Hæmodynamisk Karakterisering af gnavermodeller af pulmonal arteriel hypertension

JoVE Journal
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension. J. Vis. Exp. (110), e53335, doi:10.3791/53335 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Pulmonal arteriel hypertension (PAH) er en sygdom af den pulmonale vaskulatur associeret med inflammatorisk celleinfiltration, muskel proliferation glat og endotelcelle apoptose. Disse ændringer resulterer i udslettelse af pulmonale arterioler, der efterfølges af højre ventrikel (RV) dysfunktion og hjertesvigt. For at forstå patofysiologien bag PAH og RV fiasko i PAH, har en række forskellige modeller, herunder genetiske og farmakologiske modeller, for at studere denne sygdom blevet udviklet (revideret andetsteds 1,2).

Af disse modeller, de mest populære er hypoxi-induceret (Hx) PAH i musen og monocrotaline (MCT) og SU5416-hypoxi (SuHx) modeller i rotten. I muse Hx model musene udsat for 4 ugers hypoxi (enten normobar eller lavtryksforhold, svarende til en højde på 18.000 fod med en FiO2 på 0,10), med den resulterende udvikling af medial proliferation, forøget RV systOlic pres og udvikling af RV hypertrofi 3. MCT ved en enkelt dosis på 60 mg / kg resulterer i skade på pulmonale endotelceller via en uklar mekanisme, der derefter resulterer i udviklingen af PAH 4. SU5416 er en inhibitor af de vaskulære endotelvækstfaktor receptorer (VEGFR) 1 og 2 blokker, og behandling med en enkelt subkutan injektion af 60 mg / kg efterfulgt af udsættelse for kronisk hypoxi i 3 uger resulterer i permanent pulmonal hypertension med lignende patologiske forandringer den, der ses i den humane sygdom, med dannelsen af obliterativ vaskulære læsioner 5. I de seneste år har flere transgene musemodeller for pulmonal hypertension blevet udviklet. Disse omfatter knockout og mutationer af knoglemorfogenetisk protein receptor 2 (BMPR2), som BMPR2 genmutationer findes i både familiære og idiopatiske former af PAH, hæm oxygenase-1 knockout og IL-6-overekspression (revideret andetsteds 1,2).

Disse forskellige gnaver modeller af PH har forskellige niveauer af pulmonal hypertension, RV hypertrofi og RV fiasko. Mens hypoxi og forskellige transgene musemodeller resultere i langt mildere PAH end den enten rotte model 1, det tillader afprøvning af forskellige genetiske mutationer og deres tilknyttede molekylære signalveje. MCT-modellen medfører alvorlig PAH, selvom MCT synes at være giftige for endotelceller i flere væv 4. Den SuHx model er kendetegnet ved vaskulære forandringer mere ligner den, der ses ved idiopatisk PAH i mennesker, selvom kræver både farmakologisk manipulation og hypoxi eksponering. Øvrigt i alle disse modeller, kan der være en afbrydelse mellem de histopatologiske ændringer, pulmonale tryk og RV funktion er forbundet med udviklingen af ​​PAH. Dette er i modsætning til den humane sygdom, hvor der som regel en forholdsmæssig forhold mellem histopatologiske ændringer, sværhedsgraden af ​​pulmonAry hypertension og graden af ​​RV svigt. Således er en omfattende karakterisering af disse gnavere modeller af PH påkrævet, og ved vurderingen af ​​RV funktion (typisk ved ekkokardiografi), hæmodynamik (ved hjertekateterisation) og histopatologi af hjertet og lungerne (fra væv høst).

I denne protokol, beskriver vi de grundlæggende teknikker, der anvendes til hæmodynamisk karakterisering af PAH-modeller i rotter og mus. Disse generelle teknikker kan anvendes på enhver undersøgelse af den højre ventrikel og pulmonal vaskulatur og er ikke begrænset til modeller af PAH. Visualisere RV ved ekkokardiografi er relativt ligetil i rotter, men er mere udfordrende i mus på grund af deres størrelse og komplekse geometri af RV. Desuden er nogle surrogater, der anvendes til at kvantificere RV funktion, såsom TAPSE, pulmonal (PA) accelerationstid og PA Doppler bølgeform udhugning, ikke godt valideret i mennesker og korrelerer kun svagt med vurdering af pulmonary hypertension og RV funktion ved invasive hæmodynamik. Bestemmelse af RV hæmodynamik gøres bedst med en lukket kiste, for at opretholde virkningerne af en negativ intrathoracic tryk med inspiration, selvom åben bryst kateterisation med en impedans kateter tillader bestemmelse af tryk-volumen (PV) loops og en mere detaljeret hæmodynamisk karakterisering . Som med enhver procedure, udvikle erfaringer med de procedurer er afgørende for eksperimentel succes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle beskrevne procedurer følger retningslinjerne for dyr pleje af Duke University School of Medicine.

1. Forud for Start Procedure

Bemærk: Før nogen dyreforsøg, at der er opnået passende institutionel tilladelse. Som med alle procedurer, brug passende smertestillende medicin for at sikre, at der ikke er dyr, der lider.

  1. Skyl katetere med hepariniseret sterilt saltvand (100 U / ml) for at sikre åbenheden. Mark et punkt fra spidsen af ​​kateteret, der svarer til længden fra hjertet til midten af ​​halsen (ca. 4 cm for rotter og 2 cm for mus).
  2. Anesthetize mus eller rotte. Valg af anæstetikum omfatter isofluran (induktion 3-4%, vedligeholdelse 1,5% blandet med 100% oxygen), ketamin / xylazin (80-120 / 10 mg / kg) og pentobarbital (40-80 mg / kg) 6.
    1. For eksempel med ketamin: xylazin (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP til mus og 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP til rotter), en enkelt dosis varer i 20-50 minutter af anæstesi. Til ekkokardiografi, bedøver mus eller rotte med isofluran (3-4% til induktion og 1,5% vedligeholdelse). Vurdere bedøvelse dybde ved at knibe gnaver i det kirurgiske område for at bekræfte, at tilbagetrækning reflekser er fraværende. Brug veterinær salve på øjnene for at forhindre tørhed, mens under anæstesi.
      Bemærk: Forskellige anæstesimidler kan bruges til at opnå pålidelige resultater med korrekt anvendelse og optimering (revideret andetsteds 6). Vores præference for kateterisation er at bruge ketamin: xylazin. Overdosering med ketamin / xylazin kan dybt nedsætte hjertefrekvensen og hjertefunktion, så er det afgørende at opretholde en ordentlig temperatur og respiratorisk kontrol. For at opretholde hjertefrekvens (> 400 / min) i mus, vi rutinemæssigt udfører bilateral vagotomi. Mængden af ​​ketamin / xylazin her varer typisk 20-30 min, hvilket er tilstrækkeligt til at udføre enten åbne-eller lukkede brystet hjerte kateterisation efterfulgt afaflivning af dyret.
  3. Forbered rotte / mus for den kirurgiske procedure (figur 1).
    1. Barbere pelsen fra brystet (for at tillade ekkokardiografi) og fra det kirurgiske område, i den rigtige hals.
    2. Skrub de barberede kirurgiske regioner med en cirkulær sweep fra midten og udad ved hjælp betadine, efterfulgt af udrensning med en 70% alkohol vatpind.
    3. Sende dyret på en kirurgisk platform med en varmepude nedenunder. Indstille varmen til at opretholde en legemstemperatur på 37 til 37,5 ° C. Overvåg kropstemperaturen med en rektal sonde. Hypotermi kan resultere i signifikant bradykardi og hypertermi resulterer i signifikant takykardi.

2. Ekkokardiografi

Bemærk: En fuldstændig beskrivelse af gnaver ekkokardiografi er beskrevet andetsteds 7. For musen, før anæstesi, billeder kan fås på vågen, manuelt behersket dyr. For rotten,anæstesi før ekkokardiografi foretrækkes som rotter er for store til at blive manuelt fastholdes mens vågen).

  1. Parasternal Lang Axis (PLAX) View.
    1. Placer dyret i liggende stilling på platformen eller begrænse den manuelt.
    2. Vælg B-tilstand til at projicere et 2D levende billede.
    3. Juster ultralyd transducer med en frekvens på 40 MHz til mus eller 25 MHz for Rats til venstre parasternal linje, og derefter dreje transduceren mod uret 30 ° med sonden indikator peger i den caudale retning (05:00 til 11:00 line position) . Vinkel transduceren lidt (rocking langs den korte akse af transduceren i samme tomografiske plan) for at opnå en fuld LV kammer visning i midten af ​​skærmen.
    4. Find og se disse anatomiske strukturer (figur 2A): lumen af den venstre ventrikel (LV); Interventrikulært septum (IVS); lumen i højre ventrikel (RV); Opstigende aorta (AO); og Venstre atrium (LA).
    5. <li> Skift til M-type, når disse ovenstående strukturer er tydeligt visualiseres. Placer indikatoren linje gennem den bredeste del af LV lumen ved hjælp AO som referencepunkt og også gøre det fokus dybde ligger i centrum af LV Afdeling (figur 2B). Lav lignende målinger af RV ved at ændre vinkling af transduceren og opnå tilstanden målinger M.
    6. Brug cine butik for at oprette en video loop til at registrere data til offline måling (LV kammer dimension, FS og LV vægtykkelse).
    7. Anskaf en doppler sporing af aorta udstrømning i PW Doppler-tilstand ved at placere markøren PW i aorta og optagelse (Figur 2C).
  2. Parasternal Short-aksen View (PSAX) på aorta niveau.
    1. Skift til B Mode.
    2. Rotere transduceren 90 ° med uret fra parasternal lange akse for at opnå den parasternal korte akse visning (figur 3). Flyt og vinkel transduceren mod kraniet til identify den tværsnitsbillede aortaklappen.
    3. Identificer den højre ventrikulære udstrømning tarmkanalen (RVOT) som en halvmåne-formet struktur lokaliseret til det øverste højre mod aorta, fortsatte med pulmonal ventil foldere og lungepulsåren.
    4. Hold konstant på den samme position manuelt. Skift til PW Doppler Mode.
      Bemærk: En station platform til at holde gnaver og sonde kan anvendes til at minimere bevægelse og variation i transduceren position.
    5. Anbring prøven volumen proximalt til niveauet for pulmonal ventil i centrum af den højre ventrikels udløbsdel og derefter placere markøren parallel med retningen af blodstrømmen gennem karret (figur 3B).
      Bemærk: Det er vigtigt at justere prøveudtagning vinkel med retningen af ​​blodstrømmen eller bruge ultralyd software til at korrigere for en ændring i vinklen. Uden korrektion, den maksimale vinkel til fartøjet er 30 °, hvilket svarer til ~ 15% undervurdering af hastigheden.
    6. Adjust skalaen (hastigheden af blodstrømmen) efter behov for at opnå en "god" Doppler kuvert, som har hvide kanter og en mørk hul indeni indikerer laminar blodgennemstrømning (figur 3C). Optag Doppler sporing.
      Bemærk: En "dårlige" Doppler kuvert ikke rumme tilstrækkelige hvide kanter og en mørk hule.
    7. Hvis kateterisering ikke udføres på dette tidspunkt, tillader gnaver at inddrive, hvis der blev anvendt anæstesi. Forlad ikke gnaver uden opsyn, indtil det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde brystleje og ikke returnere den til selskab med andre dyr, indtil den er fuldt tilbagebetalt. Hvis kateterisation er udført, skal du fortsætte til afsnit 3.

3. Højreklik Heart kateterisation

  1. Lukket-bryst tilgang for RV trykmåling
    1. Opsætning:
      1. Slut tryktransducer til input kanal 1. I softwaren indstillet kanal 1 for tryk og kanaliel 2 for hjertefrekvens.
      2. For at konvertere enheder mmHg, optage baseline spor, udføre et tryk kalibrering manuelt ved hjælp af et manometer (hvis du bruger en blodtryk transducer og PE-rør). Udfør derefter enheder konvertering under kanal 1.
      3. For at indstille puls, slukke for input på kanal 2. Vælg cykliske målinger under kanal 2 og vælg kanal 1 for kilde og sats for måling.
    2. Placer musen / rotte under en dissektion mikroskop med fokus i dybden og en forstørrelse på 5x.
    3. Incise huden fra underkæben til brystbenet (figur 1). Placer et par retraktorer til hver side af snittet til fuldt ud afsløre den cervikale område.
    4. Stumpt dissekere at adskille spytkirtlerne at eksponere den højre eksterne halsvene med fint stump spids pincet (figur 4A, B).
    5. isolere omhyggeligt højre eksterne halsvene fra det omgivende bindevæv.
    6. <li> Placer to stykker silke sutur (4-0 for rotter, 6-0 for mus) under højre ydre halsvene, liger venen distalt (så tæt på underkæben som muligt), og derefter binde en løs knude proksimalt ( figur 4C).
    7. Brug iris saks til at lave en lille "nick" (cut) proksimalt til den distale bundet knude.
    8. Hold kateteret med en pincet og indsætte kateteret ind i snittet af venen, og stram derefter proksimale knude.
      Bemærk: Vi bruger normalt polyethylen (PE) -10 rør (~ 2 Fr størrelse) for mus og PE-50 (~ 3 Fr størrelse) for rotter, som er forbundet med den regelmæssige tryktransducer gennem en 31 G eller 21 G nål og kalibreret. Afmærk kateter med en markør i en længde omtrent svarer til anbringelse af spidsen i den højre ventrikel. Som et alternativ til PE rør, kan en mikromanometer kateter anvendes. Forsigtigt trække den distale knude kan hjælpe med at introducere kateteret.
    9. Skub forsigtigt kateter i højre hjerte og monitordybden af ​​fremskridt henhold til markøren. Overvåge trykket spor i softwaren for at verificere kateteret placering og identificere RV tryk (figur 5).
    10. Hold kateteret immobile og indsamle data (toggle dataregistrering ved siden af ​​knappen Start) i 2 min.
    11. Fortsæt til prøve samling (afsnit 4).
  2. Open-bryst Approach for RV PV Loop Analysis.
    Bemærk: kan ikke udføres PV sløjfe analyse af den højre ventrikel med en lukket bryst tilgang på grund af stivheden af ​​konduktansen kateter, som ikke passerer fra SVC til RA. Kommercielt tilgængelige konduktans katetre er beregnet til LV PV sløjfe analyse.
    1. I softwaren indstillet Kanal 1 for ledningsevne; Kanal 2 for tryk; og Channel 3 for hjertefrekvens.
    2. Intubere rotterne med en 16 G Teflon rør og tilslut slangen til en mekanisk ventilator. Beregn og indstille ventilationsparametrene for mus eller rotter ved hjælp af opfølgninging formler 6: respirationsvolumen (V t, ml) = 6,2 x M 1,01 (M = animalsk masse, kg); respiration sats (RR, min -1) = 53,5 x M -0,26 (figur 6A).
    3. Spred 70% alkohol på pelsen at mindske spredningen af ​​pels på det kirurgiske område.
    4. Lave et snit under xyphoid proces og bilateralt dissekere huden med en saks mod flanken.
    5. Skær gennem bugvæggen og åbne bughulen ved bilateral dissektion langs mellemgulvet.
    6. Åbne membranen for at blotlægge spidsen af hjertet og bilateralt skåret brystkassen (figur 6A). Forhindre fordampning og væv tørring ved at sprøjte saltvand ind i thorax og peritoneale hulrum med en sprøjte.
      Bemærk: Vi bruger normalt en dissektion saks til at åbne bughulen og brystkassen. Blødning er normalt ikke signifikant, men hvis der er blødning, kan elektrokauterisation anvendes.
    7. Omhyggeligt isolere the inferior vena cava (IVC) fra det omgivende bindevæv.
    8. Læg et stykke silke sutur (4-0 for rotter, 6-0 for mus) omkring IVC, og derefter binde en løs knude (eller tråd suturen gennem en 16 G Teflon rør) (figur 6B).
    9. Punktere apikale RV fri væg med en 27-30 gauge nål parallelt med RV fri væg og fjern nålen. Pas på ikke at skubbe nålen i mere end 4 mm.
      Bemærk: Alternativt kan et lille stykke af PE-60 rør bruges til at guide punktering af ledningsevne kateter ind i RV spids.
    10. Sæt konduktans kateterspidsen gennem stiksår på den apikale RV frie væg, indtil alle elektroder er inde i ventriklen (figur 6C).
    11. Overvåg trykket volumen loop i softwaren og derefter justere placeringen af kateteret til at opnå konsekvent formede sløjfer, der ikke demonstrerer signifikant respiratorisk variation (Figur 7B, C).
    12. Optagebaseline PV loops (toggle dataregistrering ved siden af ​​knappen Start) i mindst 10 sek for at opnå en række PV loops.
    13. Træk sutur placeret rundt om IVC til at ændre forbelastninger og registrere PV loops. Analysere data off-line og udlede forskellige parametre i RV systolisk funktion (fig 7D). Denne analyse er tidligere 8 blevet beskrevet.
      Bemærk: IVC kan alternativt okkluderet af pincet. Overvåg RV pres spor for at bekræfte reduktion af forspænding.
    14. Udfør saltvand og kuvettetest kalibreringer som tidligere beskrevet til at tillade en konvertering fra konduktans enheder til volumenenheder 6.
    15. Efter registrering af data, forsigtigt trække kateteret ud og placer spidsen af ​​kateteret straks ind i et vandbad med saltvand. Efter efterbehandling, rense kateteret pr producentens anvisninger.

4. Indsamling af hjerte og lunger Prøver

Bemærk: Da procedurerne her enre beskrevet som terminal, skal dyret aflives efter enten lukket eller åben kiste højre hjerte kateterisation.

  1. Aflive musene ved at åbne brystkassen (bilateral torakotomi) hvis der blev anvendt et lukket kiste tilgang, exanguination, eller ved at slukke for respiratoren efter bedøvelsesmiddel overdosis.
    Bemærk: Cervikal dislokation kan ikke anbefales.
  2. For at udføre inflationen perfusion i lungerne, tilslut slangen inflation på en ringstand indstillet til at puste lungerne med et tryk på 20 CMH 2 O (men ikke åbne ventilen endnu at puste lungerne).
  3. Ligeud dissekere luftrøret fra omgivende muskel og bindevæv.
  4. Læg et stykke silke sutur (4-0 for rotter, 6-0 for mus) omkring luftrøret, og derefter binde en løs knude.
  5. Forsigtigt strække luftrøret ved at trykke på hovedet og lave et snit (70% af omkreds) tæt på underkæben.
  6. Hold den blide stræk og indsæt trachealkanylen (20 G for mus eller 16 G for rotter).Fastgør kanylen ved hjælp af sutur. Slut kanylen på inflation slange og binde sutur rundt kanylen for at forhindre tilbagestrømning af fikseringsmidler.
  7. Skyl lungerne med PBS ved anvendelse af en 10 ml sprøjte til at stikke RV frie væg og injicere mod lungepulsåren. Nick venstre atrium, når lungerne begynder at blanchere.
  8. Høst hjertet ved at skære ved roden af ​​aorta.
  9. Spænd højre nedre lap af lungen ved hjælp af en myg hæmostat og skære højre nedre lap. Læg stykkerne i mikrocentrifugerør og snap fryse i flydende nitrogen.
  10. Pump lungen med 10% pufret neutral formalin i 5 minutter og fjern trachea kanyle efterfulgt af ligering luftrøret.
  11. Dissekere lunge ud af brystkassen og fix med 10% bufferet-neutral formalin.
    Bemærk: Du kan også puste lungerne med optimal skæring medier (OCT, fortyndet 1: 1 med PBS) og fryse i ufortyndet OLT senere tilberedning af frosne snit.
  12. omhyggeligtadskille atrierne fra ventriklerne og isolere den højre ventrikel frie væg ved dissekering langs interventrikulære septum.
  13. Vejes RV og LV + skillevæg (LV + S) for at beregne en Fulton indeks (RV / LV + S) 9, som kvantificerer graden af RV hypertrofi.
    Bemærk: TheFulton indeks varierer i forskellige modeller af PH. Rotte 10: kontrol, 0,28 ± 0,01; hypoxi-induceret, 0,57 ± 0,02; MCT-behandlet, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J mus 11: kontrol, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 dage), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 dage), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 dage), 0,44 ± 0,03.
  14. Snap fryse RV og LV + S i flydende nitrogen eller fastsætte i 10% bufferet-neutral formalin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Som højre hjerte kateterisering i gnavere er typisk en terminal procedure, der ikke finder anvendelse på langsgående opfølgning, ekkokardiografi er et glimrende noninvasive alternativ til screening og opfølgning 12. Mens lungepulsåren systoliske tryk i human PAH på ekkokardiografi sædvanligvis er afledt af tricuspid regurgitation, der er normalt ligetil at opnås i den apikale opfattelse er et sådant synspunkt ikke pålideligt opnået i gnavere, hvilket forhindrer estimeringen af ​​lungepulsåren systoliske tryk ved Doppler. Dog kan en PSAX henblik på aorta niveau let visualiseres i gnavere, hvilket muliggør at registrere og måle pulmonal arteriel Doppler sporing, hvis form er blevet forbundet med graden af pulmonal hypertension 12. Repræsentative resultater af ekkokardiografi undersøgelser er påvist i figur 3. I denne protokol blev sonographers blindet for de behandlinger eller procedurer, dyr received. Resultaterne blev analyseret offline.

Lige hjerte kateterisation og måling af RVSP, der tjener som en nøjagtighed vurdering af lungepulsåren systoliske tryk i fravær af pulmonal stenose, er den gyldne standard for kvantificering af PAH i gnavermodeller 13,14. I denne protokol, både den lukkede brystet tilgang for RV trykmåling (figur 5) og åben-bryst tilgang for RV PV sløjfe analyse (figur 6, 7) er præsenteret 15,16. Fordele ved den lukkede brystet metode er mindre invasiv end åben bryst tilgang og dyr er mere stabile i en længere periode 6. Desuden er positivt tryk ventilation ikke påkrævet med denne tilgang er heller thorax åbnet, bevare de normale højresidige fyldtryk forbundet med vejrtrækning og negative intrathorakale tryk. Den åbne kiste tilgang giver mulighed for brug af konduktans katetre og bestemmelse af PV loops, frasom kan beregnes vigtige parametre for RV funktion. Således er disse tilgange supplerer hinanden, da de har forskellige styrker og svagheder.

I den lukkede-bryst viste data fra en mus, Hx model er RVSP forhøjet ved 45 mmHg, i overensstemmelse med signifikant pulmonal hypertension (figur 5). I de åbne brystet viste data fra en normal rotte, RVSP er væsentligt lavere, på 27 mmHg (Figur 7). De relative volumenenheder (RVU) af X-aksen kan omdannes til volumenenheder efter kuvetten kalibrering, efterfulgt af saltvand kalibrering for at fjerne den del af konduktansen grund hjertevæggen 6,8. Dette giver så en beregning af vigtige parametre for hjertefunktion, såsom kontraktilitet (normalt som vurderet ved udgangen-systolisk elastans, E es), diastolisk funktion (fra slutningen-diastolisk tryk volumen forhold), arteriel elastans (E a) og preload-recruitable slagtilfælde arbejde, calculations af der er omtalt andetsteds 6,8.

figur 1
Figur 1:. Fremstilling af gnaver-procedure Rotter blev bedøvet og brystet og halsen blev barberet. Den røde punkterede linie betegner snit, der vil blive anvendt til at eksponere den eksterne halsvene. Sorte linjer repræsenterer kraveben og brystben. Den blå cirkel angiver sonden placering til ekkokardiografi.

Figur 2
Figur 2:. Echo udsigt over forskellige anatomiske strukturer Disse repræsentative billeder er fra en normal mus. (A) parasternal længdeakse (PLAX) visning. LA: Venstre atrium; LV: lumen af ​​den venstre ventrikel; IVS: interventrikulært skillevæg; RV: lumen i højre ventricle; AO: Stigende aorta (AO). (BEMÆRK: Forskellige imaging orientering om PLAX kan skyldes forskellige imaging konventioner.) (B) M-mode af LV med LV systolisk (LVs) og diastolisk (LVD) diametre, og forreste (AWT) og posterior godstykkelse (PWT) noteret. Fractional afkortning beregnes som (LVD-LVs) / LVd. (C) PW Doppler af aorta viser en aorta udstrømning signal. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3
Figur 3:. Parasternal short-aksen (PSAX) og RVOT udsigt Disse repræsentative billeder er fra en rotte med MCT PAH. (A) PSAX visning på midten pap niveau af højre ventrikel. (B) PSAX visning på aorta niveau. RVOT: højre ventrikel udstrømning trhandling. PA: lungepulsåren. Ao: aorta. (C) PW Doppler Mode. Lydstyrken prøve (gul linie) er placeret i midten af den højre ventrikel udstrømning tarmkanalen proksimalt til niveauet for pulmonal ventil. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 4
Figur 4:. Udsættelse af eksterne halsvene til kateterisation af en rotte (A) Et snit fra underkæben til brystbenet blev lavet og et par retraktorer blev placeret på hver side af snittet for at blotlægge cervikale område. Spyt er kirtel (SG) er overliggende den eksterne halsvene (EJ). (B) på spidsen dissekere at adskille spytkirtlerne og omgivende bindevæv til fuldt ud at mobilisere den højre eksterne halsvene. (C) Anbring distale og proximale 4-0 silkesutur omkring den højre eksterne halsvene. (D) en PE-50 rør anvendes som trykket kateter blev indsat i den højre EJ. SG: spytkirtel; EJ: ekstern halsvene; DS: Distal sutur; PS: proximale sutur; Cath: Kateter.

Figur 5
Figur 5: Kurver i forskellige kamre under højre hjerte kateterisation repræsentativ stikprøve spor af trykændringer under højre hjerte kateterisation af en mus med hypoxi-induceret PAH.. Panel venstre, midterste og højre viser trykændringer (mmHg) over tid (sek) i vena cava superior (venøs), højre atrium (RA), højre ventrikel (RV).

Figur 6
Figur 6: Open-bryst tilgang for RV kateter placering. (A) Udsigt efter intubering af trachea, skære gennem bugvæggen, åbner membranen for at blotlægge spidsen af hjertet og bilateralt skåret brystkassen. (B) Isolering og anbringelse af et stykke sutur omkring IVC .; og (C) efter indsætning af konduktans kateteret gennem RV apikale frie væg.

Figur 7
Figur 7: Right ventrikel tryk-volumen loop analyse (A) Kanaler i softwaren viser ledningsevne (RVU - relative volumen enheder), RV tryk (mmHg) og hjertefrekvens (BPM).. Udglatning af 7-11 slag er nødvendige for at opnå godt signal. (B) Placering af konduktans kateter i et område, der er udsat for ændringer i respiration resulterer i PV loops, der er variabel. (C) Stabil PV sløjfer med rigtige placement af konduktansen kateter. (D) repræsentant familie af PV loops efter trykaflastning på inferior vena cava. Denne familie af kurver tillader en beregning af slutsystolisk elastans (E es - et mål for hjertets kontraktilitet) og vaskulær elastans (E a - et mål for pulmonal vaskulær elastans). Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Vevo 2100 Imaging System (120V)  VisualSonics, inc.  VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station  VisualSonics, inc. 
High-frequency Mechanical Transducers VisualSonics, inc.  MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker  Laboratories Inc.  01-08
PowerLab 4/35 ADInstruments ML765
Labchart 8 ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable ADInstruments MLT1199
BP transducer calibration kit ADInstruments MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse Millar SPR-1000 Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter for rat Millar SPR-513 Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice Millar PVR-1035 Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats Millar SPR-869 Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar PV system MPVS-300  Millar MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool Roboz Surgical SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool Roboz Surgical SUT-14-1
Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex VWR 21909-248
VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip VWR 82027-588
VWR Delicate Scissors, 4 1/2" VWR 82027-582
Two star Hemostats, Excelta VWR 63042-090
Neutral-buffered formalin VWR 89370-094
Crotaline Sigma C2401
SU5416 Tocris Biosciences 3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope  AmScope SM-3BX
PE (Polyethylene Tubing)-10 Braintree Scientific Inc PE10 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-50 Braintree Scientific Inc PE50 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-60 Braintree Scientific Inc PE60 36 FT
Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit Kent Scientific ACV-1205S
Surgisuite multi-functional surgical platform Kent Scientific Surgisuite
Retractor set Kent Scientific SURGI-5002
Anesthesia induction chamber VetEquip 941443
Anesthesia Gas filter canister Kent Scientific ACV-2001
Rodent nose cone VetEquip 921431

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).
  2. Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. Rodent models of group 1 pulmonary hypertension. Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).
  3. Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease. J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).
  4. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).
  5. Abe, K., et al. Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension. Circulation. 121, 2747-2754 (2010).
  6. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  7. Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice. J. Vis. Exp. (81), e50912 (2013).
  8. Abraham, D. M., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice. J Vis Exp. In revision (2015).
  9. Vergadi, E., et al. Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension. Circulation. 123, 1986-1995 (2011).
  10. Mam, V., et al. Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats. J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).
  11. Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension. Physiol Rep. 1, 00184 (2013).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Abe, K., et al. Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats. Circ Res. 94, 385-393 (2004).
  14. Ma, W., et al. hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease. J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).
  15. de Man, F. S., et al. Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension. Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).
  16. de Man, F. S., et al. Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).
  17. Pritts, C. D., Pearl, R. G. Anesthesia for patients with pulmonary hypertension. Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).
  18. Paulin, R., et al. A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension. Circ Res. 116, 56-69 (2015).
  19. Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. Echocardiographic assessment of the right heart in mice. J Vis Exp. (2013).
  20. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. e51041 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.

    Usage Statistics