbeteren en de mortaliteit.

Protocol

Alle procedures van dieren en dierlijke zorg methoden moeten worden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite van de instelling (IACUC).

1. Chirurgische Voorbereiding

  1. Verzamel alle noodzakelijke chirurgische instrumenten en reagentia: tang, vana schaar, roungeurs, oprolmechanisme, scalpels, scharen, hechtingen, huid nietjes, Q-tips, steriele zoutoplossing, chirurgische sponzen, en isofluraan. Bereiden en autoclaaf een compleet pak van chirurgische instrumenten voorafgaand aan de operatie. Als het uitvoeren van operaties op meer dan een muis, bereiden en autoclaaf één pakje gereedschappen per dier, of autoclaaf een pakje van chirurgische instrumenten en steriliseren met een gereedschap sterilisator tussen ingrepen. In het algemeen kan een pak gesteriliseerde instrumenten gebruikt worden op maximaal 5 muizen als een glaskraal instrument terilizer wordt gebruikt voor het reinigen instrumenten tussenin operaties (na 5 dieren moet het materiaal opnieuw worden gereinigd en gesteriliseerd voor gebruik). Neem contact op met uw lokale IACUC beheerder voor Institutispecifieke richtlijnen.
  2. Steriliseren het chirurgische veld met 70% isopropyl alcohol doekjes. Stel chirurgische afdekdoeken te zorgen voor een steriel veld tijdens chirurgie gehandhaafd.
  3. Weeg elke muis voor de operatie. Dien een dosis van 0,05 mg / kg lichaamsgewicht van buprenorfine, subcutaan.
  4. Verdoven het dier door toediening van isofluraan in een dosis van 4% in de inductie kamer van isofluraan machine.
  5. Zodra het dier wordt verdoofd toepassing zalf op de ogen om uitdroging te voorkomen, de dier op een verwarmingselement bij 37 ° C, en ervoor zorgen dat het hoofd van de muis juiste doel de anesthesie kegel. (Let op: Gebruik een warmtebron die geen brandwonden veroorzaken, dat wil zeggen, een circulerend water deken, warme kruik, of gelijkwaardig..) Op dit punt toe te dienen met een dosis van 2% isofluraan aan het dier.
  6. Scheer het dorsale oppervlak van de muis ongeveer 1 cm rond de beoogde incisie locatie.
  7. Ontsmet de incisie sITE door wassen met 70% isopropyl alcohol doekjes, daarna met een jodiumoplossing (10% povidon-jood, 1% beschikbaar jood). Herhaal dit 3 keer.

2. Dorsale Laminectomie

  1. Alvorens een incisie, ervoor te zorgen dat het dier goed is verdoofd door te controleren op reflexen met behulp van de teen of staart knijpen methode.
  2. Maak een insnijding langs de dorsale wervelkolom met scalpel en mes, en controleer vervolgens weer voor reflexen. Boog de rug goed visualiseren monumenten, zoals de grenzen tussen wervels.
  3. Snijd door de huid. Plaats oprolmechanisme voor de huid en fascia terug van het ruggenmerg te houden. Schakel het weefsel aan beide zijden van het ruggenmerg naar de spieren die de ruggengraat bloot.
    OPMERKING: De chirurg moet vertrouwd zijn met de anatomische oriëntatiepunten zijn. Bijvoorbeeld, de onderste hoek van de scapula correspondeert met T7. De top van de natuurlijke kromming van de wervelkolom van de muis is T12 en kunnen worden gebruikt als referentiepunt.
  4. Met pRoper verlichting, bepalen de ruimte tussen de wervels. Vind het achterste uiteinde van T10 en snijd spieren en fascia loodrecht op de tussenwervelschijf ruimte. Snij net genoeg om de processus spinosus en de postérieure lamina T10 bloot.
  5. Met behulp van een paar fijne getipt Dumont # 5 tang, verwijder een deel van het weefsel uit de lamina en doornuitsteeksels proces om een ​​kleine splinter van het ruggenmerg bloot. Indien nodig, weefsel tang om de wervelkolom te stabiliseren.
  6. Voer de laminectomie door één zijde van een paar kleine vana schaar langs de dorsolaterale zijde van de wervel en net onder de lamina.
    1. Maak kleine, zorgvuldige knipt door de laterale zijde van de wervel lamina te snijden. Zorg dat er geen druk wordt uitgeoefend op het ruggenmerg.
    2. Herhaal aan de andere kant.
    3. Pas lichte druk om te stoppen bloeden als nodig met een Q-tip of chirurgische spons, en zorg ervoor dat geen druk uit te oefenen op het ruggenmerg.
      OPMERKING: Bereid gel schuimondergedompeld in steriele zoutoplossing indien bloeden moet worden gecontroleerd.
    4. Nadat de insnijdingen zijn aangebracht, til de dorsale zijde van de wervel en weefselresten bijlagen voorzichtig verwijderen. Gebruik de juiste middelen om controle bloeden indien nodig.

3. compressie van het ruggenmerg

  1. Met roungeurs of laminectomie tang, zodat de zijkanten van het ruggenmerg vrij van wervelbot zodat de gekalibreerde forceps voor het comprimeren schade kan situeren aan weerszijden van het ruggenmerg. De armen van de tang moet kunnen in de epidurale ruimte op aangrenzende zijden van het ruggenmerg en de uiteinden van de tang worden geplaatst moeten kunnen de vloer van het wervelkanaal bereiken.
    1. Zorg ervoor dat de zichtbaarheid van het ruggenmerg is goed.
  2. Situeren gekalibreerde Dumont # 5 tang ongeveer in het midden van het blootgestelde deel van het ruggenmerg. Bedenk dat de armen van de krachtps moet binnen de epidurale ruimte worden geplaatst op aangrenzende zijden en de uiteinden van de vloer van het wervelkanaal moet aanraken om reproduceerbare blessures te genereren.
  3. Comprimeren zorgvuldig het ruggenmerg tot de afstandhouders te sluiten. Zijn plaats te houden voor 15 sec.
  4. Voorzichtig los van de drukkracht en verwijder de gekalibreerde tang uit het ruggenmerg. Steriele zoutoplossing worden gebruikt om homeostase weer voordat de wond wordt gesloten.

4. Wond Closing

  1. Zorgvuldig hechten de spierlaag over het ruggenmerg, en zorg ervoor dat niet te verstoren of druk uit op het ruggenmerg.
  2. Gebruik ofwel hechtingen of nietjes om de huid te sluiten over de wond.
  3. Bij gebruik van gas narcose, beginnen te taper / uitschakelen van de verdoving.
  4. Dien 0,1 ml Ringer-lactaat per 10 g lichaamsgewicht te houden voor uitdroging te helpen tijdens de operatie en na de operatie als het dier is lusteloos en het herstellen van de schade. De oplossing moet Warme zijnd tot lichaamstemperatuur voorafgaande aan injectie.
  5. Plaats de muis in een-beddengoed gratis kooi. De kooi moet liggen op een verwarmingselement (zoals in 1.1.5) op een wijze die het mogelijk maakt de helft van de kooi gebied op het pad, terwijl de andere helft rust op een RT teller, zodat de te muis klimaat opties als het eenmaal is ambulant. Let erop dat het "herstel kooi" is gelegen in een rustige omgeving. Nauwlettend het dier tot het bewustzijn, waarna de muis kan worden overgebracht naar een vaste kooi met beddengoed heeft herwonnen.

5. postoperatieve zorg

  1. Na de operatie, toedienen van een dosis van 0,05 mg / kg lichaamsgewicht subcutaan buprenorfine elke 12 uur gedurende de eerste 3 dagen na de operatie en vervolgens als nodig is om de symptomen van pijn beheren.
  2. Dien een dosis Ringer-lactaat (0,1 ml per 10 g lichaamsgewicht subcutaan) voor de eerste 3-5 dagen na de operatie. Geef deze dosis als / wanneer het eenimal begint te tekenen van uitdroging vertonen buiten deze eerste periode.
  3. Handmatig drukken de blaas van de dieren met behulp van de Crede manoeuvre tweemaal daags. Zachtjes palperen buik van het dier naar de blaas te lokaliseren en vervolgens toepassen zachte neerwaartse druk totdat de blaas leeg is.
    1. Als de blaas niet helemaal leeg is of de urine bloederig of bewolkt, toedienen van 50 mg / kg van het lichaamsgewicht van Baytril om het dier via interperitonale injectie voor 10 dagen.
  4. Monitor dieren op tekenen van autofagie, uitdroging en overmatig gewichtsverlies (meer dan 20% van het lichaamsgewicht). Als een dier ervaart een van deze symptomen neem dan onmiddellijk contact op met een dierenarts met betrekking tot de behandeling opties, of euthanaseren van de dieren op een humane manier volgende IACUC richtlijnen.
    1. Gezien het feit dat de mobiliteit kan worden beperkt direct na de operatie, nemen de nodige maatregelen om ervoor te zorgen dat de dieren toegang hebben tot voedsel en water. Voorverpakte natvoer, evenals eens hydrogel, kan beschikbaar worden gesteld aan de dieren in deze gevallen.

6. Evalueer Tissue Schade veroorzaakt door compressie Injury

  1. Verdoven dier zoals beschreven in stap 1.4 en 1.5. Controleer de diepte van de anesthesie door teen knijpen en bewaken van het hoornvlies blink reflexen. Wanneer het dier is ongevoelig voor prikkels, ga verder met stap 6.2.
  2. Voer een intracardiale perfusie 10.
    1. Expose de borstholte en steek een naald in de linker hartkamer. Spoel bestaande vloeistoffen met 20-30 ml ijskoude fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS), gevolgd door 15-25 ml ijskoude 4% paraformaldehyde (PFA).
  3. Verwijder het ruggenmerg.
    1. Snijd de huid dorsaal het ruggenmerg en opruimen overtollige weefsel rondom de lengte van de wervelkolom.
    2. Accijnzen wervelkolom en weggesneden eventuele resterende weefsel. Het daadwerkelijke niveau van de laminectomie en injury kan worden bevestigd door het tellen van ribben.
    3. Gebruik vanna schaar en forceps kleine gedeelten van de wervelkolom verplaatsen in een caudaal naar rostraal richting. Blijven snijden tot het koord genoeg om veilig te verwijderen zodat wordt blootgesteld. Visualisatie van de snij locatie en proces kan worden vergemakkelijkt door het gebruik van een stereoscoop.
  4. Plaats ruggenmergweefsel in 4% PFA. Laat weefsel post-fix in deze oplossing gedurende 24 uur bij 4 ° C.
  5. Cryoprotect weefsel door incubatie in 30% sucrose gedurende 24 uur bij 4 ° C.
  6. Insluiten weefsel in oktober Kortom, neem weefsel uit de 30% sucrose incubatie en verwijder de overtollige oplossing. Plaats het weefsel in een cryomold vol oktober en incubeer gedurende 1 uur bij 4 ° C.
    1. Verwijder de mal van 4 ° C, bevestigen directionele oriëntatie van het weefsel zet de vorm in een ondiepe schaal van 2-methylbutaan (voorgekoeld 1 uur op droog ijs) en laat oktober volledig stollen. Houd op droog ijs als direct of sto behulpopnieuw bij -80 ° C.
  7. Snijd het weefsel in 20 urn sagittale secties met behulp van een cryostaat. Mount weefsel direct op dia's. Bewaren bij -20 ° C tot gebruik.
  8. Voeren Hematoxyline en eosine (H & E) vlek.
    1. Kort hydrateren het weefsel (5 min, 2 maal), kleuring met hematoxyline (2,5 min), en was met water (1 min, 2 maal).
    2. Incubeer weefsel in 50% en 70% ethanol (3 min elk), vlek met Eosine (45 sec), en dehydrateren door incubatie in 90% (5 sec), 95% (5 sec) 100% ethanol (2 min) en isopropanol (2 min).
    3. Duidelijk met xyleen (5 min, 3 keer).
      OPMERKING: H & E kleuring zal variëren met bepaalde dikte en voorwaarden weefsel. Daarom is standaardisatie nodig voordat u verder gaat met experimentele weefsels monsters.
  9. Bedek weefsel met een dunne strook van Permount (~ 100 micrometer) en dekglaasje. Druk naar beneden aan alle kanten van dekglaasje om een ​​goede verdeling van de vloeistof te waarborgen. Laat dia's drogen O / N.
  10. Visualize coupes met behulp van een digitale microscoop en foto's maken met behulp van de bijgeleverde software.

Representative Results

We voerden een laminectomie op 12 muizen (25-30 gram) zoals hierboven beschreven, gevolgd door ruggenmerg compressies 0.25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) en 0,55 mm (n = 4). We geofferde dieren drie (n = 6) en zeven (n = 6) dagen na beschadiging door intracardiale perfusie. Het ruggenmerg werd uit de wervelkolom en het weefsel werd bereid en verwerkt zoals hierboven beschreven. Afbeeldingen van hele ruggenmerg zijn gemaakt met een Leica EZ4 digitale microscoop en bijbehorende software. Beelden van het ruggenmerg secties werden genomen bij 2X vergroting met behulp van een Olympus digitale microscoop en bijbehorende software.

We vonden dat ruggenmergcompressie produceert een verwonding met het epicentrum op de plaats van de compressie (figuur 1). De effecten van de schade uit te breiden enkele millimeters in de rostrale en caudale richtingen. De ernst van het letsel vergroot de afstand tussen de afstandhouders daalde (0,25 mm> 0.35 mm>0.55 mm, Figuur 2). Drie dagen na de compressie er was bloed in het epicentrum van de schade en de omliggende regio's die niet aanwezig was 7 dagen na het letsel. De 0,25 mm en 0,35 mm compressies produceerde een holte, maar niet de 0,55 mm model. Na 7 dagen, de dorsale en ventrale witte stof grotendeels in omvang afgenomen in het epicentrum, werd de grijze organisatie kwestie zeer vervormd, en cavitatie was volhardend. Deze cytoarchitectonical veranderingen worden vertaald in motorische en sensorische veranderingen in het gedrag van dieren geëvalueerd met geschikte tests zoals de Basso Muis Schaal voor Locomotorische functie en de von Frey haren en ethylchloride tests voor sensibiliteit We demonstreren in eerdere publicaties 8.

Figuur 1
Figuur 1. Representatieve beelden van de intacte ruggenmerg voor en after letsel. (A) Intact ruggenmerg. (B) van het ruggenmerg na 0.35 mm compressie. Pijlen geven de grens van de schade. Asterisk identificeert epicentrum van letsel. D = Dorsale, L = Lateral. Schaalbalk:. 0.50 mm Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2. Vertegenwoordiger beelden van de muis ruggenmerg voor en na compressie letsel op verschillende compressie breedtes. (A) sagittale doorsnede controle ruggenmerg. (B) coronale sectie bij epicentrum van een 0,35 mm SCI 7 dagen na compressie verwonding (dpi). (C, E, G) Sagittale secties van ruggenmerg 3 dpi tot een breedte van 0,25 , 0,35 of 0,55 mm. (D, F, H) Sagittale secties van H & E gekleurde ruggenmergs 7 dpi tot een breedte van 0,25, 0,35 of 0,55 mm. Asterisk identificeert epicentrum van letsel. Alle secties gekleurd met H & E. D = Dorsale, L = Lateral. Schaalbalk:. 1.25 mm Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Discussion

De keuze van een SCI model belang in het ontwerpen experimenten om de werkzaamheid van behandelingen voor menselijke gevallen van SCI bepalen. Dergelijke experimenten vereisen een diermodel dat zeer reproduceerbaar variabiliteit kan leiden overtuigend gegevens te beperken. Zij moeten ook klinisch relevant zijn voor de menselijke conditie ze zijn modelleren nauwkeurig evalueren. Daartoe kiezen een samendrukkende of contusive letsel gedurende een doorsnijding is klinisch relevant 3. Echter, impactoren en gewicht druppel apparaten voor contusie verwondingen vereisen het gebruik van dure en ingewikkelde machines. In tegenstelling, de gekalibreerde forceps model van SCI maakt gebruik gemodificeerde forceps die gemakkelijk te assembleren van zachte laboratorium materialen, en de operatie vereist slechts één extra stap na een standaard dorsale laminectomie het ruggenmerg bloot. Echter, een nadeel van deze methode is dat de drukkracht steeds zijdelings plaats dorsaal wordt toegepast, zoalswordt het vaakst gezien in de menselijke klinische gevallen van SCI 9, en druksterkte verwondingen gegenereerd met behulp van de methode van invloed op een grotere rostrale-caudale deel van het weefsel dan kneuzing modellen 1,2. Dit model werd aangetoond door de initiators van de techniek, en wij, reproduceerbare SCI 7,11 genereren, en is geschikt om de grootte van muizen. Bovendien is dit traumamodel maakt dieren worden na de operatie en therapeutische behandelingen met een veelheid van gedragstesten, zoals Basso Muis Schaal voor de voortbeweging en het von Frey haren test om te controleren of een cohort van dieren dezelfde letselernst en neurologische tekorten 7,11-13. Dezelfde technieken kunnen ook worden gebruikt om de effectiviteit van behandeling bij onderzoekende studies toegediend aan dieren evalueren voldoen aan de algemene criteria voor gebruikte diermodellen therapieën evalueren SCI 2,7.

De methode om de gekalibreerde pincets voor de schade model is eenvoudig en kan worden bereikt met een verscheidenheid van verschillende methoden. Wij hebben de afstandhouder 11 methode, zoals gepubliceerd door Plemel 7 en ook gemodificeerd forceps met een kleine schroef, die niet alleen een eenvoudiger methode om de compressie-inrichting, maar zorgt ook voor veelzijdigheid in het instellen van de laatste drukproef breedte van voordeel voor vergelijkende studies. Het aantal opties in het creëren van de tang is vrijwel onbeperkt zolang de afstandhouder (s) een stabiele middel altijd sluiten van de tang dezelfde afstand en kan autoclaaf en sterilisatie te weerstaan. De chirurgische methoden op deze video beschreven zijn zeer reproduceerbaar over gebruikers, maar het is noodzakelijk dat voorzichtigheid geboden bij het uitvoeren van de laminectomie en hechten van het dier nadat de procedure is uitgevoerd, zodat het ruggenmerg geen extra samendrukkende krachten die kunnen verhogen lijden de ernst van het letsel en beschamen toekomstige experimenten. Met de juiste opleiding en praktijk, het gekalibreerde tang model van compressie letsel is zeer geschikt voor het uitvoeren van SCI in muizen die klinische gevallen waargenomen bij mensen 2,3,7 na te bootsen. Vanwege het gemak waarmee forceps, produceren muizen van verschillende graden van letselernst gemakkelijk kan worden gedaan. Dit zal van groot nut zijn voor het observeren van de genetische effecten op SCI van verschillende graden van ernst in transgene muizen, alsmede een evaluatie van de werkzaamheid van stamceltransplantaties bij muizen. De meeste studies in de literatuur zijn uitgevoerd op ratten vanwege hun grootte, die in het algemeen maakt operaties makkelijker uit te voeren. Echter de methode gepubliceerd door Plemel et al. 7 en beschreven door ons deze video moet stellen SCI worden uitgevoerd op muizen met groot gemak en reproduceerbaarheid.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Isoflurane machine Smiths Medical PM, Inc VCT302
Isoflurane Phoenix Pharmaceutical NDC: 66794-013-25
Dissecting Scope Seiler Precision Microscopes SSI 202/402
Germinator-500 (tool sterilizer) Thomas Scientific 3885A20
Puralube (eye ointment) Dechra NDC 17033-211-38
Scalpel handle (#3) Fine Science Tools 10003-12
Scalpel blade (#11) Fisher Scientific  08-914B
Retractor (Colibri) Fine Science Tools 17000-03
Friedman Pearson roungeur Fine Science Tools 16021-14
Vanna (Castroviejo) scissors Roboz RS-5658
Tissue forceps Fine Science Tools 11029-14
Laminectomy forceps (Dumont #2) Fine Science Tools 11223-20
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11252-20
Stapler Fine Science Tools 12031-07
Staples (wound clips) Reflex7 203-1000
Sutures Henry Schein 101-2636
Needles (30 G x ½) BD Biomedical 305106
Syringe (1 ml) BD Biomedical 309659
Baytril (enrofloxacin) Bayer NADA 140-913
Buprenex (buprenorphine) Cardinal Health NDC 12496-0757-1

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. Endogenous proliferation after SCI in animal models. Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).
  2. Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery. ILAR J. 48, (4), 385-395 (2007).
  3. Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination. Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).
  4. Beattie, M. S., et al. Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat. Exp Neurol. 148, (2), 453-463 (1997).
  5. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. Experimental Neurology. 139, (2), 244-256 (1996).
  6. Krishna, V., et al. A contusion model of severe SCI in rats. J Vis Exp. 78, (2013).
  7. Plemel, J. R., et al. A graded forceps crush SCI model in mice. J Neurotrauma. 25, (4), 350-370 (2008).
  8. Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats. J Neurocytol. 34, (6), 459-469 (2005).
  9. Namiki, J., Tator, C. H. Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58, (5), 489-498 (1999).
  10. Teletin, M., et al. Histopathology in Mouse Metabolic Investigations. Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).
  11. McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes. Neuroscience. 254, 1-17 (2013).
  12. Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains. J Neurotrauma. 23, (5), 635-659 (2006).
  13. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53, (1), 55-63 (1994).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.

    Usage Statistics