Traitement par vancomycine chargées de sulfate de Calcium et autogreffe osseuse dans un modèle de lapin amélioré d’Infection osseuse

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Summary

Cette étude présente un lapin amélioré modèle infecté par Staphylococcus aureus en bloquant la même quantité de bactéries présentes dans la moelle osseuse. Sulfate de calcium de vancomycine chargé et OS autogène sont utilisés pour traitement de réparation antibiotique et OS. Le protocole pourrait être utile pour l’étude de l’infection osseuse et la régénération.

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Zhang, Y., Shen, L., Wang, P., Xi, W., Yu, Z., Huang, X., Wang, X., Shou, D. Treatment with Vancomycin Loaded Calcium Sulphate and Autogenous Bone in an Improved Rabbit Model of Bone Infection. J. Vis. Exp. (145), e57294, doi:10.3791/57294 (2019).

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Abstract

Infection osseuse résulte de l’invasion bactérienne, qui est extrêmement difficile à traiter en chirurgie clinique orthopédique et traumatique. L’infection osseuse peut entraîner inflammation soutenue, ostéomyélite et OS éventuelle non-syndiqués. Mise en place d’un modèle animal réalisable, reproductible est important à l’OS recherche infection et traitement antibiotique. Comme un modèle in vivo, le modèle du lapin est employé couramment dans la recherche d’une infection osseuse. Toutefois, des études antérieures sur lapin OS modèles infection a montré que le statut de l’infection était incompatible, car la quantité de bactéries a été variable. Cette étude présente une méthode chirurgicale améliorée permettant d’induire l’infection osseuse sur un lapin, en bloquant les bactéries présentes dans la moelle osseuse. Puis, les évaluations multi-niveaux peuvent effectuées pour contrôler la méthode de modélisation.

En général, les tissus nécrosés parage et implantation vancomycine chargées de sulfate de calcium (VCS) prédominent dans un traitement antibiotique. Bien que le sulfate de calcium dans VCS bénéficie ostéocytaires rampant et nouvelle croissance des os, des défauts osseux massifs se produisent après parage. OS autogène (AB) est une stratégie intéressante pour surmonter les défauts osseux pour le traitement des défauts osseux massifs après parage OS nécrosé.

Dans cette étude, nous avons utilisé l’os de la queue comme un os autogène implanté dans le défect osseux. La réparation osseuse a été mesurée à l’aide de micro--tomographie (micro-CT) et l’analyse histologique après les sacrifices d’animaux. Ainsi, dans le groupe VCS, OS hors-union a été obtenu régulièrement. En revanche, les zones de défectuosité osseuse dans le groupe VCS-AB ont diminué significativement. La présente méthode de modélisation décrit une méthode reproductible, faisable, stable pour préparer un modèle d’infection osseuse. Le traitement de VCS-AB a entraîné des taux inférieurs de déboîtement des os après un traitement antibiotique. Le modèle d’infection osseuse améliorée et le traitement de combinaison des VCS et OS autogène pourraient être utiles pour étudier les mécanismes sous-jacents dans l’infection et OS la régénération osseuse des applications orthopédiques de traumatologie.

Introduction

Infection osseuse résulte habituellement de bactéries ou d’autre invasion de micro-organisme après un traumatisme, fracture de l’OS ou autres maladies osseuses1. Infection osseuse peut induire un niveau élevé de destruction tissulaire de l’inflammation et l’os. Dans la clinique, staphylocoque doré (Staphylococcus aureus) est l’agent causatif prédominant de l’OS infection2,3. L’infection osseuse est douloureuse, invalidante et prend souvent un cours chronique qui est extrêmement difficile à traiter4. À l’heure actuelle, le débridement des tissus nécrosés et implantation des perles de calcium chargés à la vancomycine (VCS) ont été confirmés comme une stratégie efficace pour contrôler l’infection locale5,6. Cependant, 10 % à 15 % des patients ont connu un processus de réparation osseuse prolongée, retardée ou non syndiqués après traitement anti-infectieux7. Le grand segment d’un défect osseux est la question la plus difficile pour les chirurgiens orthopédistes. Une greffe osseuse autologue est considéré comme le remplacement optimale des os dans l’OS non syndiqués traitement8,9.

À ce jour, la plupart des études sur les os, infection et implantation osseuse autologue ont été menées dans divers genres de modèles animaux, tels que les rats, les lapins, les chiens, les porcs et les moutons10,11. Les modèles de lapin sont généralement utilisés pour les études d’infection osseuse, comme première interprétée par Norden et Kennedy en 197012,13. Dans notre étude précédente, nous avons utilisé les modèles de lapin suivant méthode de Norden, et nous avons trouvé que la quantité S. aureus injecté dans la moelle osseuse non quantifiables avec précision, comme la fuite de sang hors de la moelle osseuse a conduit à débordement de solution de bactéries.

Cet article présente une méthode chirurgicale améliorée permettant d’induire l’infection osseuse sur des lapins. À la fin de la procédure, une analyse de biochimie sanguine, un examen bactériologique et un examen histopathologique effectuées pour vérifier le modèle de l’infection osseuse. Puis, VCS a été implanté afin d’inhiber l’infection, et autogreffe osseuse a été implanté afin de promouvoir la régénération osseuse.

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Protocol

Les lapins utilisés dans la présente étude ont été traitées conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Toutes les procédures expérimentales ont été suivis par les règles de la bioéthique Comité de Zhejiang Académie de médecine traditionnelle chinoise.

1. préparation de la Suspension bactérienne

  1. Dissoudre 0,5 mg S. aureus lyophilisation poudre (ATCC 6538) 0,3 ml de milieu de culture de Luria-Bertani. Mélanger la suspension complètement.
  2. La suspension de bactéries sur des plaques de gélose trypticase soja-ensemencer et incuber les colonies bactériennes à 37 ° C pendant 16 h.
  3. Choisir une colonie bactérienne unique formant unité (UFC) et la culture en tubes de bouillon trypticase soja pendant 24 h. effectuer une sous-culture pendant environ 24 h à 37 ° C et obtenir une croissance moyenne logarithmique bactéries de phase après 16 à 18 h, lorsque la valeur de densité optique (Do) est de 0,6 à 600 nm 14.
  4. Transférer 1 mL de suspension de bactéries dans un tube à centrifuger. Centrifuger pendant 5 min à 825 x g et 4 ° C et éliminer le surnageant. Remettre en suspension et laver les bactéries avec 100 µL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) ; Répétez cette opération 3 fois. Enfin, remettre en suspension les bactéries avec 3 mL de PBS.
  5. Estimation de la concentration de bactéries à l’aide turbidimétrie15 de McFarland.
    1. Transférer 100 à 500 µL de suspension de bactéries dans un tube colorimétrique jusqu'à ce que la turbidité est équivalente à un standard de McFarland 0,5.
    2. Évaluer la turbidité par comparaison visuelle de la McFarland 0,5, lorsque la teneur en bactéries est environ 108 UFC/mL.
      Remarque : Assurez-vous que le volume de la suspension de bactéries est suffisant pour les protocoles suivants. Pour chaque lapin, le volume de suspension de bactéries est inférieur à 1 mL.
  6. Transférer 0,2 mL de la suspension bactérienne dans un plat d’agar et l’appliquer uniformément. Incuber les plaques à 37 ° C pendant 16 h. comte les colonies de bactéries pour vérifier l’UFC de suspension de bactéries.

2. Elaboration de modèles d’Infection osseuse

  1. Gardez Nouvelle-Zélande male lapins blancs, âgés de 3 mois, dans des cages individuelles, dans des conditions contrôlées par air (20 ± 1 ° C) et cycles du clair-obscur éclairage 12 h/12 h. Offre alimentation courante et l’eau du robinet tous les jours.
  2. Garantir que, au moment de l’intervention que le lapin pèse plus de 3 kg.
  3. Anesthésier lapins par injection intrapéritonéale avec pentobarbital de sodium (3 mg / 100 g de poids corporel). Assurez-vous que les lapins sont complètement anesthésiés par l’impossibilité de répondre à une pincée de patte. Difficulté des lapins sur la table d’opération au cours de la procédure de l’opération.
    Remarque : S’assurer que la modélisation durée de la procédure est moins de 1 h.
  4. Raser la région proximale tibia à l’aide d’un rasoir électrique dans le sens inverse du poil. Désinfecter la peau en appliquant une solution de polyvidone iodée.
  5. Marquer l’extrémité supérieure du tibia et la position des trous de forage pour l’injection avec S. aureus (la distance à l’extrémité supérieure du tibia est de 1,5 cm) avec stylet et le dirigeant. Assurez-vous que l’emplacement des trous perçage est au milieu du plateau tibial horizontalement (Figure 1A).
  6. Couper la peau de tibia à l’aide d’un bistouri n° 11 et pratiquer une incision de 1 cm dans le périoste (Figure 1B, C). Percer un trou de diamètre de 2 mm dans le tibia à l’aide d’une unité de forage osseuse électrique (Figure 1D).
  7. Appuyez sur les trous de diamètre 2 mm sur le plateau tibial avec un cylindre de cire osseuse de 2 mm de diamètre et 2 mm de hauteur (Figure 1E). Enlever la cire osseux détachées le long du plan horizontal du plateau tibial (Figure 1F). Vérifier que le trou de 2 mm est plein de cire de l’OS (Figure 1G).
    Remarque : Assurez-vous que les trous sont pleins de cire de l’os en vérifiant le trou avec ou sans trop plein de sang.
  8. Recoudre le périoste et la peau avec une suture chirurgicale résorbable en une suture verticale matelas pour empêcher l’animal de mâcher les sutures (Figure 1H).
  9. Injecter 1 x 108 UFC/mL de S. aureus solutions (30 µL / 100 g de poids corporel) avec un injecteur d’asepsie de 1 mL (Figure 1j’ai). Vérifiez que les aiguilles pénètrent la cire osseuse et injectent doucement la solution de S. aureus dans la moelle osseuse.
  10. Garder l’animal dans des conditions chaudes et propres pour éviter la perte de chaleur après modélisation. Surveiller la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque. Après le réveil, abritent les lapins dans des cages individuelles avec libre accès à la nourriture et l’eau.

3. évaluation du modèle d’Infection osseuse

  1. Au jour 7, 14, 21 et 28 après l’infection, placer les lapins dans le fixateur de lapin avec la tête et les oreilles à l’extérieur le fixateur.
  2. Dessiner 2 mL de sang dans les veines auriculaires dans un récipient sang anticoagulant dipotassium EDTA acid (EDTA-K2). Dessiner 1 mL de sang d’un vaisseau sanguin dans un récipient de sang. Centrifuger le sérum pendant 10 min avec une vitesse de 651 x g à la température ambiante.
    1. Déterminer les globules blancs (WBC) dans le sang entier à l’aide d’un analyseur biochimique du sang, et la protéine C - réactive (CRP) par une enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) méthode16.
  3. Au jour 7, 14, 21 et 28 après l’infection, anesthésier un lapin de modèle avec le pentobarbital sodique à la dose de 3 mg / 100 g de poids corporel. Couper la peau de tibia à l’aide d’un bistouri n° 11 et pratiquer une incision de 2 cm dans le périoste (Figure 2A).
  4. Nettoyer la cire de l’os. Débrider OS nécrosé en perçant des trous de diamètre voisin de 4,8 mm deux à l’aide d’une unité de forage osseuse électrique (Figure 2B). Débrider nécrotiques de la moelle osseuse et le tissu de granulation à l’aide d’une cuillère de l’OS (Figure 2C).
    Remarque : Nettoyer le tissu osseux pendant le débridement pour éviter le tissu osseux restant dans la moelle osseuse.
  5. Gratter et nettoyer le tissu osseux entre les deux trous (Figure 2D).
  6. Étaler 1 mL de moelle osseuse sur plaques de gélose au sang de mouton. Incuber les boîtes pendant une nuit à 37 ° C. Sélectionner les plaques de 30 à 300 colonies et calculer le nombre de colonies.
  7. À la fin de 28 jours après l’infection, extrait des spécimens de tibia sur les bords des articulations du genou et la cheville. Difficulté les spécimens de tibia dans paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 h. détartrer les spécimens de tibia dans EDTA 10 % pendant 8 semaines.
  8. Déshydrater les spécimens de tibia dans une série graduée de solutions dans l’éthanol et ensuite incorporer à la cire de paraffine. Couper les 4 sections de µm 5 consécutifs depuis les plans coronales. Tacher les sections avec un hématoxyline et éosine (H & E) coloration kit.
  9. Utiliser un microscope pour voir les sections colorées et enregistrer des images en lumière transmises avec le logiciel standard.

4. préparation des perles de VCS

  1. Ajouter 1 g de poudre de chlorhydrate de vancomycine à 9,5 g de sulfate de calcium de qualité médicale et puis ajouter 3 mL de soluté physiologique à l’alimentation mixte. Mélanger soigneusement avec une spatule pour 30 à 45 s.
  2. Placez le produit mélangé dans un moule souple gel de silice (cylindre de 4,8 mm de diamètre et de hauteur 4,8 mm) et sécher à température ambiante pour 15 min. retirer les perles de VCS en fléchissant le moule.

5. l’antibiothérapie et l’Implantation de l’OS autogène

  1. Anesthésier lapins de modèle avec le pentobarbital sodique à la dose de 3 mg / 100 g de poids corporel sur la 28e jour après l’infection. Raser la région proximale tibia à l’aide d’un rasoir électrique. Désinfecter la peau en appliquant la solution de povidone-iode.
    Remarque : S’assurer que la procédure de modélisation est moins de 1 h.
  2. Raser la région de la queue à l’aide d’un rasoir électrique et désinfecter la queue en appliquant la solution de povidone-iode.
  3. Couper la queue à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Couper la queue de peau à l’aide d’un bistouri n° 11 et révéler le coccyx. Recoudre la peau dans la région de la queue avec les sutures chirurgicales en une suture verticale matelas pour empêcher l’animal de mâcher les sutures résorbables.
  4. Supprimer n’importe quel muscle, le tissu mou et le périoste. Détacher le coccyx à chaque joint et transférer le fragment d’os dans un plat en plastique 100 mm contenant du sérum physiologique stérile.
  5. 4 morceaux de perles VCS (cylindre de diamètre 4,8 mm et 4,8 mm hauteur, vancomycine 1,25 mg par pièce de perle) l’implant dans la cavité de moelle osseuse à l’aide de la pincette courbée (Figure 2E).
  6. Remplir le défect osseux avec 8 morceaux d’OS autogènes (cylindre de diamètre 2 mm et 4 mm de hauteur par chaque pièce) en utilisant courbé pincettes (Figure 2E).
  7. Recoudre le périoste et la peau avec des sutures chirurgicales absorbables de façon matelas suture (Figure 2F).
    Remarque : Maintenir la température à 25 ° C pendant la chirurgie.
  8. Garder l’animal dans des conditions chaudes et propres pour éviter la perte de chaleur après la chirurgie. Surveiller la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque. Après le réveil, abritent les lapins dans des cages individuelles avec libre accès à la nourriture et l’eau.

6. les évaluations de l’activité antibiotique

  1. Mettre des lapins dans un fixateur de lapin et placez la tête et les oreilles à l’extérieur le fixateur à 2, 4, 6 et 8 semaines après le traitement.
  2. Prélever du sang des veines auriculaire avec des vaisseaux sanguins anticoagulant EDTA-K2. Dessiner 1 mL de sang d’un vaisseau sanguin dans un récipient de sang. Centrifuger le sérum pendant 10 min avec une vitesse de 651 x g à la température ambiante.
  3. Déterminer le nombre de globules blancs (WBC) dans le sang entier en utilisant l’analyseur de sang biochimique et protéine C - réactive (CRP) par méthode ELISA16.

7. les évaluations de la régénération osseuse

  1. Euthanasier des lapins en injectant une doses de pentobarbital sodique, à la fin de 8 ou 12 semaines après le traitement.
  2. Extrait de spécimens de tibia, le long des bords des articulations du genou et la cheville. Débrider les muscles et les fascias couches.
  3. Analyser la structure du tibia à l’aide de micro-la tomodensitométrie (micro-CT). Choisissez une zone ovale 4,8 mm de diamètre et 9,6 mm de long dans la région d’intérêt (ROI). Reconstruire les images de modèle 3D à l’aide de données bitmap.
  4. Choisissez les scores du ratio du volume de volume/tissu osseux (BV/TV), épaisseur trabéculaire (Tb.Th), nombre de trabecula (Tb.N) et de la séparation trabéculaire (Tb.Sp)from the3D modèles visant à évaluer la régénération osseuse.

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Representative Results

Évaluation du modèle d’Infection osseuse
Après infection par Staphylococcus aureus, des manifestations pathologiques de lapins ressemblaient au symptôme représentatif de l’ostéomyélite chronique dans la clinique. Dans notre étude, 30 lapins ont été infectés et soumis comme un groupe de modèles et 10 lapins ont été soumis comme des animaux témoins. Tous les lapins de modèle ont infecté des sinus du site local tibia, avec pus blanc et jaune sur les flux provenant des sinus (Figure 3A). Les résultats d’une coloration H & E indiquent que des agrégats bactériens sont situés autour des os morts dans le groupe de modèles, et ostéocytes normales ne peut pas être identifiés. Les niveaux de CRP et WBC sont supérieurs dans le groupe de modèles du groupe de contrôle (Figure 3B). Les lysats nécrotiques de la moelle osseuse sont ensemencées sur milieu gélosé, entraînant un augmentation du nombre de colonies pour le groupe de modèles après l’infection (Figure 3C). À la fin de la modélisation, il y avait 3 lapins morts en raison d’infections graves. Les lapins infectés restants ont été identifiés comme le modèle d’infection osseuse et ont été divisés en 3 groupes : modèle group, groupe de VCS et VCS-AB groupe.

Quotes-parts de l’activité antibiotique et la régénération osseuse
2, 4, 6 et 8 semaines après le traitement avec VCS ou VCS-AB, les niveaux de CRP et WBC diminuent significativement (Figure 4A). Après 12 semaines d’implantation des VCS et allogreffe osseuse, tibiales défauts du groupe AB-VCS semblaient complètement coalescents. Surfaces de plateau tibial du groupe VCS-AB sont plus plats que celui du groupe VCS. Des images de reconstruction 2D montrent une augmentation progressive de volume osseux au cours de la période de 12 semaines après le traitement avec VCS-AB et VCS, tandis que la perte osseuse est importante dans le groupe de modèle (Figure 4B). Pour analyser les indices quantitatifs de régénération osseuse, une zone ovale 4,8 mm de diamètre et longueur de 9,6 mm a été choisi comme la région d’intérêt (ROI) (Figure 4-C), et des images de modèle 3D ont été reconstruits à l’aide de données bitmap. Les index de micro-CT BV/TV dans le groupe de modèles étaient sensiblement inférieurs que dans les VCS et VCS-AB groupes. Les notes Tb.N et Tb.Th dans le groupe VCS-AB étaient significativement plus élevés que ceux dans le modèle et le groupe VCS. En outre, les scores de Tb.Sp dans le groupe VCS-AB sont nettement inférieures à celle du modèle groupes et VCS (Figure 4D).

Ces résultats suggèrent que l’infection avec S. aureus causes augmentant la WBC et la CRP dans le groupe de modèle, qui peut être diminué à l’aide des VCS. L’implantation des VCS est considérée comme le traitement antibiotique optimal. Toutefois, le défect osseux est observable dans le groupe de VCS. Le VCS et le traitement de l’OS autogène augmentent l’épaisseur de trabécules et le nombre de colonnes charnues et diminuent la séparation trabéculaire. Le traitement de VCS-AB a montré la capacité de promouvoir la guérison osseuse.

Figure 1
Figure 1 . Préparation chirurgicale du modèle infection osseuse. (A) indique les coups de poing positionner sur le tibia. La distance entre la position des trous de forage pour injection par S. aureus à l’extrémité supérieure du tibia est 1,5 cm. (B) Incision faite dans la peau d’exposer le périoste. (C) montre l’incision pratiquée à travers le périoste pour exposer le tibia. Punch (D) un trou de 2 mm de diamètre dans le tibia. (E), remplissez le trou de diamètre 2 mm plein de cire de l’os. (F) coupé de cire osseux détachées. (G) Show la cire OS remplissant le défect osseux. (H) Sew le périoste et la peau. (j’ai) Inject avec solution de S. aureus . S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 . Préparation d’un traitement antibiotique et allogreffe osseuse. (A) Incision faite dans la peau d’exposer le périoste. (B) percer deux trous adjacents 4,8 mm de diamètre. (C) débrider OS nécrosé et inflammatoires de la moelle osseuse. (D) gratter et nettoyer le tissu osseux entre les deux trous pour faire un long tour de 4,8 mm de diamètre et 9,6 mm de long. (E), remplissez le trou avec les VCS et allogreffe osseuse. (F) Sew le périoste et la peau. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 . Évaluation du modèle d’infection osseuse. (A) caractéristiques d’apparence des jambes lapin infectés par S. aureuset images typiques d’histopathologie du tibia de lapin dans les modèle et le contrôle des groupes. Flèche bleue : ostéocytaires ; la flèche Rose : OS trabécules ; flèche jaune : agrégats bactériens ; flèche verte : mort d’os. (B) le WBC et la CRP se traduit dans le sérum de lapin aux points de temps avant de modélisation, 7, 14, 21 et 28 jours après l’infection. Les colonnes représentent les moyennes ±SE, *p < 0,05 par rapport au groupe témoin. (C) le nombre de colonies bactériennes dans la moelle de tibia compté après incubation pendant la nuit. Les colonnes représentent les moyennes ±SE, *p < 0,05 vs la colonie compte à jours 0. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 . Quotes-parts de régénération osseuse activité antibiotique. (A) les résultats de la WBC et de la CRP dans le sérum de lapin aux points de temps de 2, 4, 6 et 8 semaines après l’implantation de VCS et VCS-AB, les points représentent la moyenne ±SE, #p < 0,05 et *p < 0,05 par rapport au groupe de modèle. (B) la section coronale images du tibia analysés par micro-c. (C) l’emplacement du ROI. Volume de volume/tissulaire (D), le spectacle des histogrammes l’OS (BV/TV), l’épaisseur trabéculaire (Tb.Th), nombre de trabecula (Tb.N) et des scores de séparation trabéculaire (Tb.Sp) du ROI de cinq lapins par groupe. Les colonnes représentent les moyennes ±SE, *p < 0,05 vs le groupe de contrôle ou le groupe de modèles. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 . La chronologie de toutes les procédures. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Dans les études précédentes, différents types de modèles animaux ont été construits afin d’étudier les deux infections aiguës et chroniques des os ; Cependant, la recherche de modèle idéal persiste17,18. En outre, le modèle d’infection osseuse idéale est censé simuler les caractéristiques pathologiques de l’infection osseuse dans un contexte clinique, tandis que les périodes de modélisation, de rester faible coût et facile à réaliser. Jusqu’ici, le modèle d’infection osseuse lapin est le modèle le plus courant dans la recherche sur les maladies osseuses inflammatoires comme les lapins sont disponibles, réalisables et peu coûteux. Dans notre étude précédente, nous avons comparé les taux de mortalité et le taux d’infection de lapins avec différents poids de corps. Les résultats ont montré que le poids du corps doit être plus de 3 kg ; Sinon, il y aurait un taux de mortalité élevé ou un taux élevé de haematosepsis et un taux de mortalité plus élevé après la chirurgie.

Contrairement aux études antérieures, le lapin OS infection modèles et un traitement antibiotique dans notre étude sont compatibles avec les caractéristiques pathologiques de la maladie humaine et le traitement chirurgical. Dans l’étude précédente, animaux injectés avec morrhuate de sodium et de S. aureus n’avaient pas statut pathologique plus de 60 jours. En outre, le taux de mortalité a été plus que 20 %12,19. Le débordement de solution de S. aureus de défauts osseux avait prouvé d’induire un taux faible d’infection. Nous avons utilisé de la cire de l’OS pour combler le trou de 2 mm sur le tibia, afin de bloquer la solution de S. aureus dans la moelle osseuse et veillé à ce que les trous étaient pleins de cire de l’os en vérifiant le trou avec ou sans trop plein de sang. Comme l’épaisseur d’un tibia de lapin 2 mm, nous avons appuyé sur un cylindre de 2 mm de diamètre et 2 mm de hauteur osseuse cire dans les trous de diamètre 2 mm, qui a assuré la cire osseuse remplie le trou et ne pourrait pas s’infiltrer dans la moelle osseuse. En outre, comme la cire osseuse était souple et stable, il rempli les trous et ne pourrait pas fondre ou réagir avec la moelle osseuse. Dans notre étude, au 28ème jour après l’infection, la cire osseuse était toujours complete et rempli les trous complètement. Comme le poids des lapins ont été plus de 3 kg et moins de 3,2 kg, le volume de la suspension de la bactérie était 900 µL à 960 µL. En raison de la faible vitesse d’injection et la fonction de blocage de la cire de l’os, ce volume de suspension de la bactérie pourrait être injecté dans la moelle osseuse sans haute pression. Les résultats ont montré que ce protocole garantit la quantité S. aureus infecté dans la moelle osseuse. Un trou de 2 mm de diamètre a été frappé dans le tibia pour s’assurer que la distance à l’extrémité supérieure du tibia est de 1,5 cm, qui localise le trou situé sur le plateau tibial, s’assurant une place suffisante pour débrider et perles de VCS et autogreffe osseuse dans le traitement suivant de l’implant. Pendant le processus de modélisation, 3 lapins sont morts à cause de l’infection grave. Les lapins sont demeurées identifiée comme étant de lapins infection osseuse, et le taux d’infection chez les lapins restants 100 %. Par rapport aux autres protocoles de l’infection osseuse, tels que l’implantation des éponges imbibées de S. aureus ou l’implantation de corps étrangers, nos protocoles étroitement simuler infection osseuse en milieu clinique et ont peu d’effet sur les procédures, telle comme OS nécrosé parage et un traitement antibiotique.

Diagnostiquer l’infection osseuse est un défi pour les chirurgiens. Les résultats de test de laboratoire, y compris la détection de marqueurs de l’inflammation sérum, analyse de la microbiologie et l’analyse de l’histopathologie servaient à évaluer l’infection osseuse dans des milieux cliniques20. En outre, imagerie diagnostique, tels que l’échographie, radiologie, tomodensitométrie, imagerie par résonance magnétique ou la spectroscopie Raman ont été appliqués afin de détecter d’infection osseuse21. Malheureusement, ostéomyélite, par le biais de méthodes d’imagerie de diagnostic est souvent retardé car nécrose osseuse est difficile à déceler par radiographie ordinaire jusqu'à la semaine 3 de l’infection. Dans notre étude, nous avons utilisé sérum inflammation marqueur détection et histopathologie analyse pour évaluer les modèles d’infection osseuse, car ces méthodes étaient efficace, utilisable et les index sont sensibles. Ce qui suit est les étapes les plus importantes de l’approche chirurgicale pour créer un modèle d’infection osseuse dans notre étude. Choisissez les lapins avec un poids approprié pour effectuer la chirurgie et le traitement. Maintenir un environnement stérile au cours de la procédure chirurgicale et de sensibilisation et d’assurer des conditions chaudes, suivant le protocole d’intervention chirurgicale. Percer un trou de diamètre de 2 mm dans le tibia et s’assurer que la distance à l’extrémité supérieure du tibia est de 1,5 cm. Remplissez le trou avec de la cire de l’os et recoudre le périoste et la peau afin de bloquer la solution de bactéries. Les étapes les plus importantes de l’antibiothérapie sont les suivantes : S’assurer que l’infection osseuse pathologique des lapins en détectant la WBC dans le sang total et de CRP dans le sérum. Débrider complètement les os nécrosé, percez deux trous de diamètre voisin de 4,8 mm et gratter et nettoyer le tissu osseux entre les 2 trous. Implanter des 4 morceaux de perles VCS et 8 morceaux d’OS autogène dans la moelle osseuse et le défect osseux.

Après un traitement antibiotique, nous avons observé que les lapins en groupe VCS-AB avaient un potentiel ostéogénique plus élevé que celui du groupe VCS. C’est peut-être parce que l’OS autogène contient des ostéocytes activés et facteurs de croissance de la formation osseuse, qui produisent la matrice osseuse tout au long de la surface de la prothèse, alors que la dégradation des VCS induit rares bone matrix à la région de défaut. Nos résultats indiquent que l’OS autogène a la capacité ostéogénique supérieure. Bien que la récolte d’OS autogène est limitée en volume et entraîne la morbidité du site donneur, l’importance de l’autogreffe osseuse n’est pas négligeable22,23,24. Dans notre étude, l’OS autogène a été acquis depuis le coccyx, ce qui évite les blessures systémiques et diminue le taux de mortalité par rapport à gagner l’autogreffe osseuse de l’os iliaque. Autogreffe osseuse de l’os de la queue est peut être le matériau de greffe préféré dans l’étude animale d’infection osseuse.

En conclusion, un modèle de lapin amélioré d’infection osseuse a été établi dans la présente étude. Index de l’inflammation et sang biochimiques ont servi à estimer le modèle d’infection osseuse. Aussi, après un traitement antibiotique, paliers multiples analyses ont été effectuées afin de détecter la capacité de régénération osseuse et de l’activité antibiotique. La modélisation, les protocoles de traitement et les méthodes d’évaluation sont réalisables et fiable. D’autres études se concentrera sur profitant des modalités multiples dispositifs visuels pour surveiller le processus pathologique de l’infection osseuse et le processus de réparation osseuse.

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Disclosures

Les auteurs ne rapportent aucun conflit d’intérêt dans ce travail.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale sciences naturelles de Chine (81803808, 81873062), Zhejiang Provincial Medical Health Science et Technology Fund (2017KY271) et la Science et projet de technologie de la Province du Zhejiang (2017 37181).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
absorbable surgical suture Jinghuan 18S0604A
asepsis injector Jinglong 20170501
bone wax ETHICON JH5CQLM
CCD camera Olympus DP72
EDTA-K2 anticoagulant blood vessel XINGE 20170802
Electric bone drill unit Bao Kang BKZ-1
Electric shaver Codos 3800
flexible silica gel mold  WRIGHT 1527745
Hematoxylin and Eosin Staining Kit Beyotime 20170523
Luria-Bertani culture medium Baisi Biothchnology 20170306
Medical-grade calcium sulphate WRIGHT 1527745
microcomputed tomography (micro-CT) Bruker SkyScan 1172 
Microscope Olympus CX41
New Zealand white rabbits Zhejiang Experimental Animal Center  SCXK 2014-0047
No. 11 scalpel  Yuanlikang 20170604
normal saline Mingsheng 20170903
PBS TBD(Jingyi) 20170703-0592
pentobarbital sodium Merk 2070124
povidone-iodinesolution Lierkang 20170114
S. aureus freeze drying powder China General Microbiological Culture Collection Center ATCC 6538
sheep blood agar HuanKai Microbial 3103210
tryptic soy agar plates HuanKai Microbial 3105697
tryptic soy broth tubes HuanKai Microbial 3104260
Vancomycin Lilly C599180

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References

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