Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

Neuroscience

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Summary

Aquí describimos un procedimiento para tejido claro etiquetado fluorescente y a gran escala imagen de tejido de cerebro de ratón que, por lo tanto, permite la visualización de la organización tridimensional de tipos celulares en el neocortex.

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Yoneda, T., Sakai, S., Maruoka, H., Hosoya, T. Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex. J. Vis. Exp. (139), e58027, doi:10.3791/58027 (2018).

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Abstract

El Neocórtex mamífero se compone de muchos tipos de neuronas inhibitorias y excitatorias, cada uno con propiedades electrofisiológicas y bioquímicas específicas, conexiones sinápticas, y en vivo funciona, pero básicas funcionales y anatómicas Organización de celular a escala de red es mal entendida. Aquí se describe un método para la proyección de imagen tridimensional de marcada con fluorescencia de neuronas a través de grandes áreas del cerebro para la investigación de la organización celular cortical. Tipos específicos de neuronas están marcados por la inyección de trazadores neuronales retrógrados fluorescentes o la expresión de proteínas fluorescentes en ratones transgénicos. Muestras de cerebro de bloque, por ejemplo, un hemisferio, son preparadas después de la fijación, hechas transparentes con tejido claro métodos y sometidas a inmunomarcación fluorescente de los tipos celulares específicos. Grandes áreas se analizan utilizando microscopios confocales o dos fotones equipados con objetivos de distancia de trabajo grande y etapas motorizadas. Este método puede resolver la organización periódica de los módulos funcionales de la microcolumna tipo-específicas de la célula en el neocortex de ratón. El procedimiento puede ser útil para el estudio de arquitectura celular tridimensional en las áreas diversas del cerebro y otros tejidos complejos.

Introduction

El Neocórtex mamífero se compone de un gran número de tipos celulares, cada uno con los patrones de expresión de genes específicos, propiedades electrofisiológicas y bioquímicas, conexiones sinápticas, y en vivo funciona1,2 ,3,4,5,6,7. Si estos tipos de células están organizados en estructuras repetidas ha sido claro. Columnas corticales, incluyendo columnas de orientación visual y somatosensoriales barriles, han repetido las estructuras, pero su organización celular permanece confuso8,9. Estos están presentes en las áreas corticales específicas y no son un sistema de todo el cerebro.

En la capa neocortical 5, la gran mayoría de las neuronas se clasifica en cuatro tipos principales. Un tipo importante de neuronas excitatorias, las neuronas de proyección el cerebral, proyecta axones a blancos subcorticales incluyendo el puente de Varolio, médula espinal y colículo superior y, por lo tanto, representa la principal salida cortical vía10. Las neuronas de proyección cortical, otro tipo importante de neuronas excitatorias, inervan la corteza10. Neuronas inhibitorias también contienen dos clases principales: las células expresan parvalbúmina y expresión de somatostatina11.

Análisis recientes indican que los tipos de cuatro células se organizan en estructuras repetidas12,13,14. Las neuronas de proyección sub-cerebral12,13,14 y proyección cortical neuronas14 organizan en microcolumns específicas tipo de celular con un diámetro de 1 – 2 células. Las células expresan parvalbúmina y expresión de somatostatina alinean específicamente con microcolumns de neuronas de proyección el cerebral pero no con microcolumns de proyección cortical neuronas14. Microcolumns se alinee periódicamente para formar un hexagonal enrejado matriz14 y están presentes en múltiples áreas corticales incluyendo áreas visuales, somatosensoriales y motor de12,de cerebro de ratón14 y el lenguaje áreas del cerebro humano13. Las neuronas en la microcolumna individual exhiben actividad sincronizada y tienen respuestas sensoriales similares14. Estas observaciones indican que tipos de células de la capa 5 se organizan en una estructura de enrejado microcolumna que representa la primera organización conocida de todo el cerebro de repetición de módulos funcionales.

Microcolumns tienen un radio de aproximadamente 10 μm y tienen una periodicidad espacial de aproximadamente 40 μm. Además, la orientación de microcolumns es paralela a sus dendritas apicales y cambia dependiendo de su posición en la corteza14. Por lo tanto, el sistema de la microcolumna es difícil analizar el láminas corticales convencionales con un espesor típico de unas decenas de micrómetros. Además, el análisis de la periodicidad requiere datos tridimensionales de una amplia gama de áreas del cerebro y, por tanto, la zona típica imagen de microscopía confocal o en vivo 2-fotón proyección de imagen es demasiado estrecho.

Recientemente, se han desarrollado técnicas para limpiar tejidos gruesos de15,16. Aquí se describe la aplicación de estos métodos para obtener imágenes tridimensionales, a gran escala los principales tipos de células en capa neocortical ratón 5 que integran el sistema de la microcolumna. Las neuronas de proyección subcerebral están marcadas por el etiquetado retrógrada o por la expresión de la proteína fluorescente verde mejorada en Crym-egfp ratones transgénicos12y proyección cortical neuronas están marcadas por la retrógrada etiquetado o por la expresión tdTomato en Tlx3-cre/Ai9 ratones17. Las células expresan parvalbúmina y expresión de somatostatina están marcadas por immunohistochemistry. El método (escala de anticuerpo S) AbScale del18 se utiliza para el anticuerpo tinción experimentos, mientras que el método de SeeDB (ver cerebral profunda)19 se utiliza para otros experimentos. Estos métodos de superar las dificultades antes mencionadas de los métodos por imágenes convencionales y revelan la exacta organización celular de la capa 514.

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Protocol

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el RIKEN Wako Animal experimentos Comité y Comité de seguridad de RIKEN genética recombinante experimento y realizados según los lineamientos institucionales de las instalaciones de la ciencia del cerebro RIKEN Instituto.

1. preparación de imágenes de cámaras

  1. Proyección de imagen de cámara19
    1. Hojas de goma de silicona, preparar una cámara con un espesor de aproximadamente 5 mm y piso placas de diferentes espesores. Además, preparan platos de Petri con y sin un fondo de cristal (figura 1A).
  2. Espaciador de la rebanada
    1. Preparar los espaciadores para muestras, uso de láminas de caucho de silicona con un espesor de 0,5 mm (figura 1).

2. trazador inyección

Nota: Hacer las inyecciones en el colículo superior (2.2) o puente de Varolio (2.1). Inyección en las neuronas de proyección secundario-cerebral etiqueta de pons en una región del cerebro amplia incluyendo las áreas visuales y motoras, mientras que la inyección en las neuronas de proyección cerebral el colículo superior etiquetas en el área visual. Para los experimentos de control, inyectar solución salina en lugar de subunidad de la toxina de cólera marcada con fluorescencia B. Para el mantenimiento de condiciones de esterilidad utilizar equipo esterilizado y guantes de plástico limpiadas con etanol.

  1. Realizar las inyecciones en el puente de Varolio de ratones adultos.
    1. Dibujar 1 μl de subunidad de la toxina de cólera marcada con fluorescencia B (25 μg/μl de PBS) en una jeringa Hamilton G 26.
    2. Colocar una bomba inyector de la jeringa.
    3. Coloque la jeringa y la bomba en el soporte de herramienta de un manipulador a un instrumento estereotáxicas. Incline el manipulador 12° posteriorly en el eje vertical.
    4. Anestesiar un ratón adulto hombre o mujer (C57BL/6J o Tlx3-cre/Ai9) mediante la inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico (60 mg/kg de peso corporal) o mediante la administración de isoflurano (2 – 3%). Espere hasta que el ratón no hace ninguna respuesta cuando la cola se quede enganchada con pinzas, lo que indica que el ratón está totalmente anestesiado.
    5. Coloque el ratón sobre el instrumento estereotáxicas.
    6. Retire con cuidado el pelo usando una cuchilla de afeitar para prevenir infección y corte 10 mm del cuero cabelludo para que el bregma y lambda son visibles. Administrar 0,1 mL de lidocaína 1% con ayuda de una pipeta. Ajuste el ángulo de la cabeza mediante el ajuste de la posición vertical de la boquilla del instrumento estereotáctica para que el bregma y lambda tienen el mismo nivel de z.
    7. Ajustar la posición del manipulador deslizando el instrumento estereotáctica para que la punta de la jeringa está cerca de la bregma y registrar la posición del manipulador. Retire la jeringa moviendo el portaherramientas en el manipulador.
    8. Mover el manipulador 5,4 mm posteriorly y 0,4 mm lateralmente. Avanzar la jeringa para que la punta está cerca del punto de entrada en el cráneo. Retraiga la jeringa y marcar el punto de entrada.
    9. En la posición marcada, perfore un orificio de aproximadamente 1 mm de diámetro.
    10. Inserte la punta de la jeringa por el orificio para que la profundidad de la punta es 6,9 mm más medido en el bregma.
    11. Inyectar 1 μl de marcadores utilizando la bomba a 0,2 μl/min.
    12. Retire la jeringa del cerebro.
    13. Si es necesario, cubrir el cerebro expuesto con pequeños fragmentos de microfibrillar pinza y pegamento instantáneo.
    14. Enjuague el cerebro expuesto con solución salina con una pipeta para prevenir infecciones y se sutura el cuero cabelludo.
    15. Quitar el mouse del instrumento estereotáxicas. Permitir que el ratón para recuperar de la anestesia en una incubadora a 30 ° c, típicamente de 1 h. No descuide el ratón hasta que ha recuperado la conciencia suficiente para mantener el recumbency esternal. Volver el ratón a la compañía de otros animales después de que ha recuperado completamente.
    16. Mantenga el ratón para 3 a 7 días.
  2. Realizar las inyecciones en el colículo superior de ratones adultos.
    1. Preparar una pipeta de vidrio con un diámetro de punta de 30-50 μm.
    2. Conectar la pipeta de cristal con una jeringa Hamilton a través de un tubo de plástico (figura 2A).
    3. Llenar la pipeta de vidrio, tubo de plástico y Hamilton jeringa con el líquido de la parafina.
    4. Colocar una bomba inyector de la jeringa.
    5. Coloque la pipeta de vidrio en el manipulador e incline el manipulador 60° posteriorly en el eje vertical (figura 2B).
    6. Realizar 2.1.4–2.1.9. La posición del manipulador es posterior, 1.4 mm 0,5 mm lateral a la lambda.
    7. Colocar una película de parafina plástico pequeño en el cráneo, luego poner aproximadamente 1 μl de la solución del trazador en él. Rápidamente avanzar la pipeta de vidrio y llenarlo con por lo menos 0,5 μl de la solución del trazador.
    8. Insertar la pipeta de cristal para que la profundidad de la punta es de 3,0 mm de la superficie del cerebro.
    9. Inyectar 0,5 μl de marcadores utilizando la bomba a 0,2 μl/min.
    10. Retire la pipeta de cristal del cerebro.
    11. Realizar 2.1.13–2.1.16.

3. fijación y ajuste

  1. Inyecte pentobarbital sódico (60 mg/kg de peso corporal) por vía intraperitoneal en ratón (C57BL/6J o Tlx3-cre/Ai9, con o sin la inyección del trazador como se describe en el paso 2. Espere hasta que el ratón no hace ninguna respuesta cuando la cola se quede enganchada con pinzas, lo que indica que el ratón está totalmente anestesiado.
  2. Eutanasia el ratón humanamente por perfundiendo el ratón transcardially20 con solución salina al 0.9%.
  3. Fijar el ratón20 perfundiendo 4% paraformaldehido (PFA) en tampón de fosfato de 0,1 M (pH 7.5).
  4. Cortar el cuero cabelludo utilizando un par de tijeras para exponer el cráneo descrito20.
    1. Corte de la línea media del cráneo expuesto mediante un par de tijeras. Quitar el cráneo con unas pinzas.
    2. Si es necesario marcar la posición de bregma y lambda, primero retire un hemisferio del cráneo. Insertar agujas finas de tungsteno en el cerebro en las posiciones de la bregma y lambda en el cráneo en el cerebro y luego retire el resto del cráneo.
      Nota: El cerebro puede almacenarse en PBS a 4 ° c.
  5. Para realizar la tinción de anticuerpos de neuronas inhibidoras, cortar las muestras de cerebro.
    1. Coloque la muestra de cerebro en un vibratome.
    2. Cortar láminas hasta 500 μm de espesor en PBS a temperatura ambiente y proceder al paso 5 (el método AbScale).
  6. Si anticuerpos es necesario, ajuste la muestra de cerebro bloquea (hasta 3 mm de espesor) utilizando una hoja de afeitar (figura 3) y vaya al paso 4 (método SeeDB).
    Nota: El cerebro puede almacenarse en PBS a 4 ° C después de corte o recorte. El método SeeDB es preferible cuando los anticuerpos no es necesario porque requiere menos tiempo que el método de elAbSca.

4. claro sin anticuerpo tinción (el SeeDB)

  1. Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 20% (p/v) fructosa e incubar durante 4 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  2. Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de 0.5% α-thioglycerol y fructosa 40% (w/v) e incubar durante 4 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  3. Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 60% (w/v) fructosa e incubar durante 4 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  4. Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 80% (w/v) fructosa e incubar durante 12 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  5. Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de 0.5% α-thioglycerol y fructosa 100% (w/v) e incubar durante 12 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  6. Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 80.2% (w/w) fructosa e incubar durante 24 h con agitación suave a temperatura ambiente.
    Nota: Manipule la muestra cuidadosamente para mantener las deformaciones tan pequeño como sea posible. No incubar muestras más de lo indicado, como muestras pueden convertirse rápidamente en opacas.
  7. Embeber la muestra en una cámara de proyección de imagen con la solución de fructosa de 80.2% (figura 1B). Si es necesario, fijar la muestra poniendo pequeños trozos de adhesivo caucho. Si la cámara es demasiado profunda, poner una placa de piso de la cámara antes de colocar las muestras.
  8. Coloque el plato Petri con una cubierta de cristal de la sala de proyección de imagen y poner agua en el plato y la imagen mediante microscopía confocal o dos fotones con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia. Longitudes de onda de excitación y emisión filtros se describen en la tabla 1. Si es necesario, use una etapa motorizada.

5. despejando con el anticuerpo de tinción (el AbScale)

  1. Preparar los reactivos como se describe en la tabla 2.
  2. Transferir las rebanadas con una espátula a un tubo de plástico de 5 mL que contiene 4 mL de solución de Sca/eS0 e incúbelos durante 12 horas con agitación suave a 37 ° C (Figura 4B).
  3. Quitar la solución del tubo con una pipeta, añadir 4 mL de solución de Sca/eA2 e incubar las rebanadas por 36 h con agitación suave a 37 ° C.
  4. Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de solución de Sca/eB4 e incubar las rebanadas durante 24 h con agitación suave a 37 ° C.
  5. Quitar la solución del tubo con una pipeta, añadir 4 mL de solución de Sca/eA2 e incubar las rebanadas por 12 h con agitación suave a 37 ° C.
  6. Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de PBS e incubar las rebanadas durante 6 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  7. Retire con cuidado las rodajas a un tubo de plástico de 2 mL con una espátula.
  8. Incubar con anticuerpos primarios (tabla 3) en 1 mL de AbScale solución de 48-72 h a 37 ° C (figura 4) con agitación suave.
  9. Retire con cuidado las rodajas a un tubo de plástico de 5 mL con una espátula.
  10. Incubar en 4 mL de solución de AbScale h 2 2 veces a temperatura ambiente con agitación suave.
  11. Retire con cuidado las rodajas a un tubo de plástico de 2 mL con una espátula.
  12. Incubar con anticuerpos secundarios marcados con fluorescencia (Tabla de materiales, 1: 100) en 1 mL de solución de AbScale durante 48 h a 37 ° C con agitación suave.
  13. Cuidadosamente retire las rebanadas con una espátula a un tubo de plástico de 5 mL que contiene 4 mL de la solución AbScale e incubar las rebanadas durante 6 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  14. Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de la solución AbScale incubar las rebanadas durante 2 h. 2 veces con agitación suave a temperatura ambiente.
  15. Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de 4% PFA e incubar las rebanadas durante 1 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  16. Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de PBS e incubar las rebanadas durante 1 h con agitación suave a temperatura ambiente.
  17. Quitar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de la solución de Sca/eS4 e incubar las rebanadas por 12 h con agitación suave a 37 ° C.
  18. Coloque al espaciador en un portaobjetos de vidrio y coloque las rebanadas en el espaciador y sumerja las rebanadas con la solución de Sca/eS4. Sello a separador con una cubierta de vidrio (figura 1).
  19. Poner agua en la cubierta de vidrio y la imagen mediante microscopía confocal o dos fotones con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia. Si es necesario, use una etapa motorizada.
    Nota: Compruebe si las partes profundas de la muestra están marcadas de manera similar a las partes superficiales para confirmar la ausencia de un importante sesgo etiquetado.
    Nota: Penetración de los anticuerpos prueba se describe en la tabla 3.

6. determinación de la posición de la célula

  1. Para cada posición en las imágenes escaneadas, calcular los valores de correlación mediante una imagen tridimensional filtro14 (figura 5A-5D).
  2. Determinar las posiciones de los picos del valor de correlación (figura 5).
  3. Investigar imágenes alrededor de los picos para localizar las células (figura 5E).

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Representative Results

Etiquetado como las neuronas de proyección cortical por la expresión de tdTomato en Tlx3-creratones transgénicos /Ai9 y visualizar las neuronas de proyección el cerebral mediante la inyección del trazador retrógrado CTB488 en el puente de Varolio. El hemisferio izquierdo del cerebro fue sometido al método SeeDB y analizados utilizando un microscopio de dos fotones, equipado con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia (25 X, N.A. 1.1, distancia de funcionamiento de 2 mm) y una etapa motorizada. Una pila de 401 imágenes (512 x 512 píxeles; tamaño de pixel = 0,99 μm) en el paso de z = 2.8 μm en cada uno de 30 posiciones de exploración se obtuvo. Los cuerpos celulares de los dos tipos celulares eran visibles sobre una amplia gama de áreas del cerebro (figura 6) y secciones ópticas demostró microcolumns periódica (Figura 7A). Además, los cerebros de los ratones de la Crym-egfp (mantenidas como heterocigotos con un fondo de C57BL/6J) fueron aclarados por el método de SeeDB y reflejados como arriba. Los cuerpos celulares y dendritas apicales de las neuronas de proyección secundario-cerebral EGFP expresar eran visibles en secciones ópticas (figura 7B).

También realizamos el etiquetado retrógrada de las neuronas de proyección el cerebral en ratones C57BL/6J usando CTB488. El cerebro fijado fue cortado en rebanadas coronales con un espesor de aproximadamente 500 μm y sometido al AbScale método de etiquetar las células expresan parvalbúmina (Anti-parvalbúmina, 1: 1000; Anti-mouse IgG-fluorescencia marcada,). Apilar imágenes (512 x 512 píxeles, tamaño de pixel = 1.24 μm; z-paso = 2,17 μm, pila de imágenes 268) se obtuvieron usando microscopia confocal con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia (20 X, 1.0 N.A., distancia de funcionamiento de 2 mm). Las neuronas de proyección el cerebral y las células expresan parvalbúmina fueron visibles en los cortes (figura 7).

Figure 1
Figura 1: proyección de imagen cámaras y espaciadores de. (A) superior: hecho a mano con fondo de cristal Petri (derecha) y una placa de Petri sin un fondo de cristal (izquierda). Parte inferior: Una cámara (derecha) y placas de piso (izquierda) hecha de hojas de silicona. (B) un hemisferio de ratón sometido al método SeeDB después de la inyección de CTB555 en el colículo superior se fija en la cámara. La muestra se fija con un pedazo de adhesivo reutilizable. Portaobjetos de vidrio (C) A (arriba) y un espaciador hecho de una hoja de silicona con un espesor de 0,5 mm (fondo). (D) dos rebanadas coronales de cerebro de ratón en el espaciador y cubiertas con una cubierta de vidrio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: inyección de trazador. (A) A pipeta de vidrio conectado a una jeringa Hamilton a través de un tubo de plástico. (B) un ratón se coloca sobre un instrumento estereotáxicas. La pipeta de cristal está inclinada aproximadamente 60° posteriorly en el eje vertical para la inyección en el colículo superior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: corte de muestras de cerebro. (A) muestra de todo el cerebro tras la inyección de CTB555 en el colículo superior y la fijación. El bregma y lambda fueron marcadas con agujas de tungsteno (flecha). (B) la misma muestra ajustado para obtener un hemisferio. Tenga en cuenta que las agujas de tungsteno siendo (flecha). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Inmersión de las muestras de cerebro en soluciones para los SeeDB y AbScale. (A) una muestra de hemisferio inmersa en 0.5% α-thioglycerol y fructosa 20% (w/v) para el método de SeeDB. (B) rebanadas coronales sumergidos en solución de Sca/eA2 para el método AbScale. Cortes Coronal (C) en una AbScale solución que contiene anticuerpos para el método AbScale. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5: determinación de posiciones celular. Las neuronas de proyección el cerebral fueron etiquetadas inyectando el trazador retrógrado CTB488 en el puente de Varolio en 5 semanas de edad. El hemisferio izquierdo fue sometido al método SeeDB y analizado con microscopía de dos fotones (512 x 512 píxeles, tamaño de pixel = 0,99 μm; z paso = 2.8 μm, pila de imágenes 601). (A) A imagen. (B) cinco imágenes de una pila de imagen. (C) la imagen filtro utilizado para detectar las neuronas de proyección cerebral el CTB-labeled. (D) correlación valores calculados para las cinco imágenes en (B) en el filtro (C). Ejemplos de (E) de las neuronas de proyección el cerebral detectado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6: resultados representativos de la imagen en grande. Las neuronas de proyección cortical (verde) fueron etiquetadas por la expresión tdTomato en Tlx3-cre/Ai9 ratones transgénicos, y neuronas de proyección del cerebral (magenta) fueron visualizadas mediante la inyección del trazador retrógrado CTB488 en el puente de Varolio en 7 semanas de edad. El hemisferio izquierdo fue sometido al método SeeDB y el área 1.250 μm a 2.690 μm lateral y-3,400 a 1.230 μm anterior el vértice fue analizados utilizando microscopía de dos fotones. (A) vista superior. Posición aproximada de las áreas corticales fueron demostrados. (BD) Vista oblicua de la fluorescencia de la CTB 488 mostrando las neuronas de proyección del cerebral (B), fluorescencia de tdTomato mostrando las neuronas de proyección cortical (C) y la imagen combinada (D). A: Anterior; P: posterior; M: medial; D: Dorsal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 7
Figura 7: fotografías de alta magnificación de resultados representativos. (A) una sección óptica de la imagen en la figura 6. Imagen de espesor = 20 μm. (B) neuronas de proyección secundario-cerebral EGFP marcado en un ratón heterozigótica de la Crym-egfp en 6 semanas de edad. Imagen de espesor = 30 μm. (C) Subcerebral proyección de neuronas (magenta) fueron etiquetadas mediante la inyección de CTB488 en el puente de Varolio de ratones C57BL/6J en día postnatal celdas 49 y expresan parvalbúmina (verde) se visualizaron por el método de elAbSca. Imagen de espesor = 55 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Fluoróforo Por ejemplo: (nm) Filtro (nm)
EGFP 910 500-550 (FF03-525/50-25, Semrock)
tdTomato 1.000 578-633 (D605 / 55m, Chroma)
Alexa Fluor 488 750 500-550 (FF03-525/50-25, Semrock)
Alexa Fluor 555 750 563-588 (FF03-575/25-25, Semrock)
Alexa Fluor 594 750 601-657 (FF01-629/56, Semrock)
DAPI 700 400-480 (FF01-492/SP-25, Semrock)

Tabla 1: Longitudes de onda de excitación y filtros para microscopía de dos fotones.

Tabla 2: reactivos para el método de e AbScal. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Antígeno de Animales inmunizados Identificación del producto Concentración bloque de 3 mm. Rebanada de 500 μm
NeuN Ratón MAB377 1: 500 ND +
NeuN Conejo ABN78 1: 500 ND +
CTIP2 Rata ab18465 1: 100 L1-L6 +
Statb2 Ratón ab51502 1: 100 - -
GAD67 Ratón MAB5406 1: 200 ND +
GABA Conejo A2052 1: 100 - -
Parvalbúmina Ratón 235 1: 1000 ND +
Parvalbúmina Cabra PV-ir-Af460 1: 100 L1-L2/3 +
Parvalbúmina Ratón P3088 1: 1000 ND +
Parvalbúmina Conejo ab11427 1: 500 ND -
Somatostatina Conejo T-4103 1: 1000 L1-L2/3 +
c-Fos Conejo PC38 1: 1000 ND +

Tabla 3: penetración de los anticuerpos prueba. Resultados para 3 mm de espesor de bloques se muestra como sigue; L1-L6: penetración en el grosor cortical todo; L1-L2/3: de penetración hasta la capa 2/3; -: no etiquetado; ND: no determinado. Se muestran resultados de 500 μm de espesor rebanadas como sigue; +: etiquetado uniforme; -: no o etiquetado.

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Discussion

Hemos presentado los procedimientos para obtener imágenes tridimensionales a gran escala de la organización de tipo específico de célula los principales tipos de células en capa neocortical ratón 5. En comparación con la tinción de corte convencional, el método es más útil en la determinación de la organización tridimensional del neocórtex. El método permite la adquisición de la imagen de la más amplia y las regiones más profundas del cerebro en comparación con el típico en vivo 2-fotón microscopia o microscopía confocal convencional y, por lo tanto, pueden permitir el análisis integral de los celulares neocorticales organización.

Un paso crucial del método es la penetración del anticuerpo. Un subconjunto de los anticuerpos muestra penetración pobre en gruesos ejemplares (tabla 3) y, por lo tanto, no se puede utilizar para el método AbScale. Para obtener un etiquetado uniforme con los anticuerpos utilizados en este estudio, fue necesario cortar el cerebro 500 μm. El uso de pequeños fragmentos de anticuerpos, por ej., Fab o F(ab') 2 fragmentos y otro claro métodos21,22,23,24,25,26, 27,28 puede mejorar los resultados.

Especificidad de unión a antígeno anticuerpo es caracterizada generalmente en rebanadas del tejido fino pero podría ser diferente en tejidos gruesos procesado para claro. Para controlar la especificidad del anticuerpo, etiquetadas Co tejidos con trazador inyección y marcador de genes en animales transgénicos y también realizó experimentos de bloqueo usando antígeno las proteínas y péptidos14. Estos procedimientos y experimentos de control de animales mutantes que carecen de los antígenos target debe ser útiles para confirmar la especificidad de los anticuerpos.

Una limitación del método es que algunas deformaciones de la pieza es inevitable debido a la manipulación de las muestras a granel suave. La obtención de imágenes en vivo antes de la fijación y el uso de estas imágenes como referencias ayudarán a corregir dichas deformaciones.

Los procedimientos actuales fueron diseñados para el análisis de la capa neocortical 5. Recientes análisis han identificado muchos marcadores moleculares tipos de células neuronales de etiqueta en otras capas4,5,6,7, y puede permitir la aplicación de estos creadores en el presente método identificación de la organización celular importante en otras capas. Además, debe ser posible realizar análisis similares en regiones del cerebro que no sea el neocortex y en órganos distintos al cerebro, para investigar si existe una precisa organización celular similar a microcolumns.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Agradecemos a Atsushi Miyawaki y Hiroshi Hama para su asesoramiento en los experimentos de elAbSca, Charles Yokoyama para la edición del manuscrito, Eriko Ohshima y Miyuki Kishino su asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por fondos de investigación de RIKEN T.H. y subvenciones para la investigación científica desde el Ministerio de educación, cultura, deportes, ciencia y tecnología (MEXT) de Japón a T.H. (áreas innovadoras "Mesoscópica Neurocircuitry"; 22115004) y S.S. (25890023).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Crym-egfp transgenic mice MMRRC 012003-UCD
Tlx3-cre transgenic mice MMRRC 36547-UCD
ROSA-CAG-flox-tdTomato mice Jackson Laboratory JAX #7909
Silicone rubber sheet AS ONE 6-611-01 0.5 mm thickness
Silicone rubber sheet AS ONE 6-611-02 1.0 mm thickness
Silicone rubber sheet AS ONE 6-611-05 3.0 mm thickness
Petri dishes Falcon 351008
Cover glass Matsunami C022241
Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 488 conjugate Invitrogen C22841
Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 555 conjugate Invitrogen C22843
Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 594 conjugate Invitrogen C22842
Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 647 conjugate Invitrogen C34778
26 G Hamilton syringe Hamilton 701N
Injector pump KD Scientific KDS 310 Pons injection
Injector pump KD Scientific KDS 100 Superior colliculus injection
Manipulator Narishige SM-15
Sodium pentobarbital Kyoritsu Seiyaku Somnopentyl
Isoflurane Pfizer
Lidocaine AstraZeneca Xylocaine injection 1% with epinephrine
Drill Toyo Associates HP-200
Avitene microfibrillar hemostat Davol Inc 1010090
Alonalfa Daiichi-Sankyo Alonalpha A
Surgical silk Ethicon K881H
Incubator UVP HB-1000 Hybridizer
Glass pipette Drummond Scientific Company 2-000-075
Electrode puller Sutter Instrument Company P-97
Paraffin Liquid, light Nacalai tesque 26132-35
Saline Otsuka 1326
Paraformaldehyde Nacalai tesque 26126-54
Tungsten needle Inter medical Φ0.1 *L200 mm
Vibratome Leica VT1000S
50 mL plastic tube Falcon 352070
α-thioglycerol Nacalai tesque 33709-62
D(-) Fructose Nacalai tesque 16315-55
BluTack Bostik CKBT-450000
Two-photon microscope Nikon A1RMP
Water-immersion long working distance objectives Nikon CFI Apo LWD 25XW, NA 1.1, WD 2 mm
Water-immersion long working distance objectives Nikon CFI LWD 16XW, NA 0.8, WD 3 mm
Motorized stage COMS PT100C-50XY
Filter Semrock FF01-492/SP-25
Filter Semrock FF03-525/50-25
Filter Semrock FF03-575/25-25
Filter Semrock FF01-629/56
Filter Chroma D605/55m
5 mL plastic tube AS ONE VIO-5B
2 mL plastic tube Eppendorf  0030120094
Urea Nacalai tesque 35905-35
Triton X-100 Nacalai tesque 35501-15
Glyserol Sigma-aldrich 191612
D(-)-sorbitol Wako 191-14735
Methyl-β-cyclodextrin Tokyo chemical industry M1356
γ-Cyclodextrin Wako 037-10643
N-acetyl-L-hydroxyproline Skin Essential Actives 33996-33-7
DMSO Nacalai tesque 13445-45
Bovine Serum Albumin Sigma-aldrich A7906
Tween-20 (1.1 g/mL) Nacalai tesque 35624-15
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 Invitrogen A21422
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 Invitrogen A21428
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 Invitrogen A21235
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly CrossAdsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 Invitrogen A11029
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly CrossAdsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 Invitrogen A21206
Confocal microscope Olympus FV1000
Water-immersion long working distance objectives Olympus XLUMPLFLN 20XW, NA 1.0, WD 2 mm
Anti-NeuN Millipore MAB377
Anti-NeuN Millipore ABN78
Anti-CTIP2 Abcam ab18465
Anti-Statb2 Abcam ab51502
Anti-GAD67 Millipore MAB5406
Anti-GABA Sigma A2052
Anti-Parvalbumin Swant 235
Anti-Parvalbumin Frontier Institute PV-Go-Af460
Anti-Parvalbumin Sigma P3088
Anti-Parvalbumin Abcam ab11427
Anti-Somatostatin Peninsula Laboratories T-4103
Anti-c-Fos CalbioChem PC38

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References

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