Un modelo de lesión de la médula espinal contundente basado en el desplazamiento de tejidos en ratones

* These authors contributed equally
Medicine
 

Summary

Presentamos un modelo de lesión en la médula espinal basado en el desplazamiento del tejido que puede producir una lesión consistente de la médula espinal contusa en ratones adultos.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Wu, X., Zhang, Y. P., Qu, W., Shields, L. B., Shields, C. B., Xu, X. M. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. J. Vis. Exp. (124), e54988, doi:10.3791/54988 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

La producción de una lesión de la médula espinal contundente y reproducible es esencial para minimizar las variabilidades de comportamiento e histológicas entre los animales de experimentación. Se han desarrollado varios modelos de SCI contusivos para producir lesiones utilizando diferentes mecanismos. La gravedad de la LME se basa en la altura en la que un peso dado se deja caer, la fuerza de lesión o el desplazamiento de la médula espinal. En el presente estudio, introducimos un nuevo dispositivo SCI contusivo de ratón, el impacto de LISA (Louisville Injury System Apparatus), que puede crear un SCI basado en el desplazamiento con una alta velocidad y exactitud de las lesiones. Este sistema utiliza sensores de distancia láser combinados con software avanzado para producir lesiones graduadas y altamente reproducibles. Se realizó un SCI contusivo en el nivel de la 10ª columna vertebral torácica (T10) en ratones para demostrar el procedimiento paso a paso. El modelo también se puede aplicar a los niveles cervicales y lumbares espinales.

Introduction

La lesión de la médula espinal más común (SCI) que ocurre en los seres humanos es una contusiva SCI 1 . Para investigar los mecanismos de lesión y las diversas estrategias terapéuticas después de la LME, se necesita un modelo SCI contuso, preciso, consistente y reproducible en roedores.

Muchos modelos de lesión contusiva de la médula espinal con diversos mecanismos productores de lesiones se han utilizado en la investigación experimental de SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Tres impactantes modelos SCI -específicamente, el peso de impacto de la Universidad de Nueva York (NYU) / Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS) impactor 3 , 6 , la Universidad del Estado de Ohio (OSU) impactor / dispositivo electromagnético SCI (ESCID) 7 , unD el impactador del Horizonte Infinito (IH) 4 , 8 - son ampliamente aceptados en el campo de investigación de SCI. El impactador NYU / MASCIS o un equivalente produce lesión al bajar un peso fijo de diferentes alturas a la médula espinal objetivo para crear múltiples gravedad de lesiones 3 , 6 . El OSU / ESCID causa lesión induciendo el desplazamiento del tejido 5 , 7 . El impactador IH produce lesiones aplicando diferentes fuerzas a la médula espinal 4 , 8 . Cada impactador utiliza una velocidad diferente, que es un parámetro importante que influye en los resultados de la lesión. El aparato NYU / MASCIS genera velocidades que van desde 0,33-0,9 m / s. El dispositivo IH tiene una velocidad máxima de 0,13 m / s 4 . El impactador OSU / ESCID tiene una velocidad fija de 0,148 m / s 5 . En particular, las velocidadesSe modelos son más bajos que el observado en las velocidades clínicas, que por lo general exceden 1,0 m / s [ 9] .

Aquí, introducimos un nuevo dispositivo SCI contusivo basado en el desplazamiento, denominado LISA (Louisville Injury System Apparatus), para producir SCI en ratones con una alta velocidad de impacto 10 . Este sistema incluye un estabilizador vertebral, que estabiliza firmemente la vértebra en el sitio de la lesión, permitiendo la producción de un SCI constante y reproducible. El sensor láser del dispositivo asegura la determinación precisa del desplazamiento del tejido y la gravedad resultante del SCI. La velocidad del émbolo en el punto de contacto con la médula espinal puede ajustarse de 0,5 a 2 m / s. Estos parámetros de lesión reproducen estrechamente la SCI traumática vista clínicamente.

Protocol

Todos los procedimientos quirúrgicos y de manipulación de animales fueron realizados según lo aprobado en la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (Consejo Nacional de Investigación) y las Guías del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Escuela de Medicina de la Universidad de Indiana.

1. Preparación del animal y realización de la laminectomía torácica T10

  1. Esterilizar los instrumentos quirúrgicos y el estabilizador de la columna metálica en un autoclave. Limpie la mesa de operaciones quirúrgicas. Calentar una almohadilla de calefacción a 37 ° C. Coloque la almohadilla calefactora en la mesa de operaciones y cúbrala con cortinas quirúrgicas estériles. Utilice una técnica estéril durante toda la operación.
  2. Utilizar ratones C57 / 6J adultos jóvenes a las 10 semanas de edad para este estudio. Anestesiar cada animal con una inyección intraperitoneal (ip) de una mezcla de ketamina (87,7 mg / kg) y xilazina (12,3 mg / kg). Confirme la anestesia completa sin obtener respuesta a una estimulación de la nocicepción inducida por pellizco de la pata. Ng>
    1. Administrar por vía subcutánea buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg), un agente analgésico y carprofeno (5 mg / kg), un fármaco antiinflamatorio no esteroide.
  3. Afeitar el cabello sobre la columna toracolumbar con una podadora eléctrica. Frote la piel con solución de betadine y 70% toallitas de alcohol.
  4. Aplicar pomada oftálmica a las córneas para proteger los ojos del secado durante la cirugía.
  5. Con un bisturí, realizar una incisión de la línea media de 1,5 cm en la parte posterior del animal para exponer las 9 a 11 láminas vertebrales torácicas. Empuje el tejido adiposo subcutáneo rostralmente. Diseccionar los músculos paraspinales lejos de los procesos espinosos y las láminas, hacia las facetas laterales de cada lado.
  6. Coloque el ratón en el canal en forma de U del estabilizador ( Figura 2A Y 2B ). Abrazadera bilateral los brazos de acero inoxidable debajo de las facetas expuestas de la vértebra T10 (G "> Figura 4A) y apriete utilizando los tornillos de pulgar fijados a los brazos ( Figura 2A ).
  7. Retire el proceso espinoso T10 y la lámina (laminectomía) usando un micro-rongeur que expone la dura-máter que cubre la médula espinal ( Figura 4B ).

2. Realización de la lesión por contusión T10 utilizando el impactor LISA

  1. Gire la perilla del regulador de presión en el tanque de nitrógeno para ajustar el nitrógeno comprimido a 20 PSI o 138 kPa ( Figura 1A ) para este estudio.
    NOTA: La presión es ajustable desde 10-120 PSI. Una presión más alta dará como resultado un impacto de mayor velocidad. La punta del dispositivo SCI con un diámetro de 1,2 mm está diseñada para ratones, y la punta con un diámetro de 2,2 mm está diseñada para ratas. Cuando se cambia de ratones a ratas, la punta de mayor diámetro puede formarse añadiendo un anillo a la punta metálica (id 1,2 mm / mm 2,2 mm). Se utilizó la punta de 1,2 mm en este SCI ratonesTudy Esterilizar la punta SCI antes de usar.
  2. Encienda la computadora para iniciar el software. Pulse el botón 1 ( Figura 1B ) para activar la punta del impactador en una posición completamente extendida ( Figura 3A -1 ).
    NOTA: La función del botón 1 es activar o desactivar manualmente el cilindro neumático.
  3. Coloque el recipiente en forma de U con el ratón sobre el escenario ( Figura 2B ). Fijar el escenario en su lugar apretando los tornillos de mariposa del montaje ( Figura 2B ).
  4. Bajo la zona "SET ZERO LEVEL" (verde), ajuste el nivel cero, con un sensor láser midiendo la distancia hasta la punta del émbolo completamente extendido, haciendo clic en el botón "START READING" ( Figura 3A ). La distancia se mostrará en el parámetro "Rango" en esta zona ( Figura 3A ). Haga clic en el botón "SET ZERO" ( por ejemplo, 8,951 mm, mostrado en la Figura 3A ).
  5. Presione el botón 1 ( Figura 1B ) para retirar la punta del impactador ( Figura 3B -1 , indicada por una flecha superior) y desbloquee el tornillo de sujeción 1 ( Figura 2B ). Tire del tornillo a la posición correcta ( Figura 3B -1 , indicada por una flecha lateral) para mover la punta del camino del haz láser y gire el tornillo 90 ° en el sentido de las agujas del reloj para bloquear el tornillo.
  6. Mueva la etapa ajustando los micro-conductores frontal y lateral ( Figura 1C ) para apuntar el rayo láser hacia el centro de la médula espinal dorsal expuesta. Después de que el lugar de la lesión está dirigido, mida la distancia del tejido haciendo clic en el botón "INICIO DE LA LECTURA" debajo del "AJUSTE DE LA LESIÓN LEVEL "(azul) ( Figura 3B y 3B-1 ).
  7. Ajuste lentamente la distancia entre el sensor y la médula espinal a través del micro-conductor vertical ( Figura 1C ) para alcanzar el parámetro de desplazamiento deseado ( por ejemplo, 0,500 mm, mostrado en la casilla de parámetro "Lesión") en la zona "AJUSTE NIVEL DE DAÑO" (Azul) ( figura 3B ).
    1. Cuando se alcance el desplazamiento de lesión deseado, anote la distancia del tejido ( por ejemplo, 8,451 mm, mostrada en el cuadro de parámetros "Rango") ( Figura 3B ). Defina el desplazamiento deseado (lesión) = distancia de la punta (cero) - distancia del tejido (rango) ( figura 3B ). Cuando se alcanza la lesión deseada ( p. Ej., Desplazamiento de tejido de 0,500 mm) ( Figura 3B ), haga clic en el botón "AJUSTAR DAÑOS" debajo de la zona "AJUSTAR NIVEL DE DAÑOS" paraEstablecer la lesión.
  8. Gire el tornillo 1 90 ° hacia la izquierda para desbloquear el tornillo, empuje la punta de impacto hacia atrás en la trayectoria del rayo láser ( Figura 3C -1 , dirección indicada por una flecha) y bloquee el tornillo 1 girándolo 90 ° en el sentido de las agujas del reloj.
  9. Haga clic en el botón Ejecutar debajo de la zona roja "EXPERIMENTACIÓN DE FUNCIONAMIENTO" ( Figura 3C ) para ejecutar el impacto. Los cuadros de parámetros bajo esta zona mostrarán el tiempo de lesión, la fuerza (mV), la velocidad (m / s) y el desplazamiento de la lesión (mm) ( Figura 3C ).
  10. Después de que todos los datos de lesiones se registren y se guarden, retire el canal en forma de U con el ratón del escenario. Visualmente confirmar la lesión de la médula espinal bajo un microscopio quirúrgico ( Figura 4C ).
  11. Suturar los músculos paravertebrales, la fascia superficial y la piel usando sutura continua con seda 3-0 (Henry Schein, 776-SK).
  12. InyectarE animal con 1 ml de solución salina al 0,9% por vía subcutánea para hidratación y colocarla sobre una almohadilla controlada por temperatura hasta que se recupera la conciencia total. Coloque el ratón en una jaula con alimentos accesibles y agua.
  13. Para el cuidado postoperatorio, exprese manualmente la vejiga hasta que regrese la micción espontánea de la vejiga. Para la analgesia, inyecte buprenorfina (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 h / día durante 2 días. Si ocurre una infección de la vejiga urinaria, inyecte Baytril (SQ, 5-10 mg / kg en 0,1 ml, 1 dosis diaria) durante 7-10 días. Si ocurre una infección regional / sistémica, inyecte Gentamicina (SQ, 5-8 mg / kg, diluido en 1 ml de solución salina estéril, cada 8-12 h) durante 4 días.
  14. Retire los hilos de sutura a los 14 días post-SCI.
  15. En el día 42 después de la lesión, los ratones serán sacrificados por perfusión. Después de la anestesia adecuada como 1,2, se perfundirán con 30 ml (0,01 M) de solución salina tamponada con fosfato (PBS) y 30 ml de paraformaldehído al 4% en PBS 0,01 M. Un centímetro de la médula espinal incluyendo la lesión épicaSe recogerán y procesarán para el seccionamiento y el análisis histológico.

Representative Results

Este dispositivo consta de cinco componentes principales: (1) un cuerpo con una punta de impactador ( Figura 1C ), (2) un ordenador con software ( Figura 1B ), (3) una caja de control eléctrica ( Figura 1B ), (4) a Estabilizador vertebral ( Figura 2A ), y (5) aire comprimido para el sistema de control neumático ( Figura 1A ). Para inducir un desplazamiento tisular preciso, el sistema se basa en un sensor láser para medir la distancia entre la punta del émbolo completamente extendida y la superficie dorsal de la médula espinal objetivo. El software tiene en cuenta el grosor de 4 mm de la punta debido al hecho de que el rayo láser sólo alcanza la superficie reflectora del impactador ( Figura 2B y Figura 3A -1 ). Hay dos posiciones en las que se puede colocar la punta del émbolo: (1) iN la trayectoria del rayo láser ( Figura 3A -1 ) o (2) en una posición lateral alejada del rayo láser ( Figura 3B -1 ). Cuando el émbolo está en la trayectoria del rayo láser ( Figura 3A -1 ), mide la distancia desde la punta del impactador y supervisa la velocidad de la punta del impactador durante el movimiento entre extensión y retracción. Cuando el émbolo está en la posición lateral alejada de la trayectoria del rayo láser ( Figura 3B -1 ), se mide la distancia entre el láser y la médula espinal.

La estabilización de la vértebra T10 utilizando nuestro estabilizador vertebral es un componente integral del procedimiento ( Figura 2A ] 10 , 11 . Mediciones fiables de la distancia utilizando el sensor láser dependen de la sDel objetivo, que puede distorsionarse si hay movimiento. Para determinar la exactitud y consistencia de este sistema, 8 ratones fueron sometidos a lesiones de desplazamiento de 0,5 mm. Estos animales mostraron una variabilidad de desplazamiento de ± 0,001 mm (± SD), lo que indica que el sistema es altamente preciso y reproducible. La Figura 4 muestra las vértebras diana inmovilizadas en el estabilizador ( Figura 4A ) y la médula espinal T10 expuesta antes de ( Figura 4B ) y después de la contusión ( Figura 4C ) bajo un microscopio quirúrgico.

La presión del aire comprimido controla la velocidad del impactador en el momento de la lesión. Nuestros datos demuestran que la velocidad de impacto es 0.81 ± 0.0345 m / s (media ± DE) a una presión de 138 kPa. El mando ( Figura 1B ) en los controles de la caja eléctricaLa duración del contacto de la punta del cordón (tiempo de permanencia) después de la lesión, y se puede ajustar entre 0 y 5.000 ms. El tiempo de permanencia del cable de la punta en la mayoría de los experimentos se establece en 0,32 ± 0,0147 s (media ± DE) ( Figura 5 ). Utilizando este dispositivo, se pueden producir lesiones contusionantes dependientes de la gravedad con desplazamientos tisulares de 0 mm (control simulado), 0,2 mm (lesión leve), 0,5 mm (lesión moderada) y 0,8 mm (lesión grave) en ratones adultos ( Figura 6). ).

Figura 1
Figura 1: El aparato del sistema de lesiones de Louisville (LISA). ( A ) El sistema consiste en un impactador, un sistema de control y una fuente de aire comprimido. ( B ) El sistema de control incluye una caja de control y un ordenador portátil. El software y los botones de control de la caja de control permiten al usuario establecerLos parámetros de lesión. ( C ) El sensor láser es el componente clave del dispositivo y mide la posición del blanco de lesión, la distancia desde la médula espinal al sensor y la velocidad de lesión. El rápido movimiento hacia abajo y hacia arriba de la punta de impacto es impulsado por aire comprimido. La ubicación de la lesión y la gravedad del desplazamiento del tejido se ajustan mediante microdiscos que controlan el movimiento en tres dimensiones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2
Figura 2: El estabilizador y el sostenedor del ratón. ( A ) El estabilizador de la columna vertebral se compone de un canal en forma de U y dos brazos metálicos para sostener la vértebra del ratón. ( B ) El estabilizador se monta entonces en el dispositivo de impacto. TLa línea roja indica la trayectoria del rayo láser. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figura 3
Figura 3: Método para producir un SCI contusivo. ( A - C ) Se muestra el software de interfaz gráfica de usuario (GUI) con tres parámetros / zonas de lesiones. ( A , A-1 ) La zona verde (SET ZERO LEVEL) calibra la distancia de la punta del émbolo. La línea roja indica la trayectoria del rayo láser. ( B , B-1 ) La zona azul se utiliza para ajustar el nivel de lesión (SET NIVEL DE LESIÓN). El impactador se eleva y se mueve lateralmente hacia el lado derecho para permitir que el rayo láser alcance la superficie dorsal de la médula espinal para establecer el nivel cero. La línea roja indica el láser b Eam camino ( C , C-1 ) Antes del impacto, la punta se mueve de nuevo sobre la trayectoria del rayo láser para ejecutar la lesión (RUN). Los parámetros de lesión se encuentran bajo la zona roja (RUN EXPERIMENT). La línea roja indica la trayectoria del rayo láser. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4
Figura 4: Exposición y evaluación de lesiones. ( A ) Los brazos metálicos del estabilizador estabilizan la vértebra T10. ( B ) T10 laminectomía para exponer la médula espinal, con los vasos dorsales claramente visto. ( C ) La contusión inducida por el impacto (flecha) en la superficie dorsal de la médula espinal confirma la lesión. Barra de escala = 2 mm.G4large.jpg "target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5
Figura 5: Parámetros de Lesión. Los parámetros de lesión consistentes incluyen desplazamiento del tejido (mm), velocidad de lesión (m / s) y tiempo (s) de reposo de la punta. N = 8, Media ± SD. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6
Figura 6: Evaluación histológica. Las secciones transversales representativas de las médulas espinales, teñidas con violeta de cresilo y eosina, muestran lesiones dependientes de la gravedad del desplazamiento después de ( A ) farsa (0 mm), ( B ) leve (0,2 mm), ( C D
) severa (0,8 mm) con SCI en T10 usando el dispositivo LISA. Las imágenes fueron tomadas en el epicentro de la lesión. Barra de escala = 500 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discussion

En 1911, Allen describió el primer modelo de caída de peso usando un peso fijo para inducir lesiones en las médulas espinales expuestas de los perros 12 . Se han desarrollado modelos de caída de peso similares basados ​​en el modelo Allen, incluyendo el impactador NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . Además del modelo de caída de peso, se han creado otros dispositivos SCI. El modelo OSU / ESCID 5 , 7 utiliza un mecanismo de desplazamiento del tejido para controlar la gravedad de las lesiones, y el modelo IH 4 , 8 utiliza la fuerza para crear un SCI graduable. En estos sistemas, la estabilización vertebral se obtiene sujetando los procesos espinosos rostrales y caudales al sitio de la lesión. Estos dispositivos utilizan velocidades de lesiones bajas, específicamente 0,33-0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),Y 0,13 m / s (1H). La estabilización de los procesos espinosos rostrales y caudales puede causar flexibilidad de la columna vertebral y movimiento de la columna durante el impacto, lo que puede afectar la precisión de la lesión.

El método LISA intenta superar las deficiencias de los modelos existentes, particularmente en lo que respecta a la inestabilidad de la columna vertebral y la baja velocidad de lesión. Este método utiliza bilateral facet estabilización y evita los artefactos de movimiento asociados con la lesión. Este dispositivo utiliza una velocidad de alto impacto que puede establecerse entre 0,5-2 m / s 11 , 15 . El sensor láser es más avanzado que el Vibrador Ling utilizado en el modelo ESCID y mide con precisión la distancia desde la superficie de la médula espinal sin necesidad de contacto tisular. El modelo se desarrolló originalmente para producir un SCI de rata, y ahora se ha adaptado para producir SCI en ratones y en primates no humanos 16 , con modificaciones.

Columna vertebralAbilization reduce la variabilidad en todos los métodos experimentales de SCI, particularmente en modelos del desplazamiento del tejido. El sensor de distancia láser determina la magnitud del desplazamiento tisular de la médula espinal durante los movimientos respiratorios. Es importante que el punto de la médula espinal en el que se centra el láser debe ser el punto idéntico golpeado por el impactador. Esta etapa se realiza durante la etapa de calibración ( Figura 3 ), cuando la punta del impactador y el haz láser están alineados. Una debilidad potencial de este modelo es que la magnitud del desplazamiento tisular se mide desde la superficie dural. Aunque el grosor de la duramadre constituye una diferencia insignificante entre los animales, puede existir variabilidad significativa en el espacio subaracnoideo lleno de líquido cefalorraquídeo (LCR). La variabilidad en los resultados de las lesiones puede ocurrir al producir una lesión de contusión muy leve usando un pequeño desplazamiento del tejido. En general, la consistencia de la lesión depende principalmenteSobre la precisión del desplazamiento del tejido y también sobre la velocidad y el tiempo de contacto con el tejido del émbolo.

El rango de desplazamiento tisular es amplio (precisión: 0-10 ± 0,005 mm). Sobre la base de datos experimentales previos e información publicada en roedores y primates no humanos, un desplazamiento del 20% del diámetro anteroposterior del SC produce un SCI leve, un desplazamiento del 30-40% produce un SCI moderado y un desplazamiento> 50% Produce SCI severa a una velocidad de 1 m / s. Habrá ligeras diferencias dependiendo de la especie animal. El tiempo de parada es ajustable de 0 a 5 s con un relé de tiempo. En nuestro estudio, el tiempo de permanencia se estableció en 300 ms. Esto se puede ajustar fácilmente para reproducir los tiempos de permanencia de otros dispositivos SCI, incluyendo los modelos NYU e IH.

En resumen, hemos desarrollado un modelo basado en el desplazamiento de SCI contusiva en ratones adultos. El modelo utiliza un estabilizador en forma de U para estabilizar las facetas espinales bilaterales, evitando el cordónArtefactos de movimiento asociados con la medición guiada por láser de la superficie del cordón. Este modelo puede producir lesiones de la cuerda de alta velocidad de 0.5-2 m / s. El sensor láser es más preciso que el método convencional para determinar la velocidad y la distancia a la superficie de impacto. El modelo puede producir lesiones de la médula espinal en todos los niveles, de leve a severo. Cuando se modifica, este dispositivo también puede producir lesiones en ratas y animales grandes, tales como primates no humanos.

Disclosures

Christopher B. Shields, MD tiene propiedad del aparato del sistema de lesiones de Louisville (LISA) producido por Louisville Impactor System, LLC.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado en parte por NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Premio al Examen del Mérito I01 BX002356 del Departamento de Asuntos de Veteranos de los Estados Unidos; Fundación Craig H Neilsen 296749; Fundación Indiana para Investigación de Lesiones Cerebrales y Médula Espinal y Fondos de Dotación Mari Hulman George (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); El Estado de Indiana ISDH 13679 (XW); Y la Fundación NeuroCures.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine Patterson Veterinary 07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947 Anesthetic agent
Buprenorphine(0.03 mg/mL) Patterson Veterinary 07-891-9756 Pain relief agent
Carprofen Patterson Veterinary 07-844-7425 antibiotic agent
Purdue Products Betadine Surgerical Scrub Fisher Scientific 19-027132 for sterilizing skin
Dukal Gauze Sponges Fisher Scientific 22-415-490 for sterilizing skin
Decon Ethanol 200 Proof Fisher Scientific 04-355-450 for sterilizing skin
1 mL NORM-JECT HENKE SASS WOLF D-78532 for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection
10 mL Syringe TERUMO REF SS-10L for saline injection
Artificial Tears Eye Ointment Webster Veterinary 07-870-5261 provent eyes from dry
Antiobiotic Ointment Webster Veterinary 07-877-0876 provent surgery cut from infection
Cotton Tipped Applicators Fisher Scientific 1006015 stop bleeding
Instrument Sterilizer Fine Science Tools 18000-50 for sterilizing surgery tool
Fine Forceps Fine Science Tools 11223-20 grasp tissue
Scalpel Fine Science Tools 10003-12 skin cut
Scalpel Blade #15 Fisher Scientific 10015-00 skin cut
Hemostat Fine Science Tools 13004-14 stop bleeding
Rongeur Fine Science Tools 16021-14 laminectomy
Agricola Retractor Fine Science Tools 17005-04 keep the surgery view open
Fine scissors Fine Science Tools 14040-10 for muscle seperated from spine
Sterile sutures Fine Science Tools 12051-10 skin closure
Mouse Vertebral stabilizer Louisville Impactor System N/A Stabilize and expose the vertebra
LISA Louisville Impactor System N/A Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Young, W. Spinal cord contusion models. Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).
  2. Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment. Exp. Neurol. 88, (1), 123-134 (1985).
  3. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. J. Neurotrauma. 9, (2), 126-128 (1992).
  4. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device. J. Neurotrauma. 20, (2), 179-193 (2003).
  5. Stokes, B. T. Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device. J. Neurotrauma. 9, (2), 129-134 (1992).
  6. Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 411-422 (2009).
  7. Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 433-448 (2009).
  8. Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 423-433 (2009).
  9. Sances, A., et al. The biomechanics of spinal injuries. Crit. Rev. Biomed. Eng. 11, (1), 1-76 (1984).
  10. Zhang, Y. P., et al. Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences. J. Neurotrauma. 25, (10), 1227-1240 (2008).
  11. Walker, M. J., et al. A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury. J. Vis. Exp. (95), (2015).
  12. Allen, A. R. Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report. J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).
  13. Jakeman, L. B., et al. Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse. J. Neurotrauma. 17, (4), 299-319 (2000).
  14. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg. Neurol. 10, (1), 38-43 (1978).
  15. Zhang, Y. P., et al. Controlled cervical laceration injury in mice. J. Vis. Exp. (75), (2013).
  16. Ma, Z., et al. A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey. Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics