Een efficiënte Sample voorbereiding methode om koolhydraten Ion signalen in Laser Matrix-bijgewoonde desorptie/ionisatie massaspectrometrie

Chemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Chemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Een protocol voor het verbeteren van koolhydraten ion signalen in de Spectrometrie van de massa van de MALDI door hervorming kristallijnen structuren tijdens preparatietechnieken voor monster wordt aangetoond.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Ou, Y. M., Kuo, S. Y., Lee, H., Chang, H. T., Wang, Y. S. An Efficient Sample Preparation Method to Enhance Carbohydrate Ion Signals in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (137), e57660, doi:10.3791/57660 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Bereiding van de monsters is een kritische proces in de Spectrometrie van de massa (MS) analyse van koolhydraten. Hoewel laser matrix-bijgewoonde desorptie/ionisatie (MALDI) MS is de methode van keuze in koolhydraten analyse, arme ion signaal en gegevens reproduceerbaarheid van koolhydraten monsters blijven ernstige problemen. Kwantitatieve analyse van koolhydraten is een effectieve analytische protocol bieden superieure datakwaliteit noodzakelijk. Deze video toont monster voorbereiding protocollen ter verbetering van de signaalsterkte en het minimaliseren van gegevens variatie van koolhydraten in MALDI-MS. Na het drogen en kristallisatie van monster druppels, wordt de morfologie van het kristal hervormd door methanol vóór massaspectrometrische analyse. De verhoging in koolhydraten signaal wordt onderzocht met MALDI imaging massaspectrometrie (IMS). Experimentele resultaten tonen aan dat de crystal Reformatie kristallijnen structuren past en koolhydraten analyten herverdeelt. In vergelijking met de gedroogde druppel voorbereiding methode in conventionele MALDI-MS, hervorming koolhydraten crystal morphologies met methanol shows significant beter signaal intensiteit, ion afbeelding distributie en stabiliteit van de gegevens. Aangezien de protocollen blijkt hierin geen veranderingen in de samenstelling van de steekproef, zijn ze over het algemeen van toepassing op verschillende koolhydraten en matrices.

Introduction

Koolhydraten-analyse is een belangrijke en uitdagende onderwerp. Koolhydraten en daarvan afgeleide producten spelen een belangrijke rol in levende organismen1,2,3. Deze moleculen hebben gecompliceerd structuren en zijn vatbaar voor ontleden. Velen van hen kunnen niet duidelijk worden gekenmerkt door problemen in scheiding en opsporing. Hoewel laser matrix-bijgewoonde (MALDI) desorptie/ionisatie massaspectrometrie (MS) is toegepast op de analyse van een breed scala van biomoleculen, vanwege haar gevoeligheid en begrijpelijke resultaten4, blijft analyse van koolhydraten met behulp van MALDI-MS Als een grote uitdaging als gevolg van de lage ionisatie doelmatigheid van dergelijke moleculen5te doen. Chemische bewerking is een gemeenschappelijke manier om de doelmatigheid van de behandeling door ionisering van koolhydraten6,7, maar dergelijke procedures zijn tijd en monster consumeren. Trouwens, de efficiëntie van de behandeling door ionisering van derivatized koolhydraten is nog steeds lager dan dat van eiwitten. Aldus, is de ontwikkeling van methoden ter verbetering van koolhydraten signaal in MALDI-MS zonder ingewikkelde procedures nodig.

De toepassing van MALDI-MS op kwantitatieve analyse is een andere uitdagende onderwerp. Een groot probleem voor MALDI-MS is dat de reproduceerbaarheid van de gevoeligheid en de gegevens kritisch afhankelijk van de sample voorbereiding protocollen en experimentele parameters is. In veel gevallen is kwantitatieve analyse door MALDI-MS onbetrouwbaar als gevolg van heterogene monster morphologies en distributie van de analyt. Een bekend voorbeeld is bereid met een 2,5-dihydroxybenzoic zuur (DHB) MALDI matrix monsters. Wanneer DHB is langzaam gekristalliseerd onder omgevingstemperatuur milieu, is de omvang van de analyt opneming in matrix kristallen onvoorspelbaar, omdat daaruit voortvloeiende monsters onregelmatige morphologies blijkt. Dergelijke monsters bestaan gewoonlijk uit grote naald-vormige en fijne kristallen. Wanneer DHB wordt voorbereid met een vluchtige oplosmiddelen en/of een verwarmde monster plaat, resulteert een snelle droging proces in meer homogene fijne kristallen en betere kwantitatieve resultaten8,-9,10. Deze techniek staat bekend als "herkristallisatie" van sommige monsters. De verbetering wordt toegeschreven aan betere opneming van de analyten in fijne matrix kristallen tijdens de snelle kristallisatie proces. We hebben ook aangetoond dat het aanpassen van de voorbereiding van de voorbeeldomgeving verminderd de heterogeniteit van koolhydraten signaal en betere kwantitatieve resultaten11,12. De bevindingen in deze werken suggereren dat monster morfologie een kritische factor is bij het bepalen van de signaalkwaliteit van koolhydraten. Ontwikkeling van een algemene strategie voor dagelijkse analyse, is een efficiënte monster Reformatie methode bieden verbeterde koolhydraten gevoeligheid verplicht.

Wij hebben de correlatie tussen monster morfologie en koolhydraten gevoeligheid in MALDI-MS in een recent verslag13systematisch onderzocht. De resultaten verkregen met behulp van verschillende belangrijke koolhydraten en matrices Toon dat de beste signaal-verhoging is voldaan door de recrystallizing gedroogd MALDI monsters. De morfologie van monsters die zijn opgesteld in overeenstemming met de conventionele gedroogde druppel (DD) methode wordt hervormd door snelle herkristallisatie met methanol (MeOH). De gedetailleerde monster voorbereiding protocollen worden hier gedemonstreerd. Het protocol bestaat uit drie stappen, met inbegrip van monster plaat conditionering, monster afzetting en herkristallisatie en analyse van de Spectrometrie van de massa. De benutte koolhydraten behoren sialyl-lewis een (SLeA) en maltoheptaose (MH). DHB is gebruikt als een model matrix. Uit de resultaten blijkt dat koolhydraten signaal intensiteit en ruimtelijke spreiding aanzienlijk verbeterd na herkristallisatie. Deze methode kan worden toegepast op monsters met andere populaire matrices, met inbegrip van 2,4,6-trihydroxyacetophenone (THAP) en α- cyano-4-hydroxycinnamic zuur. Deze methode dient als een algemene aanpak die gemakkelijk kan worden geïntegreerd in de routine van het laboratorium voor analyse van koolhydraten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. steekproef plaat voorbehandeling

  1. Reiniging van de monster-plaat
    1. Draag nitril handschoenen om verontreiniging van de steekproef plaat tijdens het reinigen te voorkomen.
    2. Handwas de monster-plaat met 100.0 mL schoonmaakmiddel (1.0 mg/mL).
    3. Handwas de monster-plaat met gedistilleerd-gedeïoniseerd water (DDW).
    4. Spoel het oppervlak van de plaat monster met 30.0 mL MeOH.
    5. Zet de plaat monster in een bekerglas van 600 mL en vul met DDW totdat de monster plaat is volledig ondergedompeld in water.
    6. Zet het bekerglas in een ultrasoon bad (Zie tabel van materialen) en bewerk ultrasone trillingen ten de plaat monster gedurende 15 minuten (200 W, 40 kHz).
    7. Neem de monster-plaat en waterdruppels die met behulp van hydrofoor stikstof afblazen.
    8. Kluisje 0.2 µL van MeOH op de plaat van de steekproef om te controleren of de MeOH zich naar andere plekken uitbreidt.
      Opmerking: Als MeOH worden samengevoegd met andere plekken, herhaal stappen 1.1.3-1.1.5; Als dat niet het geval is, gaat u verder met de volgende stap.
  2. Verordening voor het drogen van de kamer temperatuur
    1. Gebruik een droogrek kamer onder constante omstandigheden te drogen droplets, zoals eerder beschreven11,12,13. In het bijzonder, gebruik de gedetailleerde procedure die is beschreven in stap 2.1-2.5 van Ou, Y.-M. et al. 201612. Kort:
      1. Purge het drogen kamer door kamertemperatuur stikstof op een constant debiet te handhaven van een lage relatieve vochtigheid-milieu.
      2. Houd de monster plaat temperatuur constant bij regelmatige - (25 ° C) of sneldrogende voorwaarden (50 ° C), geregeld door een temperatuurgevoelig koperen block in het drogen kamer.
  3. Voorbereiding van de matrix en de analyt oplossingen
    1. Voorbereiding van matrix oplossingen
      1. Ontbinden van DHB in 50% acetonitril (ACN): 50% DDW te bereiden van een oplossing 0,1 M.
    2. Voorbereiding van koolhydraten analyten
      1. Ontbinden SLeA in DDW te bereiden van een 10-4 M-oplossing.
      2. Ontbinden MH in DDW te bereiden van een oplossing van 10-4 M.

2. voorbeeld van de depositie en herkristallisatie

Opmerking: De geoptimaliseerde procedures voor het analyseren van de kleine en regelmatige hoeveelheid monsters worden hier beschreven. Zorg ervoor dat de temperatuur van de plaat monster is gestabiliseerd op de gewenste temperatuur voor het storten van de oplossingen. Als het monster verspreidt zich over een groot gebied ter dekking van de andere plekken van het monster tijdens herkristallisatie, bereiden een nieuw monster of Herhaal stap 1.1.

  1. Voor analyse van een kleine hoeveelheid (0.1 µL) monster
    Opmerking:
    de volgende stappen zijn ontwikkeld voor het minimaliseren van de consumptie van het monster en de tijd. Het is geschikt voor de kwantitatieve analyse van echte monsters met een beperkt bedrag of een snelle IMS kwantificering p.a..
    1. Meng 0,25 µL van DHB oplossing en 0,25 µL van SLeA of MH oplossing in een buis van microcentrifuge.
    2. Vortex de gemengde oplossing met behulp van een vortex-mixer voor 3 s.
    3. Spin down de gemengde oplossing in een mini centrifuge voor 2 s (2000 x g).
    4. Gebruik een pipet onmiddellijk deponeren op de plaat van het monster te trekken uit 0.1 µL van de voorgemengde oplossing.
      Opmerking: Bij de neerlegging van een kleine hoeveelheid monster, Niet houden de voorgemengde oplossing in het uiteinde van de pipet voor meer dan 10 s.
    5. Wacht totdat het monster te drogen. Typische droogtijden zijn vermeld in tabel 1.
    6. Gebruik een pipet te deponeren 0.2 µL van MeOH rechtsaf de gedroogde monster plek. Het monster krijgt nat en droog uit onmiddellijk.
      Opmerking: Zorgen dat de afzetting procedure is afgerond in 3 s om significante verdamping verlies van MeOH te voorkomen.
    7. Onderzoeken van het monster met behulp van een microscoop. Als de crystal morphologies niet zoals verwacht (Zie Figuur 1 bijvoorbeeld van gewenste resultaten), herhaal stap 2.1.1-2.1.6 ter voorbereiding van een nieuw monster.
    8. Nitril handschoenen dragen en zorgvuldig nemen de monster plaat boven het drogen kamer.
  2. Voor analyse van een regelmatige hoeveelheid (1 µL) monster
    Opmerking: De volgende stappen zijn ontwikkeld voor het maximaliseren van de homogeniteit van koolhydraten monsters met meestal gebruikte MALDI monster bedrag. Het proces is geschikt voor routine en kwantitatieve analyses. Het proces van herkristallisatie herverdeelt monsters en matrices gelijkmatig naar grotere gebieden.
    1. Meng 2.5 µL van DHB oplossing en 2.5 µL SLeA of MH oplossing in een buis van microcentrifuge.
    2. Vortex de voorgemengde oplossing met een vortex-mixer voor 5 s.
    3. Spin down de gemengde oplossing in een mini centrifuge voor 2 s (2000 x g).
    4. Gebruik een pipet onmiddellijk deponeren op de plaat van het monster te trekken uit 1,0 µL van de voorgemengde oplossing.
      Opmerking: niet gebruik de resterende vooraf gemengd oplossing weer na de neerlegging van de monsters.
    5. Wacht totdat het monster te drogen. Typische droogtijden zijn vermeld in tabel 1.
    6. Gebruik een pipet te deponeren 1.5 µL van MeOH rechtsaf de gedroogde monster plek. Het monster krijgt nat en droog uit onmiddellijk.
      Opmerking: In gevallen met veel monsters plaat temperatuur (50 ° C), de herkristallisatie stap moet gebeuren binnen 5 s tot een minimum beperken van verdamping van MeOH in pipette uiteinde.
    7. Onderzoeken van het monster met behulp van een microscoop. Als de crystal morphologies niet zoals verwacht (Zie Figuur 1 bijvoorbeeld van gewenste resultaten), herhaal stap 2.2.1-2.2.6 ter voorbereiding van een nieuw monster.
    8. Nitril handschoenen dragen en zorgvuldig nemen de monster plaat boven het drogen kamer.

3. massa spectrometrie Data acquisitie en analyse

Opmerking: De analyse wordt uitgevoerd met behulp van een commerciële time-of-flight massaspectrometer (Tabel of Materials) uitgerust met een MALDI ion bron. Het instrument wordt beheerd door specifieke besturingssoftware (Tabel of Materials) met vooraf geoptimaliseerde extractie vertraging en laser energie. Spectra worden geregistreerd in lineaire mode met een massa van het aantal m/z = 0-1500. De potentiële monster-plaat is ±25 keV en elke spectrum gemiddeld 10 laser schoten. Gebruikers moeten voeren instrument optimalisatie en analyse van het monster met behulp van compatibele software en volg de instructies van de fabrikant van het instrument.

  1. Open de software van de controle van het instrument (Zie Tabel van materialen).
  2. De monster-plaat in de massaspectrometer invoegen.
  3. Selecteer de methode voor de overname van vooraf geoptimaliseerde gegevens in de software.
  4. De gehele monster regio voor IMS met behulp van het imaging software registreren (Zie Tabel van materialen).
    Opmerking: Sla deze stap als niet doet IMS.
  5. Start data-acquisitie in de batch mode van de besturingssoftware.
  6. Uitzetten van de ion-beelden met behulp van het imaging software na voltooiing van data-acquisitie.
  7. Analyseren met behulp van analysesoftware massaspectra (Zie Tabel van materialen) als de gegevens zonder een ion-afbeelding is opgenomen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Representatieve SEM beelden van SLeA vermengd met DHB bereid met behulp van DD en herkristallisatie methoden zijn afgebeeld in Figuur 1. Een typische morfologie van DHB is zoals opgesteld door de DD methode grote naald-vormige kristallen op de rand en de fijne kristallijnen structuren in het centrum van monster vlekken. De typische lengtes van dergelijke kristallen naald-vormige zijn ~ 100 µm. Na herkristallisatie door MeOH heeft het monster een groter gebied gelijkmatig bedekt met fijne vlok-achtige kristallen. De lengtes van de "flake" kristallen zijn ongeveer 20-50 µm. Recrystallized monsters bieden grotere effectieve oppervlakten dan die geproduceerd door conventionele DD monsters.

De IMS-resultaten wijzen erop dat vlok-achtige kristallen meestal leiden hogere koolhydraten signaal intensiteit en een meer homogene ruimtelijke verdeling tot. Koolhydraten ion signalen bevinden zich in conventionele DD monsters, meestal aan de rand van het monster vlekken. Figuur 2 toont IMS resultaten van SLeA en MH met en zonder MeOH herkristallisatie. Na herkristallisatie proef de distributie van SLeA en MH signalen wedstrijd goed met het beeld helder-veld van vlekken. Ook vertonen alle recrystallized koolhydraten monsters aanzienlijke verbeteringen signaal intensiteit over deze resultaten verkregen DD monsters. Vanwege hogere signaal intensiteit en homogeniteit verbetert herkristallisatie aanzienlijk de kwaliteit van de gegevens in kwantitatieve analyse.

Verbetering van de koolhydraten signaalsterkte door herkristallisatie is effectief voor zowel positief als negatief ion-modi. Figuur 3 vergelijkt de signaalsterkte van sodiated (positieve ion-modus) en gedeprotoneerde (negatief ion modus) koolhydraten van recrystallized monsters met betrekking tot die van DD monsters. Gemiddeld, verhoogt herkristallisatie van SLeA en MH monsters sodiated signalen door factoren van 3,9 en 3.3, respectievelijk. Voor ring SLeA, wordt ion signaal meestal versterkt door een factor van ongeveer 4,7 na herkristallisatie.

Figure 1
Figuur 1. SEM beelden van SLeA bereid met DHB matrix. De monsters worden bereid met gedroogde druppel en herkristallisatie methoden. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2. Representatieve resultaten voor massaspectrometrie van het beeld van SLeeen en MH bereid met gedroogde methoden druppel en herkristallisatie. Ion afbeeldingen vertegenwoordigen distributies van sodiated of ring analyten. Alle lichte-veld en ion afbeeldingen worden weergegeven in dezelfde schaal. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 3
Figuur 3. Koolhydraten signaal intensiteit verkregen met verschillende monster bereidingswijzen. Zwarte balken: sodiated SLeA (m/z: 843); Rode staven geven: ring SLeA (m/z: 819); blauwe staven: sodiated MH (m/z: 1175). Foutbalken vertegenwoordigen standaarddeviaties. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Monster Monster plaat
temperatuur (° C)
Monster bedrag
(ΜL)
Monster drogen
tijd (s)
MeOH drogen
tijd (s)
Juiste voorbeeldgebied
uitbreiding na
herkristallisatie (%)
SLeA 25 0.1 100-150 < 5 0-200
1 300-350 < 10
MH 0.1 100-150 < 5
1 200-350 < 10
SLeA 50 0.1 < 5 < 5
1 < 10 < 10
MH 0.1 < 5 < 5
1 < 10 < 10

Tabel 1. Experimentele parameters en drogen voorwaarden onder verschillende monster plaat temperatures.x

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Voorbeeld heterogeniteit is dat een cruciaal probleem in MALDI-MS. DD is het meest gebruikte monster voorbereiding methode, maar de resulterende kristallen zijn zeer heterogeen. Dergelijke monsters blijkt slecht schot-voor-schot en monster-naar-sample signaal reproduceerbaarheid. Daarom is zoeken naar "sweet spots' in monster gebieden tijdens data-acquisitie een gemeenschappelijke procedure in sommige experimenten. Dergelijke heterogene monsters zijn ongeschikt voor de kwantificering van routinematige analyses.

In de huidige studie, is MALDI monster morfologie geoptimaliseerd door herkristallisatie. De verbetering van koolhydraten signaal intensiteit en stabiliteit van de gegevens door herkristallisatie wordt toegeschreven aan verbeterde integratie tussen koolhydraten en matrices. Vanwege de hydrofiele eigenschappen van de meeste koolhydraten en matrices, kan MeOH efficiënt desintegreren MALDI kristallen en koolhydraten. Observatie laat zien dat de afzetting en snelle verdamping van MeOH grote naald-vormige DHB kristallen hervormingen in kleine vlok-achtige kristallijnen structuren. Dit proces ook minimaliseert monster segregatie en verhoogt de oppervlakte. Volgens de IMS-gegevens bieden de hervormde kristallen een betere communicatie voor koolhydraten ionisatie. Met name is gebruik van de drogen kamer bedoeld als een referentie-voorwaarde met nauwkeurig gecontroleerde experimentele parameters. Voor routinematige analyse, algemene MS-gebruikers kunnen het volgen van de protocollen onder een omgevingstemperatuur milieu om soortgelijke verbetering resultaten te bereiken.

Signaal versterking door herkristallisatie mogelijk ook te wijten aan een toename van de effectieve oppervlakte, aangezien MALDI wordt gedomineerd door chemische katalysatoroppervlakken14,15. De correlatie tussen de signaalsterkte en effectieve oppervlakte van MALDI kristallen is onderzocht door de voorbereiding van monsters onder verschillende monster plaat temperaturen11,12. In vergelijking met een grote verandering in de grootte van de kristallen met behulp van de methode herkristallisatie, kan fijnafstelling van kristal grootte worden bereikt door het reguleren van monster plaat temperatuur tijdens de druppel drogen proces. Wanneer u THAP als een matrix, vermindert de gemiddelde grootte van de kristallen naald-vormige van THAP 10-fold wanneer monster plaat temperatuur door 40 ° C. vermindert Opmerkingen weergeven dat koolhydraten signaal intensiteit toeneemt naarmate het kristal verkleind13. Vermindering van de steekproef plaat temperatuur is echter ongeschikt voor routinematige analyse omdat het niet de morfologie van DHB efficiënt veranderen en het vereist lange bereidingstijden.

Om ervoor te zorgen het beste herkristallisatie resultaat, moeten de preparatietechnieken met zorg worden uitgevoerd. Ten eerste, vers monster mengsels bieden de beste signaal versterking met behulp van de methode van herkristallisatie. Zodra voorgemengde oplossingen worden blootgesteld aan het omringende milieu, optreedt pre kristallisatie in de oplossing, die de laatste kristal grootte en morfologie verandert. Een dergelijke verandering van de morfologie is vermoedelijk te wijten aan een verandering in de verhouding van de matrix/analyt. Opmerkingen weergeven die herkristallisatie van dergelijke monsters geen het beste signaal versterken. Daarom moet de pipetting procedure worden beheerd met een hoog rendement te beschermen van de monster-droplet tegen pre kristallisatie binnen het uiteinde van de pipet. Ten tweede, een geschikte hoeveelheid MeOH moet worden toegepast op volledig hervorming monsters. Tijdens de herkristallisatie worden MeOH gestort op het monster oppervlak zo spoedig mogelijk om aanzienlijke verdamping verlies te voorkomen. Sommige monster kristallen lossen niet op volledig als het volume van de gedeponeerde MeOH niet volstaat. Daarentegen zal een grote hoeveelheid MeOH verspreid en verminderen de monsters dichtheid. Het is aanbevolen om het observeren van monster morphologies onder een microscoop om ervoor te zorgen dat de crystal morphologies goed vóór MS analyse zijn hervormd. Als crystal morphologies niet volledig worden gewijzigd (Zie Figuur 1 en tabel 1 voor referentie), is het noodzakelijk voor te bereiden op een nieuw monster met dezelfde procedures.

De beste aanpak van het kwantitatieve analyse in MALDI-MS is het analyseren van hervormde monsters met IMS. Hoewel Reformatie aanzienlijk voorbeeld heterogeniteit minimaliseert, is de signaalsterkte van de analyten in verschillende gebieden variëren nog steeds (Figuur 2). In vergelijking met handmatige onderzoek van geselecteerde steekproef posities, analyse van de gehele steekproef gebieden met IMS gemiddelden uit onzekerheden en variatie van gegevens. Opmerkingen weergeven die herkristallisatie van monsters bereid met een reguliere bedrag (1,0 µL monsteroplossing) biedt superieure koolhydraten monster homogeniteit in kwantitatieve analyse (stap 2.2). IMS analyse van deze monsters verbruikt echter langer dan de methode van handmatige onderzoek in de analyse. Om te bereiken snelle analyse van de IMS, kan voorbereiding van monsters met behulp van 0.1 µL monsteroplossingen (stap 2.1) produceren kleine steekproef gebieden en analyse te verkorten.

Herkristallisatie van MALDI monsters biedt superieure monster morfologie voor gevoelige en kwantitatieve analyse in MALDI-MS. Het basisprincipe achter deze methode is duidelijk aangetoond. De experimentele processen ontwikkeld in dit werk zijn handige en effectieve voor algemene experimentele omstandigheden. Deze experimentele processen gemakkelijk kunnen worden toegepast op routinematige analyses zonder extra kosten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs hebben geen bevestigingen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
Detergent powder Alconox 242985
Methanol Merck 106009
Acetonitrile Merck 100003
2,5-dihydroxybenzoic acid (DHB) Alfa Aesar A11459
sialyl-lewis A (SLeA) Sigma-Aldrich S1782
Maltoheptaose Sigma-Aldrich M7753
Pipette tips Mettler Toledo 17005091
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C
Equipment
Milli-Q water purification system Millipore ZMQS6VFT1
Powder-free nitrile gloves Microflex SU-690
600 mL beaker Duran 2110648
Ultrasonic cleaner Delta DC300H
Hygrometer Wisewind 5330
Nitrogen gas flowmeter Dwyer RMA-6-SSV
K-type thermocouples Digitron 311-1670
Vortex mixer Scientific Industries  SI-0236
Mini centrifuge Select BioProducts Force Mini 
Pipette Rainin pipet-lite XLS
Stereomicroscope Olympus SZX16
Temperature controllable drying chamber This lab
Ultraflex II TOF/TOF mass spectrometer Bruker Daltonics
MTP 384 target plate polished steel BC Bruker Daltonics 8280781
Flexcontrol Version 3.4 Bruker Daltonics Control software
Fleximaging Version 2.1 Bruker Daltonics Imaging software
Flexanalysis Version 3.4 Bruker Daltonics Analysis software

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Holme, D. J., Peck, H. Analytical Biochemistry. 3rd edn, Addison Wesley Longman Limited. (1998).
  2. Costello, C. E. Time, life ... and mass spectrometry - New techniques to address biological questions. Biophysical Chemistry. 68, (1-3), 173-188 (1997).
  3. Caroff, M., Karibian, D. Structure of bacterial lipopolysaccharides. Carbohydrate Research. 338, (23), 2431-2447 (2003).
  4. Marvin, L. F., Roberts, M. A., Fay, L. B. Matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry in clinical chemistry. Clinica Chimica Acta. 337, (1), 11-21 (2003).
  5. Harvey, D. J. Matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry of carbohydrates. Mass Spectrometry Reviews. 18, (6), 349-450 (1999).
  6. Ciucanu, I., Kerek, F. A simple and rapid method for the permethylation of carbohydrates. Carbohydrate Research. 131, (2), 209-217 (1984).
  7. Lamari, F. N., Kuhn, R., Karamanos, N. K. Derivatization of carbohydrates for chromatographic, electrophoretic and mass spectrometric structure analysis. Journal of Chromatography B. 793, (1), 15-36 (2003).
  8. Nishikaze, T., Amano, J. Reverse thin layer method for enhanced ion yield of oligosaccharides in matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 23, (23), 3787-3794 (2009).
  9. Williams, T. I., Saggese, D. A., Wilcox, R. J., Martin, J. D., Muddiman, D. C. Effect of matrix crystal structure on ion abundance of carbohydrates by matrix-assisted laser desorption/ionization Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 21, (5), 807-811 (2007).
  10. Nicola, A. J., Gusev, A. I., Proctor, A., Jackson, E. K., Hercules, D. M. Application of the fast-evaporation sample preparation method for improving quantification of angiotensin II by matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 9, (12), 1164-1171 (1995).
  11. Lai, Y. H., et al. Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27, (8), 1314-1321 (2016).
  12. Ou, Y. -M., et al. Preparation of Homogeneous MALDI Samples for Quantitative Applications. Journal of Visualized Experiments. (116), e54409 (2016).
  13. Lee, H., et al. Enhancing carbohydrate ion yield by controlling crystalline structures in matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Analytica Chimica Acta. 49-55 (2017).
  14. Allwood, D. A., Perera, I. K., Perkins, J., Dyer, P. E., Oldershaw, G. A. Preparation of 'near' homogeneous samples for the analysis of matrix-assisted laser desorption/ionisation processes. Applied Surface Science. 103, (3), 231-244 (1996).
  15. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Applied Surface Science. 127, (Supplement C), 226-234 (1998).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics