Een Weefselverplaatsing-gebaseerde Contusive Spinal Cord Injury Model in Muizen

* These authors contributed equally
Medicine
 

Summary

Wij introduceren een weefselverplaatsingsgebaseerd contusief ruggenmergbeseringsmodel dat een consequente contusieve ruggengraatbesering in volwassen muizen kan veroorzaken.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Wu, X., Zhang, Y. P., Qu, W., Shields, L. B., Shields, C. B., Xu, X. M. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. J. Vis. Exp. (124), e54988, doi:10.3791/54988 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Het produceren van een consistente en reproduceerbare aanhoudende ruggenmergbesering (SCI) is van cruciaal belang om de gedrags- en histologische variabiliteit tussen proefdieren te minimaliseren. Verschillende contusieve SCI modellen zijn ontwikkeld om letsels te produceren met behulp van verschillende mechanismen. De ernst van de SCI is gebaseerd op de hoogte van een bepaald gewicht, de schadekracht of de ruggengraatverplaatsing. In het huidige onderzoek introduceren we een nieuw muisonderdrukkend SCI-apparaat, de LISA-beveiligingsinstallatie van Louisville, die een verplaatsingsgerichte SCI kan creëren met hoge snelheid en nauwkeurigheid. Dit systeem maakt gebruik van laserafstandsensoren gecombineerd met geavanceerde software om gegradueerde en zeer reproduceerbare verwondingen te produceren. We hebben een incusive SCI uitgevoerd op het 10de thoracale vertebrale niveau (T10) in muizen om de stap-voor-stap procedure te demonstreren. Het model kan ook worden toegepast op de cervicale en lumbale ruggengraat.

Introduction

Het meest voorkomende ruggenmergletsel (SCI) dat bij mensen voorkomt, is een aanstootgevend SCI 1 . Om de mechanismen van letsel en de verschillende therapeutische strategieën na SCI te onderzoeken, is een nauwkeurig, consistent en reproduceerbaar contrasterend SCI-model bij knaagdieren nodig.

Veel experimentele SCI-onderzoeken 2 , 3 , 4 , 5 , 6 hebben veel voorkomende letselsmodellen met verschillende mechanismen voor schade veroorzaakt. Drie incusive SCI-modellen - in het bijzonder de weight-based New York University (NYU) / Multicenter Animal Spine Cord Injury Studies (MASCIS) impactor 3 , 6 , de Ohio State University (OSU) impactor / elektromagnetische SCI device (ESCID) 5 , 7 , anD de Infinite Horizon (IH) impactor 4 , 8 - worden algemeen geaccepteerd in het SCI onderzoeksgebied. De NYU / MASCIS impactor of een equivalent veroorzaakt letsel door een vast gewicht van verschillende hoogten op het ruggegraat te laten vallen om meerdere verwondingsstoornissen 3 , 6 te veroorzaken. De OSU / ESCID veroorzaakt letsel door het induceren van weefselverplaatsing 5 , 7 . De IH-impactor veroorzaakt letsel door verschillende krachten op het ruggenmerg 4 , 8 aan te brengen . Elke impactor gebruikt een andere snelheid, die een belangrijke parameter is die de schadeuitkomsten beïnvloedt. Het NYU / MASCIS apparaat genereert snelheden, variërend van 0,33-0,9 m / s. Het IH-apparaat heeft een maximale snelheid van 0,13 m / s 4 . De OSU / ESCID-impactor heeft een vaste snelheid van 0.148 m / s 5 . Met name de snelheden van deSe modellen zijn lager dan die waargenomen in klinische snelheden, die meestal 1,0 m / s 9 overschrijden.

Hier introduceren we een nieuw verplaatsingsgerelateerd SCI-apparaat, genaamd de Louisville Injury System Apparatus (LISA), om SCI te produceren in muizen met een hoge slagsnelheid 10 . Dit systeem omvat een vertebrale stabilisator, die de wervel stevig stabiliseert op de plaats van letsel, waardoor de productie van een constante, reproduceerbare SCI mogelijk is. De lasersensor van het apparaat zorgt voor de nauwkeurige bepaling van weefselverplaatsing en de daaruit voortvloeiende ernst van de SCI. De snelheid van de plunjer bij het contactpunt met het ruggenmerg kan van 0,5 tot 2 m / s worden ingesteld. Deze verwondingsparameters nauwkeurig repliceren traumatische SCI gezien klinisch.

Protocol

Alle chirurgische en dierlijke behandelprocedures werden uitgevoerd zoals goedgekeurd in de Gids voor de zorg en het gebruik van laboratoriumdieren (National Research Council) en de richtlijnen van de Indiana School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Het dieren voorbereiden en de T10 spinale laminectomie uitvoeren

  1. Steriliseer de chirurgische instrumenten en metalen wervelstabilisator in een autoclaaf. Maak de operatietafel schoon. Verwarm een ​​verwarmingspaneel tot 37 ° C. Plaats de verwarmingsklep op de bedieningslijst en bedek het met steriele chirurgische gordijnen. Gebruik de steriele techniek gedurende de operatie.
  2. Gebruik vrouwelijke jonge volwassen C57 / 6J-muizen bij 10 weken oud voor deze studie. Verdoof elk dier met een intraperitoneale (ip) injectie van een mengsel van ketamine (87,7 mg / kg) en xylazine (12,3 mg / kg). Bevestig de volledige verdoving door geen reactie op een paw-pinch geïnduceerde nociceptie stimulatie op te wekken. ng>
    1. Subcutaan toedienen buprenorfine (0,01-0,05 mg / kg), een pijnstillend middel en carprofen (5 mg / kg), een niet-steroïde anti-inflammatoire drug.
  3. Scheer het haar over de thoracolumbar wervelkolom met behulp van een elektrische klipper. Schrob de huid met betadine oplossing en 70% alcohol doekjes.
  4. Ophthalmische zalf aanbrengen op de hoornvlies om de ogen te beschermen tegen drogen tijdens de operatie.
  5. Met een scalpel maak een 1,5 cm midline huid incisie op de achterkant van het dier om de 9 e tot 11 thoracale vertebrale laminae bloot te leggen. Duw het subcutane vetweefsel rostralisch. Dissecteer de paraspinale spieren weg van spinous processen en laminae, naar de laterale facetten aan weerszijden.
  6. Plaats de muis op de U-vormige trog van de stabilisator ( Figuur 2A En 2B ). Klem de RVS armen onder de blootgestelde facetten van de T10-wervel (bilateraal)G "> Afbeelding 4A) en draai deze aan met behulp van de duimschroeven die aan de armen zijn bevestigd ( figuur 2A ).
  7. Verwijder het T10 spinachtig proces en laminaat (laminectomy) met behulp van een micro-rongeur die de dura mater over het ruggenmerg blootstelt ( Figuur 4B ).

2. Uitvoering van de T10 Contusion Injury Met behulp van de LISA Impactor

  1. Draai de knop van de drukregelaar op de stikstoftank om de gecomprimeerde stikstof in te stellen op 20 PSI of 138 kPa ( Figuur 1A ).
    OPMERKING: De druk is instelbaar van 10-120 PSI. Een hogere druk zal resulteren in een hogere snelheidsimpact. De tip van de SCI-apparaat met een diameter van 1,2 mm is ontworpen voor muizen, en de tip met een diameter van 2,2 mm is ontworpen voor ratten. Bij het veranderen van muizen naar ratten kan de tip van de grotere diameter worden gevormd door een ring aan de metalen punt toe te voegen (id 1,2 mm / od 2,2 mm). We hebben de 1,2 mm tip in deze muizen SCI s gebruikttudy. Steriliseer de SCI tip voor gebruik.
  2. Zet de computer aan om de software te starten. Drukknop 1 ( Figuur 1B ) om de slagspunt in een volledig verlengde positie te activeren ( Figuur 3A -1 ).
    OPMERKING: De functie van Button 1 is om de pneumatische cilinder handmatig in- of uit te schakelen.
  3. Plaats de U-vormige container met de muis op het podium ( Figuur 2B ). Bevestig het podium op zijn plaats door de duimschroeven van de beugel vast te zetten ( figuur 2B ).
  4. Zet het nulpunt in de zone "SET NERO LEVEL" (groen), met een lasersensor die de afstand tot de volledig verlengde plunjerpunt meet, door op de "START READING" knop ( Figuur 3A ) te klikken. De afstand wordt weergegeven in de parameter "Bereik" in deze zone ( Figuur 3A ). Klik op de knop "ZET ZERO" ( bijv. 8.951 mm, getoond in Figuur 3A ).
  5. Drukknop 1 ( Figuur 1B ) om de slagstang te trekken (Afbeelding 3B -1 , aangegeven met een bovenste pijl) en losschroeven van schroef 1 ( Figuur 2B ). Trek de schroef naar de juiste positie ( Figuur 3B -1 , aangegeven met een zijpijl) om de tip van de laserstraalbaan te verplaatsen en draai de schroef 90 ° rechtsom om de schroef te vergrendelen.
  6. Verplaats het podium door de voorste en zijdelingse micro-drivers aan te passen ( Figuur 1C ) om de laserstraal op het midden van het blootgestelde ruggengraat te richten. Nadat de schade plaats is gericht, meet u de weefselafstand door op de "START READING" knop te klikken onder "SET SHAKE L"EVEL "zone (blauw) ( Figuur 3B en 3B-1 ).
  7. Pas de afstand tussen de sensor en het ruggenmerg langzaam aan via de verticale micro-driver ( Figuur 1C ) om de gewenste verplaatsingsparameter ( bijv. 0.500 mm, in de parameterbalk "Injury") te bereiken in de zone "SCHADEVOORSTELLING" (Blauw) ( figuur 3B ).
    1. Wanneer de gewenste schadeverplaatsing bereikt is , registreert u de weefselafstand ( bijv. 8.451 mm, getoond in de parameterbereik) ( Figuur 3B ). Definieer de gewenste verplaatsing (letsel) = puntafstand (nul) - weefselafstand (bereik) ( figuur 3B ). Wanneer de gewenste verwonding ( bijv. 0,500 mm weefselverplaatsing) is bereikt ( Figuur 3B ), klikt u op de knop "SCHADE SCHADE" in het gedeelte "SCHADE SCHADE NIVEAU" opStel het letsel in.
  8. Draai de schroef 1 90 ° tegen de klok in om de schroef te ontgrendelen, druk de stootpunt terug in het laserstraalstraject ( Figuur 3C -1 , aangegeven door een pijl) en sluit schroef 1 door 90 ° rechtsom te draaien.
  9. Klik op de knop Run onder de rode "RUN EXPERIMENT" -zone (afbeelding 3C ) om de impact uit te voeren. De parameterboxen onder deze zone laten de schade tijd, de kracht (mV), de snelheid (m / s) en de schadeverplaatsing (mm) zien ( figuur 3C ).
  10. Nadat alle gegevens van de blessure zijn opgenomen en opgeslagen, verwijder u de U-vormige trog met de muis van het podium. Bevestig het ruggenmergschade visueel onder een chirurgische microscoop ( Figuur 4C ).
  11. Suture de paravertebrale spieren, oppervlakkige fascia en huid met behulp van continue hechting met 3-0 zijde (Henry Schein, 776-SK).
  12. Injecteer thE dier met 1 ml 0,9% zoutoplossing subcutaan voor hydratatie en plaats het op een temperatuurbestendig paneel tot volledig bewustzijn is hersteld. Plaats de muis in een kooi met toegankelijk voedsel en water.
  13. Voor de operatie na de operatie, druk de blaas handmatig uit tot de spontane blaasvulling terugkomt. Voor analgesie injecteer Buprenorfine (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 uur per dag gedurende 2 dagen. Als er infectie van urine blaas optreedt, dient u Baytril (SQ, 5-10 mg / kg in 0,1 ml, 1 dosis dagelijks) gedurende 7-10 dagen te injecteren. Indien regionale / systemische infectie optreedt, injecteer Gentamycin (SQ, 5-8 mg / kg, verdund in 1 ml steriele zoutoplossing, elke 8-12 uur) gedurende 4 dagen.
  14. Verwijder de hechtdraden op 14 dagen na SCI.
  15. Op de 42e dag na de blessure worden muizen geofferd door perfusie. Na een passende anesthesie als 1,2 worden ze geperfumeerd met 30 ml (0,01 M) fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) en 30 ml 4% paraformaldehyde in 0,01 M PBS. Een centimeter van het ruggenmerg inclusief de epilepsie van de letselEnter zal worden verzameld en verwerkt voor sectie en histologische analyse.

Representative Results

Dit apparaat bestaat uit vijf hoofdcomponenten: (1) een lichaam met een slagstang ( Figuur 1C ), (2) een computer met software ( figuur 1B ), (3) een elektrische controlebox ( figuur 1B ), Vertebrale stabilisator ( figuur 2A ) en (5) perslucht voor het pneumatische besturingssysteem ( figuur 1A ). Om precieze weefselverplaatsing in te leiden, berust het systeem op een lasersensor om de afstand tussen de volledig verlengde plunjerpunt en het gerichte ruggengraat dorsale oppervlak te meten. De software houdt rekening met de 4 mm dikte van de tip doordat de laserstraal alleen het reflecterende oppervlak van de impactor bereikt ( Figuur 2B en Figuur 3A -1 ). Er zijn twee posities waarop de plunjer tip kan worden geplaatst: (1) iN het pad van de laserstraal ( Figuur 3A -1 ) of (2) in een zijdelingse positie weg van de laserstraal ( Figuur 3B -1 ). Wanneer de plunjer zich in de laserstraalbaan bevindt ( Figuur 3A -1 ), meet het de afstand van de slagstang en controleert u de snelheid van de slagspunt tijdens beweging tussen verlenging en terugtrekking. Wanneer de plunjer zich in de zijstand bevindt van de laserstraalbaan ( Figuur 3B -1 ), wordt de afstand tussen de laser en het ruggenmerg gemeten.

De stabilisatie van de T10-wervel met behulp van onze vertebrale stabilisator is een integraal onderdeel van de procedure ( Figuur 2A ) 10 , 11 . Betrouwbare afstandmetingen met behulp van de lasersensor zijn afhankelijk van de sTabel van het doel, dat kan worden vervormd als er beweging aanwezig is. Om de nauwkeurigheid en consistentie van dit systeem te bepalen, werden 8 muizen onderworpen aan 0,5 mm verplaatsingsverwondingen. Deze dieren vertoonden een verplaatsingsvariabiliteit van ± 0,001 mm (± SD), wat aangeeft dat het systeem zeer nauwkeurig en reproduceerbaar is. Figuur 4 toont de geïmmobiliseerde doelwervels in de stabilisator ( Figuur 4A ) en het blootgestelde T10-ruggenmerg voorafgaand aan ( Figuur 4B ) en na ( Figuur 4C ) contusie onder een chirurgische microscoop.

De druk van de perslucht regelt de snelheid van de slaginrichting op het moment van het letsel. Onze gegevens tonen aan dat de slagsnelheid 0,81 ± 0,0345 m / s (gemiddelde ± SD) bedraagt ​​bij een druk van 138 kPa. De knop ( Figuur 1B ) op de elektrische box bedieningDe duur van het contact van de tipkoord (verblijftijd) na het letsel en het kan worden ingesteld tussen 0 en 5.000 ms. De tip-cord verblijftijd in de meeste experimenten is ingesteld op 0,32 ± 0,0147 s (gemiddelde ± SD) ( Figuur 5 ). Met behulp van dit apparaat kunnen ernstafhankelijke aanhoudende verwondingen worden geproduceerd met weefselverplaatsingen van 0 mm (schaduwcontrole), 0,2 mm (mild letsel), 0,5 mm (matig letsel) en 0,8 mm (ernstig letsel) bij volwassen muizen ( Figuur 6 ).

Figuur 1
Figuur 1: De Louisville Injury System Apparatus (LISA). ( A ) Het systeem bestaat uit een impactor, een besturingssysteem en een bron van perslucht. ( B ) Het besturingssysteem bevat een controlebox en een laptop computer. De software- en bedieningsknoppen van het bedieningspaneel staan ​​de gebruiker in staat om te startenLish schade parameters. ( C ) De lasersensor is de sleutelcomponent van het apparaat en meet de positie van het letseldoel, de afstand van het ruggenmerg naar de sensor en de snelheid van de verwonding. De snelle neerwaartse beweging van het slagpunt wordt aangedreven door perslucht. De plaats van het letsel en de ernst van de weefselverplaatsing worden aangepast door microdrivers, die de beweging in drie dimensies regelen. Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2: De stabilisator en de muishouder. ( A ) De ruggengraatstabilisator bestaat uit een U-vormige trog en twee metalen armen om de muiswervel vast te houden. ( B ) De stabilisator wordt dan op de slaginrichting aangebracht. TZijn rode lijn geeft de laserstraal aan. Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3: Methode om een ​​aanhoudende SCI te produceren. ( A - C ) De software voor grafische gebruikersinterface (GUI) met drie schadeparameters / zones worden getoond. ( A , A-1 ) De groene zone (SET ZERO LEVEL) kalibreert de afstand van de plunjerpunt. De rode lijn geeft de laserstraal aan. ( B , B-1 ) De blauwe zone wordt gebruikt om het letselniveau in te stellen (SET SCHADENIVEAU). De impactor wordt opgeheven en zijwaarts naar de rechterkant verplaatst, zodat de laserstraal het dorsale oppervlak van het ruggenmerg kan bereiken om het nulniveau in te stellen. De rode lijn geeft de laser b aan Eam pad. ( C , C-1 ) Voor de impact wordt het punt teruggevoerd op het laserstraalpad om het letsel uit te voeren (RUN). De schadeparameters zijn onder de rode zone (RUN EXPERIMENT). De rode lijn geeft de laserstraal aan. Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4: Schadeblootstelling en beoordeling. ( A ) De metalen armen van de ruggengraat stabilisator stabiliseren de T10 wervel. ( B ) T10 laminectomy om het ruggenmerg bloot te leggen, met de duidelijk zichtbare dorsale vaten. ( C ) De door de impulsen geïnduceerde contusie (pijl) op het rugvlak van het ruggenmerg bevestigt het letsel. Schaalbalk = 2 mm.G4large.jpg "target =" _ blank "> Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te zien.

Figuur 5
Figuur 5: Schadeparameters. Consistent letselsparameters omvatten weefselverplaatsing (mm), letselsnelheid (m / s) en tiptijdstijd (en). N = 8, gemiddelde ± SD. Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 6
Figuur 6: Histologische beoordeling. Representatieve dwarsdoorsneden van wervelkolom, gekleurd met Cresyl Violet en Eosin, tonen verplaatsingsgraad-afhankelijk verwondingen na ( A ) sham (0 mm), ( B ) mild (0,2 mm), ( C) D
) ernstige (0,8 mm) aanstootgevende SCI's bij T10 met behulp van het LISA-apparaat. Beelden werden genomen bij het letselcentrum. Schaalbalk = 500 μm. Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussion

In 1911 beschreef Allen het eerste gewichtdruppelmodel met een vast gewicht om verwondingen op de blootgestelde ruggengraat van honden 12 te veroorzaken. Vergelijkbare gewichtsverliesmodellen zijn ontwikkeld op basis van het Allen-model, inclusief de NYU / MASCIS-impactor 3 , 6 , 13 , 14 . Naast het gewichtdruppelmodel zijn er ook andere SCI-apparaten gemaakt. Het OSU / ESCID 5 , 7- model maakt gebruik van een weefselverplaatsingsmechanisme om de ernst van het letsel te beheersen en het IH-model 4 , 8 gebruikt kracht om een ​​SCI te creëren. In deze systemen wordt vertebrale stabilisatie verkregen door de spinale processen rostral en caudale te klemmen op de schadeplaats. Deze apparaten gebruiken lage schade snelheden, in het bijzonder 0,33 - 0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),En 0,13 m / s (1H). Stabilisatie van de rostrale en caudale spinous processen kan de buik flexibiliteit en ruggengraat beweging veroorzaken tijdens de impact, die de verwondingsnauwkeurigheid kan beïnvloeden.

De LISA-methode probeert de tekortkomingen van bestaande modellen te overwinnen, met name met betrekking tot ruggengraatinstabiliteit en lage letselsnelheid. Deze methode maakt gebruik van bilaterale fasetstabilisatie en voorkomt bewegingsartifacten die verband houden met het letsel. Dit apparaat maakt gebruik van een hoge slagsnelheid die kan worden ingesteld tussen 0,5-2 m / s 11 , 15 . De lasersensor is meer geavanceerd dan de Ling Vibrator die in het ESCID-model wordt gebruikt en meet nauwkeurig de afstand van het oppervlak van het ruggenmerg zonder dat het weefselcontact vereist. Het model werd oorspronkelijk ontwikkeld om een ​​rat SCI te produceren en is nu aangepast om SCI op muizen en op niet-menselijke primaten 16 te produceren, met modificaties.

Spine stAbilisatie vermindert de variabiliteit in alle experimentele SCI-methoden, met name in weefselverplaatsingsmodellen. De laserafstandsensor bepaalt de omvang van de weefselverplaatsing van het ruggenmerg tijdens ademhalingsbewegingen. Het is belangrijk dat het punt van het ruggenmerg waarop de laser gericht is, hetzelfde punt zijn dat de impactor slaat. Deze stap wordt bereikt tijdens de kalibratiestap ( Figuur 3 ), wanneer de slagstift en de laserbundel uitlijnen. Een mogelijke zwakte van dit model is dat de grootte van de weefselverplaatsing wordt gemeten van het dure oppervlak. Hoewel de dura dikte een verwaarloosbaar verschil tussen dieren vormt, kan er een significante variabiliteit bestaan ​​in de subarachnoïde ruimte gevuld met cerebrospinale vloeistof (CSF). Variabiliteit in letselsuitkomsten kan optreden bij het produceren van een zeer mild contusie letsel met behulp van een kleine weefselverplaatsing. Over het algemeen is de consistentie van het letsel hoofdzakelijk afhankelijkOp de nauwkeurigheid van weefselverplaatsing en ook op de snelheids- en weefselcontacttijd van de plunjer.

Het bereik van weefselverplaatsing is breed (nauwkeurigheid: 0-10 ± 0,005 mm). Op basis van eerdere pilootgegevens en gepubliceerde informatie bij knaagdieren en niet-menselijke primaten levert een verplaatsing van 20% van de anteroposterior diameter van het SC een milde SCI op, een 30-40% verplaatsing produceert een matige SCI en een> 50% verplaatsing Produceert ernstige SCI met een snelheid van 1 m / s. Er zijn kleine verschillen afhankelijk van de diersoorten. De verblijftijd is instelbaar van 0 tot 5 s met behulp van een tijdrelais. In onze studie werd de verblijftijd ingesteld op 300 ms. Dit kan gemakkelijk worden aangepast om de verblijftijden van andere SCI-apparaten te herhalen, inclusief de NYU- en IH-modellen.

Samengevat hebben we een verplaatsingsmodel ontwikkeld van contusive SCI bij volwassen muizen. Het model maakt gebruik van een U-vormige stabilisator om de bilaterale ruggengraat facetten te stabiliseren, waardoor het snoer wordt vermedenBewegingsartifacten geassocieerd met de lasergeleide meting van het koordoppervlak. Dit model kan hoge snelheidsnelheidsklachten veroorzaken van 0,5-2 m / s. De lasersensor is nauwkeuriger dan de conventionele methode om de snelheid en de afstand tot het slagvlak te bepalen. Het model kan op alle niveaus schade veroorzaken van het ruggenmerg, van mild tot ernstig. Bij het wijzigen kan dit apparaat ook letsels veroorzaken bij ratten en grote dieren, zoals niet-menselijke primaten.

Disclosures

Christopher B. Shields, MD heeft eigendom van de Louisville Injury System Apparatus (LISA), vervaardigd door Louisville Impactor System, LLC.

Acknowledgements

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Merit Review Award I01 BX002356 van het Amerikaanse ministerie van Veteranen Zaken; Craig H Neilsen Stichting 296749; Indiana Spinal Cord en Brain Injury Research Foundation en Mari Hulman George Endowment Funds (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); De staat van indiana ISDH 13679 (XW); En de NeuroCures Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine Patterson Veterinary 07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947 Anesthetic agent
Buprenorphine(0.03 mg/mL) Patterson Veterinary 07-891-9756 Pain relief agent
Carprofen Patterson Veterinary 07-844-7425 antibiotic agent
Purdue Products Betadine Surgerical Scrub Fisher Scientific 19-027132 for sterilizing skin
Dukal Gauze Sponges Fisher Scientific 22-415-490 for sterilizing skin
Decon Ethanol 200 Proof Fisher Scientific 04-355-450 for sterilizing skin
1 mL NORM-JECT HENKE SASS WOLF D-78532 for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection
10 mL Syringe TERUMO REF SS-10L for saline injection
Artificial Tears Eye Ointment Webster Veterinary 07-870-5261 provent eyes from dry
Antiobiotic Ointment Webster Veterinary 07-877-0876 provent surgery cut from infection
Cotton Tipped Applicators Fisher Scientific 1006015 stop bleeding
Instrument Sterilizer Fine Science Tools 18000-50 for sterilizing surgery tool
Fine Forceps Fine Science Tools 11223-20 grasp tissue
Scalpel Fine Science Tools 10003-12 skin cut
Scalpel Blade #15 Fisher Scientific 10015-00 skin cut
Hemostat Fine Science Tools 13004-14 stop bleeding
Rongeur Fine Science Tools 16021-14 laminectomy
Agricola Retractor Fine Science Tools 17005-04 keep the surgery view open
Fine scissors Fine Science Tools 14040-10 for muscle seperated from spine
Sterile sutures Fine Science Tools 12051-10 skin closure
Mouse Vertebral stabilizer Louisville Impactor System N/A Stabilize and expose the vertebra
LISA Louisville Impactor System N/A Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Young, W. Spinal cord contusion models. Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).
  2. Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment. Exp. Neurol. 88, (1), 123-134 (1985).
  3. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. J. Neurotrauma. 9, (2), 126-128 (1992).
  4. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device. J. Neurotrauma. 20, (2), 179-193 (2003).
  5. Stokes, B. T. Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device. J. Neurotrauma. 9, (2), 129-134 (1992).
  6. Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 411-422 (2009).
  7. Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 433-448 (2009).
  8. Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 423-433 (2009).
  9. Sances, A., et al. The biomechanics of spinal injuries. Crit. Rev. Biomed. Eng. 11, (1), 1-76 (1984).
  10. Zhang, Y. P., et al. Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences. J. Neurotrauma. 25, (10), 1227-1240 (2008).
  11. Walker, M. J., et al. A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury. J. Vis. Exp. (95), (2015).
  12. Allen, A. R. Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report. J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).
  13. Jakeman, L. B., et al. Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse. J. Neurotrauma. 17, (4), 299-319 (2000).
  14. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg. Neurol. 10, (1), 38-43 (1978).
  15. Zhang, Y. P., et al. Controlled cervical laceration injury in mice. J. Vis. Exp. (75), (2013).
  16. Ma, Z., et al. A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey. Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics