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Analyse cinématique démarche plan sagittal chez les souris C57BL/6 soumis à MOG35-55 induit une encéphalomyélite auto-immune expérimentale

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Neuroscience

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Summary

Analyse de la démarche cinématique dans le plan sagittal donne des informations très précises sur la façon dont le mouvement est exécuté. Nous décrivons l’application de ces techniques pour identifier les déficits de la démarche pour les souris soumises à demyelination autoimmun-négociée. Ces méthodes peuvent également être utilisées pour caractériser les déficits de la démarche pour les autres modèles de souris mettant en vedette la locomotion avec facultés affaiblies.

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Fiander, M. D., Chedrawe, M. A., Lamport, A. C., Akay, T., Robertson, G. S. Sagittal Plane Kinematic Gait Analysis in C57BL/6 Mice Subjected to MOG35-55 Induced Experimental Autoimmune Encephalomyelitis. J. Vis. Exp. (129), e56032, doi:10.3791/56032 (2017).

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Abstract

Analyse de la démarche cinématique dans le plan sagittal a fréquemment été utilisé pour caractériser les déficits moteurs dans la sclérose en plaques (MS). Nous décrivons l’application de ces techniques pour identifier les déficits de la démarche dans un modèle murin de la SP, appelé encéphalomyélite allergique expérimentale (EAE). Déficits moteur et de la paralysie chez des souris soumises à l’EAE sont généralement évalués à l’aide d’une grille de cotation clinique. Cependant, cette échelle donne seulement des données ordinales qui sont avare d’information sur la nature précise des déficits moteurs. Gravité de la maladie EAE a également été évaluée par rotarod performance, ce qui donne une mesure de coordination motrice générale. En revanche, l’analyse cinématique démarche du membre postérieur dans le plan sagittal génère des informations très précises sur comment le mouvement est altérée. Pour exécuter cette procédure, les marqueurs réfléchissants sont placés sur un membre postérieur pour détecter les mouvements conjoints même si une souris est marchant sur un tapis roulant. Logiciel d’analyse de mouvement sert à mesurer le mouvement des marqueurs lors de la marche. Les paramètres cinématiques démarche proviennent alors les données résultantes. Nous montrons comment ces paramètres de démarche peuvent être utilisés pour quantifier les visuels des mouvements des articulations hanche, du genou et la cheville dans l’EAE. Ces techniques peuvent être utilisées pour mieux comprendre les mécanismes de la maladie et d’identifier des traitements potentiels pour MS et autres maladies neurodégénératives qui entravent la mobilité.

Introduction

Allure est une série de mouvements répétitifs des membres pour atteindre la locomotion. Démarche se compose de cycles de l’étape, qui sont divisés en deux phases : la phase d’appui, c'est-à-dire lorsque le pied se déplace vers l’arrière sur le terrain afin de propulser le corps vers l’avant ; et la phase pendulaire, où le pied est large vers l’avant au sol et émouvant. Troubles de la marche sont caractéristiques de la marque de fabrique de nombreuses maladies neurodégénératives, comme la moelle épinière (SCI), sclérose en plaques (SEP), sclérose latérale amyotrophique (SLA), maladie de Parkinson (MP) et accident vasculaire cérébral ; les modèles précliniques de rongeurs de ces troubles souvent récapitulent leurs allures respectives déficiences1. Les mécanismes de base du contrôle de la locomotion chez les souris ont été intensivement étudiée2,3. En outre, il y a des modèles murins de nombreux troubles neurologiques humain4. Analyse de la démarche chez la souris est donc une approche intéressante pour mesurer des aspects multiples des déficits moteurs qui ont connu les corrélats anatomiques. L’étude de la marche dans des modèles murins peut-être apporter un éclairage sur les bases neuropathologiques des déficits locomoteurs dans les troubles neurodégénératifs et permettre l’identification des traitements potentiels.

Quelques techniques qui ont été utilisées pour mesurer la démarche chez les rongeurs comprennent l’inspection visuelle (par exemple, le Basso souris échelle5 et plein champ test6) et l’analyse de la démarche du plan ventral7. Plus récemment, les méthodes d’évaluation plan sagittal cinématique des mouvements du membre postérieur ont gagné en popularité car elles offrent plus d’informations sur l’exécution du mouvement et par conséquent sont plus sensibles aux changements subtils dans la démarche8, 9 , 10 , 11. cinématiques techniques mises au point pour étudier le mouvement du membre postérieur dans le plan sagittal en marchant sur un tapis roulant9,12 ont été intensivement étudiés dans le cadre de la SCI, ALS, traumatismes corticales, accident vasculaire cérébral, et La maladie de Huntington8,9,10,11,13,14,15,16. En revanche, ces techniques ont vu une utilisation limitée dans l’étude des déficits locomoteurs pour modèles murins de la sclérose en plaques,17.

Encéphalomyélite allergique expérimentale (EAE) est le modèle de souris plus couramment utilisés de MS18. Les deux principales méthodes d’induction d’EAE se fait par l’inoculation active ou passive. Dans l’EAE active, les souris sont immunisées avec des antigènes de la myéline, causant neuroinflammation de médiée par les lymphocytes T autoréactifs et la démyélinisation dans la moelle épinière et le cervelet. EAE passive, en revanche, est induite par le transfert de cellules autoréactives T d’une souris avec EAE active à une naïve souris19. Comme décrit ailleurs, l’évolution de la maladie et la neuropathologie sont influencés par l’antigène du système nerveux central (SNC) et la souche de souris20,21,22,23,24 ,,25. Dans les expériences de l’EAE, souris témoins sont injectées avec adjuvant complet de Freund (ACF) sans l’antigène de la myéline. EAE se caractérise par ascendante paralysie qui commence par la faiblesse de la queue et peut pouvoir impliquer les membres antérieurs, ce qui entraîne une ataxie et une paralysie20. Nous avons récemment caractérisé démarche changements chez les souris C57Bl/6 soumis à la glycoprotéine de myéline oligodendrocyte 35-55 (MOG35-55)-induced EAE. Ces études ont montré la démarche analyse comme étant supérieure à une analyse comportementale classique parce que les déviations du mouvement de la cheville normale sont fortement corrélées avec le degré de perte de substance blanche dans la moelle épinière lombaire de l’EAE souris26. En revanche, la force de la corrélation entre la perte de substance blanche et deux autres mesures comportementales traditionnelles (score clinique et rotarod) était beaucoup plus faible de26.

Nous décrivons ici l’utilisation de l’analyse de la démarche cinématique pour détecter les déficits de mouvement dans le plan sagittal de souris EAE marchant sur un tapis roulant. Cinq marqueurs réfléchissants ont été placés sur un membre postérieur pour identifier les mouvements de la hanche, du genou et articulations de la cheville dans les enregistrements vidéo à haute vitesse. Logiciel d’analyse de mouvement a été utilisé pour extraire des données cinématiques sur excursions mixtes. Les auteurs discutent l’utilité de ces techniques pour quantifier les déficits de mouvement pour le modèle de35-55 MOG de l’EAE. Ces techniques s’appliquent également à l’étude des déficits de la marche chez les autres modèles murins de maladies neurodégénératives.

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Protocol

le présent protocole est selon le Canadian Council on Animal Care directives et a été approuvé par le Comité de l’Université Dalhousie sur animaux de laboratoire.

1. construire des marqueurs réfléchissants :

  1. à l’aide d’une perforatrice à main, coup de poing le nombre désiré de petits cercles sur une feuille de papier réfléchissant. Chaque animal nécessite 5 marqueurs pour un seul enregistrement ; deux grands et trois petits marqueurs.
  2. à l’aide des ciseaux, faire une coupe droite qui s’étend du périmètre au centre du cercle.
  3. Enlever le papier protecteur du marqueur pour révéler la surface adhésive. À l’aide de pinces fines, tenez le marqueur fermement et curl dedans sur lui-même à l’aide de votre doigt pour obtenir une forme de cône. Pour faire un petit marqueur, curl étroitement le cône. Pour faire un grand marqueur, curl le cône souplement.
  4. à l’aide d’un pistolet à colle à main, remplissez l’intérieur du marqueur en forme de cône avec de la colle en saisissant la pointe du cône avec une pince et adhérer au marqueur d’un morceau de carton plat. La colle n’empêchera le marqueur de s’effondrer et de flexion pendant l’enregistrement afin d’assurer une réflexion optimale de la lumière. Lorsque la colle est sèche (environ 10 min), retirer le marqueur de la partie cartonnée avec un scalpel ( Figure 1 a).

2. Préparer l’Animal pour l’enregistrement

  1. anesthésier la souris au gaz isoflurane (2,5 % ; 2 litres/min O 2) en plaçant la souris dans une chambre à induction. Une fois que la souris est inconsciente, placez-le dans un cône de nez placé sur un chauffage couverture recirculation de l’eau. Le but d’anesthetization est d’immobiliser la souris pour le placement du marqueur ; la procédure n’est pas douloureuse. Par conséquent, profondeur de l’anesthésie n’a pas besoin d’être évalué.
  2. Appliquer un lubrifiant oculaire topique pour les deux yeux.
  3. Raser le postérieur désiré à l’aide de tondeuses électriques. Commencer à la cheville et s’étendre à la colonne vertébrale et le bas des côtes ; assurer aucune fourrure n’est laissé comme cela gênera adhérence marqueur.
    Remarque : Ici, le membre postérieur droit a été enregistré ; Toutefois, chaque membre postérieur peut être utilisé.
  4. à l’aide d’un marqueur permanent, indiquer l’emplacement de la crête iliaque et l’articulation de la hanche. La crête iliaque est juste en dessous de la partie inférieure des côtes et est facilement palpable en réunissant les genoux sous la souris ' corps de s.
    Remarque : L’articulation de la hanche peut être trouvée en flexion et extension de la jambe pour trouver le point d’articulation du bassin et du fémur.
  5. Using fine pince, saisir l’extrémité pointue d’un petit marqueur et trempez la base dans la colle adhésive à action rapide, ou une alternative équivalente. Placer le marqueur sur la pointe du quatrième doigt et maintenez en place pendant 2-3 s pour laisser la colle sécher. Placez les deux autres marqueurs petits sur l’articulation métatarsophalangienne et de la cheville de la même manière ( Figure 1 b).
  6. Placer les gros marqueurs sur la crête iliaque et l’articulation de la hanche ( Figure 1 b) de la même manière que les petits marqueurs.
  7. Supprimer la souris de la coiffe et transférer immédiatement à la salle d’enregistrement à l’aide d’une cage de transfert. Placez votre souris sur le tapis roulant stationnaire et permettre un rétablissement complet de l’anesthésie.

3. Enregistrement de la démarche

  1. préalable à l’enregistrement de la souris ' démarche s, prenez une image d’un bloc d’étalonnage avec des dimensions connues sur le tapis roulant.
    Remarque : Ceci permettra les pixels dans la vidéo à convertir aux mesures réelles. L’appareil doit être placé environ 120 cm à partir du tapis roulant.
    1. Position de la caméra à la même hauteur et le niveau du tapis roulant. Maintenir la même position de la caméra pour les enregistrements après l’image de calibration.
  2. Une fois que la souris a complètement récupéré de l’anesthésie, mettre le tapis roulant à une vitesse lente (5 cm/s) pour laisser la souris commencer à marcher. S’assurer que la direction de ceinture de tapis roulant est telle que les repères sur la souris sont face à la caméra.
  3. Augmentation du tapis de course vitesse progressivement jusqu'à 20 cm/s ; il s’agit de la vitesse idéale pour une démarche cohérente plus chez la souris.
    Remarque : Même s’il est idéal d’avoir toutes les souris marche à la même vitesse, certains peuvent être incapables d’atteindre systématiquement cette vitesse.
    1. Si la souris est incapable de marcher à 20 cm/s, réduire la vitesse si nécessaire et n’oubliez pas de prendre note de cela. Réduire la vitesse du tapis roulant jusqu'à l’obtention d’étape cohérente cycles sont.
      Remarque : L’analyse ultérieure des données peut ajuster des différences de vitesses de.
  4. Begin, enregistrements vidéo, une fois que la souris se promène régulièrement (c.-à-d. marcher à un rythme cohérent, ne pas d’élevage ou tissage côte à côte). Continuer d’enregistrer jusqu'à 8 à 12 étape consécutive cycles ont été enregistrées. Pour chaque vidéo, record enregistré la vitesse du tapis roulant et le côté de la souris.
  5. Une fois l’enregistrement terminé, éteignez le tapis roulant et regagner sa cage de la souris. Nettoyez le tapis roulant soigneusement entre les enregistrements comme parfums laissés par les autres souris peuvent modifier le comportement des souris entrants. Pour réduire le stress et les dommages de la peau, ne pas enlever les marqueurs ; permettre aux souris pour les supprimer de leur propre chef.

4. Analyse

  1. traiter les vidéos en utilisant le logiciel d’analyse de mouvement.
    Remarque : Dans nos expériences, nous avons utilisé des scripts personnalisés conçus pour les logiciels d’imagerie et statistiques (voir Table des matières) qui ont été écrits par le Dr Nicolas Stifani. Les étapes suivantes sont effectuées en utilisant le logiciel d’analyse de mouvement sélectionné.
    1. Extrait les coordonnées en pixels des marqueurs des vidéos et à l’aide de la vidéo de calibration, transformer les valeurs des pixels à centimètres et calculer les angles articulaires chaque membrure.
    2. Identifier le début et la fin de chaque cycle d’étape, ainsi obtenir des informations sur la durée de l’étape et la durée.
    3. Normaliser l’étape durée du cycle de 200 cadres normalisés, tels que swing et position sont représentées respectivement par 100 images,.
  2. Utiliser les cadres normalisés, calculer les paramètres cinématiques pour l’analyse de données à l’aide du tableur (voir Table des matières).
    1. à établir l’angle moyen d’une articulation particulière, prendre la moyenne de tous les angles dans un cadre normalisé comme :

      Remarque : ici, x représente la valeur d’angle à une donnée normalisée cadre et n représente le numéro du cadre normalisé.
    2. à établir l’amplitude des mouvements d’une articulation particulière pour une souris donnée, soustraire le plus petit angle sous l’angle plus important dans un ensemble d’images normalisés comme suit :
      Gamme de mouvement = Angle maximal - Angle minimal.
      Remarque : Ici Angle maximal et Angle minimal sont les angles plus grands et le plus petits atteints respectivement dans le cycle de l’étape normalisée,.
    3. D’établir la différence de RMS, soustraire tout d’abord l’angle moyen de chaque point expérimental de temps de l’enregistrement de base. Ensuite, forme carrée chaque différence, prendre la moyenne des valeurs tout au carré et racine carrée la moyenne. L’équation est la suivante :

      Remarque : ici représente l’angle moyen de la ligne de base d’enregistrement ; y représente l’angle moyen de chaque point de temps expérimental ; n représente le nombre d’images normalisées. Moyenne quadratique (RMS) différence est une mesure utilisée pour évaluer l’écart par rapport à la démarche des enregistrements de base.
  3. Utiliser les graphiques scientifiques et logiciel de statistiques pour analyser et présenter les données (voir la Table des matières).

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Representative Results

La figure 1 est une représentation schématique de la procédure utilisée pour l’analyse de la démarche de cinématique. Tout d’abord, réfléchissants feutres sont faites et placées sur une souris a 5 points anatomiques. Démarche est ensuite enregistré tandis que la souris marche sur un tapis roulant. Logiciel d’analyse de mouvement est utilisé pour extraire des données cinématiques pour analyse ultérieure.

Figure 2 a -C représentent le cycle de l’étape d’un contrôle de la souris CFA pour les hanche, du genou et la cheville angles articulaires enregistrées à trois sessions consécutives enregistrement espacées d’une semaine d’intervalle. Le chevauchement entre les formes d’onde montre une déviation minime dans les cycles d’étape lors de sessions 1-3. Figure 2D F - représenter le cycle de l’étape d’une deuxième souris CFA de contrôle qui affiche une plus grande variabilité de marche de l’enregistrement des séances 1 à 3. Bien que les cycles d’étape sont déplacées le long de l’axe des ordonnées, la forme de l’onde reste cohérente entre les enregistrements. Ce niveau de variabilité est typique pour la souris marche.

Figure 3 a -C représentent le cycle de l’étape d’une souris avec EAE enregistré sur trois sessions d’enregistrement consécutif. Il y a des changements minimes dans la démarche de la première à la deuxième session d’enregistrement, mais de la troisième session, la démarche a été profondément altérée aux trois articulations. La hanche, un aplatissement important au cours du cycle de l’étape a eu lieu, indiquant une perte importante du mouvement. Le genou est devenu un poids plus fléchi et moins capable d’étendre et de soutenir le corps de l’animal. Les mouvements de l’articulation de la cheville ont été également substantiellement modifiées. Dorsiflexion du pied et la flexion plantaire sont retardées pendant les phases de la posture (panneau vert) et le swing (panneau blanc). Ces déficits sont révélateurs de la faiblesse musculaire à cette articulation comme l’animal est altérée dans sa capacité à soulever son pied au cours de la phase pendulaire et propulser le corps vers l’avant durant la phase d’appui.

Les données suivantes présentées dans la Figure 4 ont été republiées de Fiander et al. (2017) 26 avec permission. Les données ont été analysées à l’aide unidirectionnel ANOVA à mesures répétées avec Holm-Sidak test de comparaisons multiples pour comparer tous les points dans le temps au niveau de référence26. L’angle moyen (Figure 4 a et Figure 4), amplitude (Figure 4 b et 4E Figure) et différence de RMS (Figure 4 et Figure 4F) ont été calculés à chaque instant pour quantifier la démarche déficits (n = 8 par groupe). Dans la présente expérience EAE, l’apparition des scores cliniques était 14 DPI, ce qui est après la deuxième semaine d’enregistrement. Souris CFA ont montré aucun changement dans l’angle du genou moyen (Figure 4 a) ou du genou différence RMS (Figure 4), mais montrent une légère augmentation de l’amplitude du genou [F(2,7) = 5.871, p = 0,0083], sur les DPI 16 et 30 par rapport à la ligne de base ( Figure 4 b). Ce petit changement peut refléter la douleur résultant de l’injection de CFA. Par contraste avec les animaux de la CFA, il y avait des changements importants au niveau du genou conjointe pour animaux EAE pour l’angle moyen [F(6,7) = 11.08, p < 0,0001] (Figure 4), amplitude du mouvement [F(6,7) = 14.42, p < 0,0001] (Figure 4E) et RMS différence (Figure 4F). La pente moyenne est significativement réduite, indiquant que EAE souris ont eu leurs genoux fléchis plus durant la marche. Cela peut être le signe d’une faiblesse musculaire, que les animaux n’ont pu étendre leurs articulations de genou pour soutenir leur poids corporel. L’amplitude du mouvement est également diminuée, encore une fois probablement en raison de l’incapacité des animaux pour étendre l’articulation du genou. L’augmentation importante du genou différence RMS indique que les mouvements de l’articulation du genou chez les souris EAE étaient très différents de leur enregistrement de base.

Les données à la Figure 5 ont été analysées à l’aide aller simple ANOVA à mesures répétées avec la Sidak Holm-test de comparaisons multiples qui a comparé la démarche des valeurs de paramètres à des scores cliniques de 0,5 - 3.5 à ceux détectés à un score clinique de 0. Analyse de corrélation a également été effectuée à l’aide de rho de Spearman (ρ). L’angle du genou moyen (Figure 5 a), amplitude des mouvements (Figure 5 b) et la différence de RMS (Figure 5) étaient fortement corrélés avec des scores cliniques (p < 0,001). Ces corrélations entre les mouvements de l’articulation et la cotation clinique classique étayer la validité de l’analyse cinématique démarche pour évaluer les déficits moteurs pour souris EAE. Amplitude du genou (Figure 5 a) et différence de RMS (Figure 5) ont été diminuées, partant d’un score clinique de 2.0 (p< 0,05). Ces résultats suggèrent que les mouvements du genou avec facultés affaiblies ne contribuent pas à des déficits moteurs détectés par des scores cliniques inférieurs à 2.0. Cependant, angle moyen du genou (Figure 5 b) a été diminuée, partant d’un score clinique de 1.0 (p< 0,05). Ceci suggère que, pour le mouvement du genou, angle moyen est le plus sensible des trois mesures.

Figure 1
Figure 1 : Schéma cinématique démarche d’enregistrement avec la souris. Une fois que les marqueurs réfléchissants sont faits, ils sont placés sur la crête iliaque, articulation de la hanche, cheville, articulation métatarsophalangienne et le bout de la quatrième chiffre. Démarche est enregistré par une caméra à haute vitesse tandis que la souris marche sur un tapis roulant. Logiciel d’analyse de mouvement est utilisé pour extraire les paramètres de la démarche pour une analyse ultérieure. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Exemple d’étape cycle de signaux dans deux souris de contrôle qui ont reçu les CFA
Le fond blanc et vert représente la phase swing et position, respectivement. Pour souris 1, la hanche (A), genou (B), cheville (C) étape cycle de formes d’ondes et se chevauche dans les 3 sessions consécutives enregistrement espacées d’une semaine d’intervalle. Pour souris 2, la hanche (D), genou (E) et étape de cheville (F) cycle dévient des formes d’onde légèrement les uns des autres en raison de la variabilité inhérente au comportement de marche. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3Figure 3 : Signaux cycle étape chez les souris avec EAE. Le fond blanc et vert représente respectivement, phase de swing et de position, pour trois sessions d’enregistrement consécutifs espacées d’une semaine d’intervalle. 3 sessions d’enregistrement derd , la hanche (A), genou (B) et de la cheville (C) des formes d’ondes sont considérablement changés en raison de la progression de la maladie EAE. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Angle moyen, amplitude et quadratiques moyennes de racine sont utilisés pour analyser les données cinématiques. Angle moyen, amplitude des mouvements et des différences de RMS ont été calculés pour quantifier les déficits moteurs chez les souris de l’EAE. L’angle du genou moyen (A), l’amplitude (B) et RMS (C) pour les souris CFA demeure relativement constant. Souris avec EAE ont montré l’angle moyen de genou avec facultés affaiblies (D), (E), et de RMS (F). Données sont exprimées en moyenne ± écart-type ; p< 0,05, ** p< 0,01, *** p< 0,001, décalage d’immunisation de poste de jour (DPI) -2 ; # p < 0,05, différence de déficit de pointe. Tiré à part de référence 26 avec la permission des éditeurs originaux. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 . Angle du genou moyen, amplitude et différence de RMS sont en corrélation avec le score clinique
Analyse de corrélation a été effectuée entre trois mesures cinématiques des mouvements du genou et des scores cliniques pour comparer les deux méthodes. L’angle du genou moyen (A), (B), et de différence de RMS (C) étaient fortement corrélés avec des scores cliniques. L’amplitude du genou et différence de RMS a diminué en commençant à un score clinique de 2.0, tandis que l’angle du genou moyen a été réduit plus tôt à un score clinique de 1.0. Données sont exprimées en moyenne ± écart-type ; p< 0,05 différence de cliniques score 0,0. Pour rho de Spearman (ρ), *** p< 0,001. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Chez les souris avec EAE, deux principales méthodes de mesure des déficits moteurs sont score clinique et tombent la latence d’un rotarod27,28. Ces techniques présentent plusieurs limites. Bien que pratique et largement utilisé, score clinique est limité en dégageant des données au niveau ordinales uniquement, ce qui signifie que l’ampleur des différences entre les résultats cliniques ne sont pas connus. Score clinique souffre également de l’impossibilité de fournir des informations précises sur la nature des déficits moteurs. Le test rotarod améliore certaines limitations de la notation cliniques, mais seulement des mesures générale coordination motrice et ne mesure pas les aspects spécifiques de la marche.

À titre de comparaison, l’analyse cinématique démarche fournit des mesures sensibles sur des aspects spécifiques de la locomotion, notamment la gamme des angles de mouvement et de la moyenne à diverses articulations. Des déficits subtils dans les mouvements de l’articulation hanche et du genou pour souris EAE MOG35-55 ont été décelés à DPI9, environ 5 à 9 jours avant l’apparition des symptômes cliniques ou rotarod déficits26. Ces déficits ont persisté malgré une rémission complète des signes cliniques et ont été observées en l’absence de rotarod déficits26. Ce qui est important, avec facultés affaiblies mouvements cheville telle que mesurée par la différence de RMS en corrélation extrêmement bien avec perte de substance blanche dans la moelle épinière26.

Plusieurs points méthodologiques méritent une mention particulière : 1) mise en place précise et cohérente des marqueurs mixtes est crucial - l’articulation de la hanche et la crête iliaque doivent être soigneusement identifiés par les palpitations ; 2) il est nécessaire d’obtenir des enregistrements de 8 à 12 cycles d’étape. Avec une moyenne de ces cycles étape produit un cycle étape moyenne représentative qui peut être analysé plus loin ; 3) conditions d’éclairage optimale doivent être établies pour s’assurer que les marqueurs sont clairement visibles dans les enregistrements. Si les marqueurs ne sont pas allumés correctement, cela peut rendre la numérisation des vidéos un processus laborieux, comme de nombreux programmes d’analyse de mouvement ne pourront pas suivre les marqueurs, nécessitant le suivi manuel.

Une autre limite de cette technique est que c’est beaucoup de travail. Par exemple, pour enregistrer et analyser les données d’un groupe de 10 souris, nous estimons que l’ensemble du processus prend environ 7,0 et 9,0 heures (h). Faire 50 marqueurs (5 par souris) prend environ 2,0 h. souris enregistrement marche comportement peut être faite seul ou dans une paire. Travaillant seul, il faut environ 25 min par souris, tout en travaillant dans une paire prend environ 10 min par souris ; par conséquent, enregistrement 10 souris peut prendre de 1,5 h (paire) à 4,0 h (solo). Enfin, l’analyse des données et graphiques prennent environ 3,5 h. Bien que cette technique est beaucoup de travail, nous croyons que les idées potentielles dans les mécanismes de la maladie offertes par analyse cinématique démarche justifie cet investissement. Bons comportements corrélats de la pathologie de la maladie est utile comme mesures en série peuvent être prélevés sur une souris vivante non invasive. Compte tenu de la proche corrélation parfaite entre la cinématique de la cheville et de la moelle épinière lombaire matière blanche perte26, cette méthode peut être utilisée pour déterminer le profil temporel de la démyélinisation et remyélinisation chez les souris EAE au cours d’une expérience, ce qui permet récupération à évaluer.

Analyse de la démarche est compliquée par une paralysie sévère qui limite les mouvements des membres postérieurs. Cependant, même gravement paralysé souris (score clinique > 3.0) sont souvent capables de se déplacer dans une certaine mesure. Dans ces cas, les membres antérieurs sont utilisés pour tirer l’animal vers l’avant, et un mouvement du membre postérieur produit qui peut être mesurée par analyse cinématique démarche. Même dans ces cas graves, il est toujours possible de mesurer le rétablissement de la fonction du membre postérieur au fil du temps. Seulement dans les cas très graves (20 % des animaux avec des scores cliniques > 3.5 à la maladie de pic, DPI 16-23) avons nous été incapables d’obtenir des enregistrements utiles du mouvement du membre postérieur. Néanmoins, ces animaux retrouver habituellement une fonction membre postérieur par 30 DPI, ce qui permet des enregistrements significatifs d’obtenir à ce moment.

Une application future de cette technique est couplage de données cinématiques avec des enregistrements électromyographiques simultanés des membres postérieurs au cours de la locomotion. Cette technique a été faite dans des modèles murins de la SLA et la SCI et peut être utilisée pour élucider la relation entre l’activité des muscles, innervation et l’allure. Cette technique pourrait également être associée à la plus ciblée des modèles de MS et de la démyélinisation qui peut produire des déficits plus allure discrète, y compris focal EAE modèles29,30 ou démyélinisation induite par cuprizone31.

Les techniques que nous avons décrit pour la mesure des mouvements de l’articulation chez des souris EAE peuvent également être appliqués à d’autres troubles qui entravent la démarche. Les changements distincts dans la démarche ont été signalés pour des modèles de souris de PD, SCI, ALS et AVC8,9,10,11,13,14. Par exemple, modèles de rongeurs du PD sont caractérisent par la longueur des enjambées réduite et de la vitesse, aboutissant à une cadence élevée pour maintenir la marche vitesse32. Analyse cinématique démarche a donc fournit des outils puissants de comportements pour élucider les mécanismes de la maladie et d’identifier des traitements potentiels à l’aide de ces modèles.

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Disclosures

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Nous tenons à remercier Sid Chedrawe son assistance technique pour le tournage. Ce travail a été financé par la MS Society of Canada (2983 EGID).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Camera Nikon Nikon D750 Used to film the video
Reflective tape B&L Engineering MKR-Tape-2
Fine scissors Fine Science Tools 15023-10
Forceps Fine Science Tools 11252-20
Glue gun Craftsmart E231647
scalpel handle #4 Roboz R5-9884
Scalpel Blade No.10 Feather 2020-12
C57BL/6 mice Charles River Laboratories
Anesthetic machine EZ Anesthesia EZ-AF9000 Auto Flow System
Recirculating water heating blanket Androit HTP-1500
topical eye lubricant Refresh DIN00210889
Shaver Oster 78997-010
High speed camera Fastec Fastec IL3-100
High power light Smith Victor Corporation Model 700 SG (600 Watt quartz light, 120 Volts)
Light Stand Promaster LS1
Treadmill Custom built at the Zoological Institute, University of Cologne
Microsoft Excel 2016 Microsoft Version 2016
KinemaJ Nicolas Stifani This is a script generated for use with ImageJ
KinemaR Nicolas Stifani This is a script generated for use with Rstudio
Vicon Motus Vicon Motus Version 9.00
GraphPad Prism GraphPad Version 6.00

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Giladi, N., Horak, F. B., Hausdorff, J. M. Classification of gait disturbances: distinguishing between continuous and episodic changes. Mov Disord. 28, (11), 1469-1473 (2013).
  2. Kiehn, O. Decoding the organization of spinal circuits that control locomotion. Nat Rev Neurosci. 17, (4), 224-238 (2016).
  3. Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback. Proc Natl Acad Sci U S A. 111, (47), 16877-16882 (2014).
  4. Hafezparast, M., Ahmad-Annuar, A., Wood, N. W., Tabrizi, S. J., Fisher, E. M. Mouse models for neurological disease. Lancet Neurol. 1, (4), 215-224 (2002).
  5. Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. J Neurotrauma. 23, (5), 635-659 (2006).
  6. Tatem, K. S., et al. Behavioral and locomotor measurements using an open field activity monitoring system for skeletal muscle diseases. J Vis Exp. (91), e51785 (2014).
  7. Hetze, S., Romer, C., Teufelhart, C., Meisel, A., Engel, O. Gait analysis as a method for assessing neurological outcome in a mouse model of stroke. J Neurosci Methods. 206, (1), 7-14 (2012).
  8. Preisig, D. F., et al. High-speed video gait analysis reveals early and characteristic locomotor phenotypes in mouse models of neurodegenerative movement disorders. Behav Brain Res. 311, 340-353 (2016).
  9. Leblond, H., L'Esperance, M., Orsal, D., Rossignol, S. Treadmill locomotion in the intact and spinal mouse. J Neurosci. 23, (36), 11411-11419 (2003).
  10. Ueno, M., Yamashita, T. Kinematic analyses reveal impaired locomotion following injury of the motor cortex in mice. Exp Neurol. 230, (2), 280-290 (2011).
  11. Zorner, B., et al. Profiling locomotor recovery: comprehensive quantification of impairments after CNS damage in rodents. Nat Methods. 7, (9), 701-708 (2010).
  12. Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. J Neurosci Methods. 148, (1), 36-42 (2005).
  13. Balkaya, M., Krober, J. M., Rex, A., Endres, M. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 33, (3), 330-338 (2013).
  14. Akay, T. Long-term measurement of muscle denervation and locomotor behavior in individual wild-type and ALS model mice. J Neurophysiol. 111, (3), 694-703 (2014).
  15. Taylor, T. N., Greene, J. G., Miller, G. W. Behavioral phenotyping of mouse models of Parkinson's disease. Behav Brain Res. 211, (1), 1-10 (2010).
  16. Chen, K., et al. Differential Histopathological and Behavioral Outcomes Eight Weeks after Rat Spinal Cord Injury by Contusion, Dislocation, and Distraction Mechanisms. J Neurotrauma. 33, (18), 1667-1684 (2016).
  17. de Bruin, N. M., et al. Multiple rodent models and behavioral measures reveal unexpected responses to FTY720 and DMF in experimental autoimmune encephalomyelitis. Behav Brain Res. 300, 160-174 (2016).
  18. Steinman, L., Zamvil, S. S. How to successfully apply animal studies in experimental allergic encephalomyelitis to research on multiple sclerosis. Ann Neurol. 60, (1), 12-21 (2006).
  19. Emerson, M. R., Gallagher, R. J., Marquis, J. G., LeVine, S. M. Enhancing the ability of experimental autoimmune encephalomyelitis to serve as a more rigorous model of multiple sclerosis through refinement of the experimental design. Comp Med. 59, (2), 112-128 (2009).
  20. Bittner, S., Afzali, A. M., Wiendl, H., Meuth, S. G. Myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG35-55) induced experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in C57BL/6 mice. J Vis Exp. (86), (2014).
  21. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Induction and clinical scoring of chronic-relapsing experimental autoimmune encephalomyelitis. J Vis Exp. (5), e224 (2007).
  22. Barthelmes, J., et al. Induction of Experimental Autoimmune Encephalomyelitis in Mice and Evaluation of the Disease-dependent Distribution of Immune Cells in Various Tissues. J Vis Exp. (111), (2016).
  23. Shaw, M. K., Zhao, X. Q., Tse, H. Y. Overcoming unresponsiveness in experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) resistant mouse strains by adoptive transfer and antigenic challenge. J Vis Exp. (62), e3778 (2012).
  24. Stromnes, I. M., Goverman, J. M. Passive induction of experimental allergic encephalomyelitis. Nat Protoc. 1, (4), 1952-1960 (2006).
  25. Stromnes, I. M., Goverman, J. M. Active induction of experimental allergic encephalomyelitis. Nat Protoc. 1, (4), 1810-1819 (2006).
  26. Fiander, M. D., Stifani, N., Nichols, M., Akay, T., Robertson, G. S. Kinematic gait parameters are highly sensitive measures of motor deficits and spinal cord injury in mice subjected to experimental autoimmune encephalomyelitis. Behav Brain Res. 317, 95-108 (2017).
  27. Jones, M. V., et al. Behavioral and pathological outcomes in MOG 35-55 experimental autoimmune encephalomyelitis. J Neuroimmunol. 199, (1-2), 83-93 (2008).
  28. van den Berg, R., Laman, J. D., van Meurs, M., Hintzen, R. Q., Hoogenraad, C. C. Rotarod motor performance and advanced spinal cord lesion image analysis refine assessment of neurodegeneration in experimental autoimmune encephalomyelitis. J Neurosci Methods. 262, 66-76 (2016).
  29. Sasaki, M., Lankford, K. L., Brown, R. J., Ruddle, N. H., Kocsis, J. D. Focal experimental autoimmune encephalomyelitis in the Lewis rat induced by immunization with myelin oligodendrocyte glycoprotein and intraspinal injection of vascular endothelial growth factor. Glia. 58, (13), 1523-1531 (2010).
  30. Merkler, D., Ernsting, T., Kerschensteiner, M., Bruck, W., Stadelmann, C. A new focal EAE model of cortical demyelination: multiple sclerosis-like lesions with rapid resolution of inflammation and extensive remyelination. Brain. 129, (Pt 8), 1972-1983 (2006).
  31. Franco-Pons, N., Torrente, M., Colomina, M. T., Vilella, E. Behavioral deficits in the cuprizone-induced murine model of demyelination/remyelination. Toxicol Lett. 169, (3), 205-213 (2007).
  32. Goldberg, N. R., Hampton, T., McCue, S., Kale, A., Meshul, C. K. Profiling changes in gait dynamics resulting from progressive 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-induced nigrostriatal lesioning. J Neurosci Res. 89, (10), 1698-1706 (2011).

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