Un protocollo in vitro per la valutazione dei livelli, delle funzioni e dei geni target associati nelle cellule tumorali

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Genetics

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Summary

Questo protocollo utilizza una reazione a catena di polimerasi in tempo reale basata su sonda (PCR), un saggio SRB (sulforhodamine B), una clonazione di 3 regioni non tradotte (3' UTR) e un analisi luciferasi per verificare i geni bersaglio di un miRNA di interesse e per comprendere le funzioni dei miRNA.

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Seo, H. A., Hwang, C. Y., Moeng, S., Park, J. K. An In Vitro Protocol for Evaluating MicroRNA Levels, Functions, and Associated Target Genes in Tumor Cells. J. Vis. Exp. (147), e59628, doi:10.3791/59628 (2019).

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Abstract

I microRNA (miRNA) sono piccoli RNA regolatori che sono riconosciuti per modulare numerose vie di segnalazione intracellulare in diverse malattie tra cui i tumori. Questi piccoli RNA normativi interagiscono principalmente con le regioni non tradotte 3' dei loro RNA messaggeri bersaglio (mRNA) con conseguente inibizione dei processi di decodifica degli mRNA e l'aumento delle degradazioni di mRNA bersaglio. Sulla base dei livelli di espressione e delle funzioni intracellulari, i miRNA sono in grado di fungere da fattori regolatori di mRNA oncogeni e soppressivi. L'identificazione dei geni bersaglio in buona fede di un miRNA tra centinaia o addirittura migliaia di bersagli computazionalmente previsti è un passo cruciale per discernere i ruoli e i meccanismi molecolari di base di un miRNA di interesse. Sono disponibili vari programmi di previsione mirati a miRNA per cercare possibili interazioni miRNA-mRNA. Tuttavia, la domanda più impegnativa è come convalidare i geni bersaglio diretti di un miRNA di interesse. Questo protocollo descrive una strategia riproducibile dei metodi chiave su come identificare gli obiettivi di miRNA correlati alla funzione di un miRNA. Questo protocollo presenta una guida pratica sulle procedure passo-passo per scoprire i livelli di miRNA, le funzioni e gli mRNA bersaglio correlati utilizzando la reazione a catena di polimerasi in tempo reale basata su sonda (PCR), il saggio sulla sulforhodamina B (SRB) a seguito di una trasfezione mimica miRNA , generazione di curve dose-risposta, e l'assaggio di luciferasi insieme alla clonazione di 3' UTR di un gene, che è necessario per una corretta comprensione dei ruoli dei singoli miRNA.

Introduction

I microRNA (miRNA) sono i piccoli RNA regolatori che modulano principalmente il processo di traduzione e degrado degli RNA messaggeri (mRNA) reagendo alle regioni 3 ' non tradotte (3' UTR) nei geni bersaglio in buona fede1. L'espressione dei miRNA può essere regolata da meccanismi trascrizionali e post-trascrizione. Lo squilibrio di tali meccanismi normativi porta livelli di espressione incontrollati e distintivi dei miRNA in numerose malattie, tra cui i tumori2. Un singolo miRNA può avere più interazioni con diversi mRNA. Di conseguenza, un singolo mRNA può essere controllato da vari miRNA. Pertanto, le reti di segnalazione intracellulare sono influenzate da miRNA espressi in modo distintivo attraverso i quali i disturbi fisiologici e le malattie possono essere avviati e deteriorati2,3,4, 5 Del numero 3( , 6. Sebbene l'espressione alterata dei miRNA sia stata osservata in vari tipi di cancro, i meccanismi molecolari che modulano le maniere delle cellule tumorali in combinazione con i miRNA sono ancora in gran parte sconosciuti.

Sempre più prove hanno dimostrato che i ruoli oncogeni o soppressivi dei miRNA dipendono dai tipi di cancro. Ad esempio, prendendo di mira la box forcella o3 (FOXO3), miR-155 promuove la proliferazione cellulare, la metastasi e la chemoresistance del cancro colorettale7,8. Al contrario, la restrizione dell'invasione delle cellule glioma è indotta dal miR-107 attraverso la regolazione dell'espressione neurogenica di locus notch omolog proteina 2 (NOTCH2)9. La valutazione delle interazioni miRNA-bersaglio in relazione alle funzioni di miRNA è una parte indispensabile per comprendere meglio come i miRNA regolano i vari processi biologici in stati sani e malati10. Inoltre, la scoperta di bersagli in buona fede dei miRNA può fornire ulteriormente una strategia messa a punto per una terapia basata su miRNA con vari farmaci anti-cancro. Tuttavia, la sfida principale nel campo dei miRNA è l'identificazione di obiettivi diretti di miRNA. Qui, i metodi dettagliati sono presentati come approcci sperimentali riproducibili per la determinazione del gene bersaglio miRNA. Il successo della progettazione sperimentale per l'identificazione del bersaglio del miRNA comporta vari passaggi e considerazioni (Figura 1). Il confronto dei livelli di miRNA maturi nelle cellule tumorali e nelle cellule normali può essere una delle procedure comuni per selezionare un miRNA di interesse (Figura 1A). Lo studio funzionale di un miRNA selezionato per rilevare gli effetti di un miRNA sulla proliferazione cellulare è importante per restringere l'elenco dei migliori potenziali bersagli candidati di un miRNA di interesse (Figura 1B). Sulla base delle funzioni sperimentalmente convalidate dei miRNA, è necessaria una revisione sistematica della letteratura e del database in azienda con un programma di previsione del target di miRNA per cercare le informazioni più rilevanti sulle funzioni geniche (Figura 1C). L'identificazione dei geni bersaglio reali di un miRNA di interesse può essere ottenuta implementando esperimenti come il saggio luciferasi insieme alla clonazione di 3' UTR di un gene, PCR in tempo reale e gonfiore occidentale (Figura 1D). L'obiettivo dell'attuale protocollo è quello di fornire metodi completi di esperimenti chiave, la reazione a catena di polimerasi in tempo reale basata su sonda (PCR), il saggio sulla sulforhodamina B (SRB) in seguito a una trasfezione mirnamista, generazione di curve dose-risposta e lucidferasi insieme alla clonazione di 3' UTR di un gene. Il protocollo attuale può essere utile per una migliore comprensione delle funzioni dei singoli miRNA e dell'implicazione di un miRNA nella terapia del cancro.

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Protocol

1. Analisi dell'espressione del MicroRNA maturo (miRNA)

  1. Sintesi del DNA complementare (cDNA) del miRNA maturo
    1. Aggiungere 254 ng di RNA totale e 4,5 ll di miscele deoxyribonuclease I (DNase I), quindi aggiungere acqua ultrapura nei tubi a strisce PCR per fare fino a 18 l (Figura 2A). Preparare la reazione per ogni campione totale di RNA purificato da diverse linee cellulari utilizzando una quantità sufficiente di miscele di DNase I in base al numero totale di reazioni.
      NOT: Le miscele DNase I sono composte da DNase I (1,8 gradi centigradi), inibitore di ribonuclease (0,3 l) e 25 mM MgCl2 (2,4 l). Per procurarsi l'RNA totale, è stato applicato un metodo di estrazione basato su colonne invece di utilizzare un metodo di estrazione basato sul fenloroforo. È stato riferito che il rendimento di estrazione di alcuni miRNA può essere variato a seconda del numero di cellule quando si utilizza un metodo di estrazione basato sul fenolo11,12.
    2. Incubare i tubi in un ciclore termico. Far eseguire i tubi per 10 minuti a 37 gradi centigradi, e inattivare il calore DNase I di 5 minuti di incubazione a 90 gradi centigradi. Posizionare immediatamente i tubi sul ghiaccio dopo l'incubazione.
    3. Trasferire 7,1 - L di DNase I ha trattato l'RNA totale in 2 serie di nuovi tubi e quindi aggiungere 1,5 - L di primer antisenso per il gene di dehydrogenasi di gliceraldeide-3-fosfato (GAPDH) (Figura 2B).
      NOT: La quantità di RNA totale per la sintesi cDNA diventa 100 ng in questa fase. La concentrazione di stock di primer antisenso GAPDH è di 10 -M. L'aggiunta di primer antisense GAPDH è per la generazione di cDNA GAPDH utilizzando un metodo di primer gene-specifico.
    4. Incubare i tubi utilizzando un ciclore termico. Iniziare a 80 gradi centigradi per 5 min seguiti dalla reazione a 60 gradi centigradi per 5 min.
    5. Aggiungere 3,4 l di miscele di enzimi di trascrizione inversa (RT) in ogni reazione (Figura 2B). Le miscele di enzimi RT sono composte da trestide deoxyribonucleotide da 100 mM (0,15 lgg, 10x RT buffer (1,5 l), inibitore di ribonuclease (0,75L) e enzimi di trascrizione inversa (1 llà). Preparare una quantità sufficiente di miscele in base al numero totale di reazioni.
    6. Aggiungete 3 primer di 5x RT per un miRNA specifico in ogni reazione (Figura 2B).
      NOT: Il volume totale è di 15 l per ogni reazione.
    7. Eseguire i tubi utilizzando un ciclore termico. Iniziare a 16 gradi centigradi per 30 minuti seguito dalla reazione a 42 gradi centigradi per 30 minuti, e infine a 85 gradi centigradi per 5 minuti Conservare a 4 gradi centigradi per qualsiasi tempo rimanente (Figura 2B). In questo passaggio vengono generati cDNA a filamento singolo sia per un miRNA specifico che per un gene GAPDH nello stesso tubo.
  2. Reazione della catena di polimerasi in tempo reale (PCR) e analisi dei dati
    1. Diluire ogni cDNA con acqua ultrapura a un rapporto 1:49.
    2. Preparare le miscele di reazione per un miRNA specifico e GAPDH (Tabella 1). Per la rilevazione di un miRNA e GAPDH specifici, impostare reazioni triplicate per ogni campione di cDNA.
    3. Eseguire la PCR in tempo reale e l'analisi dei dati (Figura 2C). Analizzare i dati utilizzando il metodo CT comparativo13,14.

2. MicroRNA (miRNA) MimicTransfection

NOTA: miRNA-107 viene selezionato al punto 1. Poiché il miRNA-107 è down-regolato nelle cellule tumorali rispetto alle cellule normali, si può ipotizzare che il miRNA-107 sia un miRNA soppressivo tumorale. Nel caso di un miRNA che è up-regolato nelle celluletumorali rispetto alle cellule normali (ad esempio, miRNA-301), gli oligonucleotidi antisenso contro il miRNA-301 possono essere applicati per i passi 2, 3 e 4.

  1. Contare le celle con un dispositivo di conteggio camera e piastrare le cellule in una piastra di 96 pozze. La densità cellulare è 2 x 103 celle/100 -L per ogni pozzo. Non utilizzare mezzi di coltura cellulare contenenti penicillina-streptomicina (P/S) perché P/S può ridurre l'efficienza della trasfezione.
  2. Preparare una serie di miscele di trasfezione per trasfecare le cellule a diverse concentrazioni finali di imitazione del controllo mimetica e imitare il giorno successivo (Figura 3).
    1. Dallo stock (concentrazione di 25 M) di mimimi o miRNA-107 mimica di miRNA, diluire e aggiungere la corrispondente quantità di controllo mimi o miRNA-107 nel supporto a ridotto siero insieme a un reagente di trasfezione utilizzando tubi di microcentrifuga (Figura 3A). Mescolare delicatamente l'oligo contenente miscele utilizzando una micropipetta. La quantità totale di oligos (controllo mimetico miRNA - miRNA-107 imitare) dovrebbe essere la stessa in ogni pozzo. I pozze vuoti includono 100 l di supporti di coltura cellulare e supporti a ridotto siero contenenti un reagente di trasfezione senza cellule.
  3. Dopo un'incubazione di 10 min in una cappa cellulare, mescolare delicatamente l'oligo contenente miscele di nuovo e quindi aggiungere 50 .L delle miscele in ogni pozzo. Mantenere le cellule trasfette in un'incubatrice di coltura cellulare. Sostituire il reagente di trasfezione contenente i supporti con i mezzi di coltura delle cellule fresche contenenti sia il siero bovino fetale fetale (FBS) che la P/S dopo l'incubazione di 6-12 h. Incubano ulteriormente le cellule per 72 h. La durata totale del trattamento del miRNA mirna è di 96 h.

3. Sulforhodamine B (SRB) Assay

  1. Fissazione delle celle
    1. Rimuovere il supporto di coltura cellulare in ogni pozzetto della piastra e riempire prontamente 100 L di 10% di acido tricloroacetico (TCA) in ogni pozzo. Aspirare con attenzione i mezzi di coltura cellulare da ogni pozzo per evitare danni alle cellule e distacco dal basso.
      NOT: Preparare il 40% di TCA aggiungendo 20 g di polvere TCA in 50 mL di acqua distillata. Dal 40% di TCA, fai il 10% di TCA diluindo il 40% di TCA con acqua distillata a un rapporto di diluizione 1:3.
    2. Conservare la piastra contenente il 10% di TCA in frigorifero (4 gradi centigradi) per 1 ora.
    3. Lavare il piatto più volte immergendosi nella vasca d'acqua e asciugarlo. Rimuovere l'acqua in eccesso dall'interno dei pozzi toccando la piastra fino a quando non c'è più acqua nei pozzi. Lasciare il piatto su un banco di laboratorio per asciugarlo prima di andare al passo successivo.
  2. Colorazione cellulare
    1. Pipetta 50 -L di 0,4% soluzione SRB in ogni pozzo compresi i pozze vuote. Agitare delicatamente la piastra fino a quando la soluzione SRB 0,4% copre costantemente il fondo dei pozze.
      NOT: Preparare e utilizzare la soluzione SRB 0,4% aggiungendo 0,4 g di polvere SRB in 100 mL di acido acetico dell'1%. Agitare la soluzione con attenzione per mescolarla. Avvolgere la bottiglia di 0,4% soluzione SRB in un materiale protettivo leggero come la mina di alluminio. Conservare lo 0,4% della soluzione SRB in frigorifero.
    2. Dopo l'incubazione per 40 min a 60 min, lavare la piastra risciacquandola con l'1% di acido acetico. Lavare la piastra fino a quando il tinrinono non legato è completamente lavato via (Figura 3B).
    3. Lasciare il piatto su un banco di laboratorio per asciugarlo prima di andare al passo successivo.
      NOT: La piastra deve essere completamente essiccata prima di andare al passaggio 3.3.
  3. Misurazione dell'assorbimento
    1. Pipette 100 L di soluzione di base Tris (10 mM) nei pozzi corrispondenti, compresi i pozze vuote. Mantenere la piastra su uno shaker per 10 min. Misurare l'assorbimento a 492 nm.

4. Generazione di una curva dose-risposta

  1. Analizzare i dati di analisi SRB in un foglio di calcolo. Sottrarre l'assorbimento vuoto dai valori di assorbimento di ciascun gruppo e calcolare la media (AVE) e la deviazione standard (STD) dei valori di assorbimento di ciascun gruppo.
  2. Calcolare la percentuale di assorbimento medio (AVE%) e quella della deviazione standard (STD%) di ogni gruppo utilizzando i valori di assorbimento del saggio SRB.
    NOT: Il aVE% del gruppo trattato con controllo miRNA è del 100%. Calcolare la STD% utilizzando la seguente formula: STD% - (STD di ogni gruppo / assorbimento AVE del controllo imitare il gruppo trattato) x 100.
  3. Importa i dati grezzi, incluse le concentrazioni di trattamento, AVE% e STD% nel software allineando verticalmente tali dati. Poiché il Log 0 non è definito, impostare la prima concentrazione dell'asse X su un valore vicino a 0 (ad esempio,0,01).
  4. Fare clic sulla scheda Crea grafico e scegliere Barre di errore a dispersione semplice. Selezionare Le colonne del foglio di lavoro come valori di simbolo e fare clic su Avanti. Nel pannello Formato dati, selezionare coppie XY e fare clic su Avanti. Selezionare le colonne di dati corrispondenti nel pannello dati di selezione. Fare clic sul pulsante Fine per creare il grafico.
    NOT: L'asse X rappresenta le concentrazioni, l'asse Y indica la percentuale di assorbimento medio di ogni concentrazione (AVE%) e le barre di errore indicano la percentuale di deviazione standard di ogni concentrazione (STD%).
  5. Fare doppio clic sull'asse X per modificare il tipo di scala e il ridimensionamento dell'asse. Modificare il tipo di scala da lineare a log. Modificare il numero di intervallo iniziale e finale rispettivamente su 0,01 e 200.
  6. Fare clic con il pulsante destro del mouse su qualsiasi grafico a dispersione, scegliere Adattamento curva e passare alla sottocategoria Definita dall'utente. Selezionare Curva dose-risposta, fare clic su Pulsanti Avanti e quindi fare clic su Fine pulsante. La curva dose-risposta viene ora generata insieme a una scheda del report (Figura 4A).
    1. Per immettere l'equazione 1 nel software per la generazione di una curva dose-risposta, fare clic sulla scheda Analisi e selezionare Procedura guidata di regressione. Passare a Definito dall'utente nella categoria di equazioni e quindi fare clic sul pulsante Nuovo. Inserire l'equazione 1, le variabili, i parametri iniziali e i vincoli nelle caselle vuote corrispondenti (Figura 4B, C). Fare clic sul pulsante Aggiungi come e impostare il nome dell'equazione come Curva dose-risposta. Il nome dell'equazione viene ora generato nella sottocategoria Definita dall'utente nella categoria di equazioni. f indica la percentuale di fattibilità cellulare (% di fattibilità cellulare) nell'equazione 1.

Equazione 1
Equation 1

  1. Passare alla scheda del report e quindi controllare i valori n, k e R.
    NOTA: y0 indica la vitalità cellulare al 100% del gruppo trattato con miRNA, n indica il coefficiente di tipo Hill (la pendenza di un grafico), k indica la concentrazione di miRNA-107 imitache che produce un 50% dell'effetto massimo del miRNA-107 (la metà concentrazione inibitoria massima, IC50), e R indica la frazione residua inalterata (la frazione di resistenza)15. L'equazione utilizzata per generare una curva dose-risposta riconosce l'intervallo da y0 a R valore (se presente) come 100% (Figura 4A). Pertanto, è necessario acquisire il valore k (IC50) rettificato calcolato in base all'intervallo da y0 a un valore pari a zero (Figura 4A). Il k regolato (IC50) insieme ad altri valori ICx (ad esempio., da ICda 10 a IC90) può essere ottenuto utilizzando l'equazione 2, derivata dall'equazione 1. La derivazione dell'equazione 2 dall'equazione 1 è indicata nella figura 1 supplementare.

Equazione 2
Equation 2

  1. Fare doppio clic con il pulsante sinistro del mouse sulla cella in cui viene applicata l'equazione 2. Utilizzando l'equazione 2 e i parametri della curva dose-risposta generata, è possibile calcolare i valori rettificati di ICx, che vanno da IC10 a IC90 (Figura 4D).
  2. Immettere il segno di uguale seguito dalla formula che inizia con una parentesi nella cella. Quando si immette la formula, correggere il valore di n, k e R come riferimenti di cella assoluti aggiungendo il simbolo del dollaro alla colonna e alla riga corrispondenti, in modo che questi valori fissi non vengano modificati quando la formula viene riempita automaticamente nelle righe (Figura 4D). In alternativa, i valori rettificati possono essere calcolati manualmente utilizzando l'equazione 2.
    NOT: Valore IC90 non è determinato perché il valore R è maggiore di 10. Inoltre, se il valore di R è superiore a 20, non viene determinato anche il valore di IC80 (Figura 4D).

5. Verifica del gene bersaglio diretto di un microRNA di interesse

NOT: Dopo aver eseguito l'esperimento funzionale come il saggio SRB, il miRNA-107 è confermato come un miRNA soppressivo del tumore ed è altamente fattibile che miRNA-107 si riperdi direttamente agli oncogeni. Controllare l'elenco di tutti i geni bersaglio previsti utilizzando un programma di previsione del bersaglio miRNA come TargetScan (http://www.targetscan.org/vert_71/), quindi restringersi ai potenziali bersagli candidati in base alla funzione di un gene in database, tra cui PubMed e GeneCards.

  1. Primer design per la clonazione della regione non tradotta a 3' (UTR)
    1. Inserire il nome di un gene in GeneCards (https://www.genecards.org/) e fare clic su Simbolo di un gene. Valuta il browser del genoma di Ensembl facendo clic su Ensembl ID di un gene e quindi fai clic su Id trascrizione nella tabella delle trascrizioni. Dopo di che, fare clic su Exons esistiti nell'elenco basato su trascrizione viene visualizzato a sinistra.
    2. Copiare le sequenze nucleotidiche dell'UTR da 3' e incollarlo nel programma di progettazione del primer. Copiare nuovamente le sequenze da questo programma e incollarle in un elaboratore di testi. Controllare la presenza di sequenze di legame miRNA e la presenza di siti di enzimi di restrizione utilizzati per la clonazione.
      NOT: Se non ci sono siti di riconoscimento degli enzimi di restrizione all'interno dell'UTR 3', gli enzimi di restrizione selezionati per la clonazione possono essere utilizzati per la fase successiva.
    3. Nel programma di progettazione dei primer, accettare le sequenze UTR 3' e iniziare a progettare i primer avanti e indietro con la seguente condizione. Lunghezza: 20-30 nucleotidi, Tm: 45-58 SC, GC%: 40-60%. La differenza tra i valori Tm dei due primer deve essere inferiore a 5 . Le sequenze di primer utilizzate in questo studio sono fornite nella Figura 2 supplementare. Aggiungi sequenze di riconoscimento degli enzimi di restrizione e 4 nucleotidi casuali ai primer progettati.
  2. Sfumatura PCR
    1. Preparare 25 ll l di miscele di reazione PCR tra cui primer progettati per una temperatura di annealing (Tabella 2). Preparare una quantità sufficiente di miscele in base al numero totale di reazioni. Mescolare la soluzione con la pipettatura e aggiungere 25 - L di miscele di reazione in ogni tubo. Centrifugare i tubi per alcuni secondi.
    2. Eseguire 35-40 cicli PCR dalla fase di denaturazione alla fase di estensione. Impostare il ciclo pcR come segue: 98 gradi centigradi per 1 ciclo, fase di attivazione della polimerasi), 95 C per 10 s (fase di denaturazione), 45 C-68 C per 30 s (passo di irrigazione), 68 gradi (passo di estensione, 10 s-1 min per 1000 bp), 68 c per 3 min (passaggio di interruzione) , e infine raffreddare fino a 4 gradi centigradi.
    3. Eseguire i prodotti PCR e controllare le bande su un gel di agarose 1% con scale di DNA. Trovare la migliore temperatura di annessione (Figura 5A). Amplifica 3' UTR di un gene utilizzando di nuovo la migliore temperatura di annealing per il passo successivo.
  3. Doppia digestione
    1. Fare le miscele di reazione tra cui due enzimi di restrizione, XhoI (o AsiSI) e NotI, in un tubo (Tabella 3). Incubare le miscele per 3-4 h con un bagno d'acqua (37 gradi centigradi).
    2. Eseguire i prodotti doppi digeriti su un gel di agarose 1% e poi tagliare le bande sotto la luce UV. Nel caso dei vettori luciferasi, prima di essere eseguito su un gel, reagiscono a i vettori a doppio digerimento con 10 U di fosfani alcalini per un altro 1 h per evitare una ricircolazione durante la fase di legatura.
    3. Purificare i prodotti PCR a doppia digestione e i vettori luciferasi dalle bande eccitate.
  4. Ligazione dei prodotti PCR nei vettori luciferasi
    1. Fare 20 - L di miscele di reazione di legatura tra cui il DNA ligase (tabella 4).
      NOT: Il rapporto molare tra il prodotto PCR (inserto) e il vettore luciferasi può essere 3:1. 1:1 o 2:1.
    2. Centrifugare brevemente il tubo per 10-15 s e incubare a 16 gradi durante la notte utilizzando un ciclore termico.
      NOT: In alternativa, il tubo può essere incubato a 4 gradi centigradi per 2-3 giorni per la legatura. In questa fase, l'inserto PCR verrà clonato nella regione posizionata a valle di un gene di reporter renilla (Figura 5B). Il legame dei miRNA nell'UTR clonato 3' di un gene può diminuire nell'attività della renilla. Firefly luciferase è per la normalizzazione dei livelli di espressione della renilla.
  5. Trasformazione e colonia PCR
    1. Aggiungere le miscele di legatura (3-5 gradi centigradi) nel tubo contenente celle competenti. Toccare delicatamente il tubo e tenerlo sul ghiaccio (20 min).
      NOTA: Sbloccare le celle competenti sul ghiaccio prima di aggiungere le miscele di legatura.
    2. Trasferire rapidamente e delicatamente il tubo in un blocco termico. Dopo un'ammortizzatore di calore (42 gradi centigradi per 30 s-1 min), posizionare il tubo sul ghiaccio per 20 minuti.
    3. Stendere celle competenti sulla piastra di agar Luria-Bertani (LB). Coltivare cellule competenti in un'incubatrice (37 gradi centigradi) durante la notte.
      NOT: L'ampicillina è contenuta nella piastra dell'agar.
    4. Scegli una colonia individuale e risospendi nuovamente E. coli in uno dei tubi a 8 strisce contenenti acqua ultrapura. Ripetere questo passaggio per risospendere E. coli da colonie 4-8 selezionate casualmente (Figura 5C).
    5. Trasferire 25 l di sospensione E. coli in un altro set di tubi a 8 strisce. Ora, ci sono 2 serie di tubi di sospensione E. coli.
      NOT: Un tubo è per colonia PCR e un altro è per l'inoculazione. La sospensione E. coli per l'inoculazione può essere temporaneamente conservata a 4 gradi centigradi (Figura5C).
    6. Eseguire la colonia PCR utilizzando la sospensione E. coli. Questo passaggio consente di determinare se le colonie contengono un inserto. Selezionare le migliori colonie per inoculare e isolare vettori luciferasi che ospitano 3' UTR di un gene (Figura 5C).
      NOT: Ripetere il passaggio 5.1-5.5 per ogni UTR 3' dei geni selezionati. Seguire le condizioni della reazione PCR mostrate nella Tabella 2 sostituendo il DNA genomico con la sospensione E. coli.
  6. Luciferasi assay
    1. Preparare un piatto di 24 pozze. Utilizzare 1-2 x 104 celle in 500 : supporti di coltura cellulare per ogni bene. Non utilizzare supporti di coltura cellulare contenenti P/S per la trasfezione perché l'utilizzo di P/S può ridurre l'efficienza della trasfezione.
    2. Transfect 50 ng di vettori luciferasi nelle cellule con controllo mimi o un mimio miRNA specifico utilizzando un reagente di trasfezione (Figura 5D). Se lo screening degli effetti di un miRNA specifico imitare a più di una concentrazione, mantenere la quantità totale di oligos stessa in ogni pozzo (vedi passo 2).
    3. Lavare l'interno dei pozzi due volte utilizzando la salina tampone di fosfato (PBS) il giorno successivo.
    4. Applicare 200 l di lisi reagente nei pozzi e svolgere sufficientemente la lisi cellulare prima di misurare l'attività di luciferasi.
      NOT: Mantenere la piastra su una piastra tremante almeno 15 min.
    5. Trasferire 5-10 luny di cella nel nuovo tubo e aggiungere 100 l of reagent I. Mescolare immediatamente la soluzione pipettando e leggere l'attività di luciferasi della lucciola utilizzando un luminometro.
      NOT: Leggi l'attività di luciferasi della lucciola per 10-15 s.
    6. Aggiungere 100 l di reagente II nello stesso tubo, quindi mescolare pipettando due volte. Leggi l'attività di renilla luciferate per 10-15 s utilizzando un luminometro. Ripetere i passaggi 5.6.5 e 5.6.6 per ogni campione.
    7. Calcolare il rapporto tra renilla e lucciola (Figura 5E).
      NOT: L'attività della lucciola rappresenta l'efficienza di trasfezione dei costrutti luciferasi nelle cellule.

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Representative Results

Una conferma efficace e accurata dei livelli di miRNA è importante per l'interpretazione dei dati con cui la classificazione dei miRNA è possibile sulla base dei ruoli previsti dei miRNA nello sviluppo e nella progressione di una malattia. I livelli di miRNA-107 e miRNA-301 sono stati misurati in tre linee cellulari del pancreas utilizzando la PCR quantitativa basata sulla sonda. La sintesi di cDNA sia di un miRNA specifico che di un gene di riferimento nella stessa reazione può aumentare la riproducibilità dei dati. PANC-1 e CAPAN-1 sono linee cellulari di adenocarcinoma duttale pancreatico umano, mentre HPNE è una linea cellulare del condotto del pancreas immortalata trasdotta con un vettore di espressione retrovirale che ospita il gene della trascrizione inversa della telomerasi umana (hTERT). miRNA-107 è stato significativamente ridotto nelle cellule PANC-1 e CAPAN-1 rispetto alle cellule HPNE (Figura2C). I livelli di miRNA-301 sono stati significativamente up-regolati nelle cellule PANC-1 e CAPAN-1 rispetto alle cellule HPNE. Questi risultati sono in accordo con precedenti rapporti che miRNA-107 è epigeneticamente inattivato nelle cellule tumorali pancreatiche e che i livelli di miRNA-301 sono più elevati nelle cellule adenocarcinoma duttali pancreatiche rispetto alle normali cellule duttali pancreatiche16, 17.

Il bromo 3-(4,5-dimetilthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromuro (MTT) riflette le attività metaboliche delle cellule. Questa caratteristica ha un'opportunità significativamente più alta per acquisire la mancanza di correlazione tra il saggio MTT e il numero totale di cellule poiché le condizioni di analisi tra cui un tipo di reagenti di trattamento possono influenzare gravemente la riduzione enzimatica del tetrazolium 18,19. Per superare questa limitazione, è stato applicato il saggio sulla sulforhodamina B (SRB) per misurare gli effetti del miRNA-107 sulla proliferazione cellulare per identificare le potenziali funzioni biologiche di miRNA-107. La quantità di tinture SRB vincolate nelle celle fisse può essere utilizzata come surrogato della modifica nel numero totale di celle. Il saggio SRB in questo studio dimostra chiaramente che la proliferazione delle cellule PANC-1 è diminuita a seguito di una trasfezione mimetica di miRNA-107 (Figura 3). La concentrazione di miRNA-107 che ha causato un'inibizione del 50% di viabilità cellulare (IC50) è stata determinata dalla generazione di una curva dose-risposta. Inoltre, l'applicazione dell'equazione 2 è utile per calcolare tutte le possibili concentrazioni inibitorie (ICx) per valutare con precisione gli effetti del miRNA-107 (Figura 4).

L'esame della correlazione tra i livelli di miRNA e mRNA è un modo efficace per l'identificazione del bersaglio miRNA perché i miRNA possono regolare i livelli genici bersaglio attraverso la degradazione degli mRNA2,20. Tuttavia, poiché i miRNA agiscono anche a livello traslazionale senza influenzare i processi di degradazione dell'mRNA, la convalida sperimentale delle interazioni geniche miRNA-bersaglio utilizzando il saggio luciferasi è un passo essenziale. Il vantaggio principale di un assaggio di luciferasi è che questo saggio può escludere i cambiamenti dei livelli di mRNA regolati dalla degradazione degli mRNA21. Pertanto, la clonazione di 3' UTR di geni bersaglio previsti è un passo importante per identificare i geni bersaglio reali di un miRNA di interesse in combinazione con esperimenti PCR e blot occidentali in tempo reale. Un utilizzo efficiente dei vettori dual reporter consente di acquisire dati sperimentali inequivocabili poiché la misurazione dei livelli dei reporter di controllo può ridurre le variazioni sperimentali come il numero di cellule. I processi di normalizzazione dei dati di analisi luciferasi acquisiti da vettori contenenti 3' UTR di un gene di gamma sinucleina (SNCG) sono mostrati nella Figura 5E. Inoltre, lo screening di 11 potenziali obiettivi previsti di miRNA-107 mostra chiaramente che solo SNCG, un regolatore positivo della crescita delle cellule tumorali22,23, interagisce direttamente con miRNA-107 nelle cellule PANC-1 (Figura 6). Questa scoperta indica che miRNA-107 può regolare negativamente la proliferazione delle cellule PANC-1 modulando l'espressione SNCG.

Figure 1
Figura 1: Progettazione sperimentale per l'identificazione del bersaglio del miRNA. Questo diagramma mostra il flusso di un progetto sperimentale che aiuta a identificare l'obiettivo di un miRNA. (A) L'analisi dei livelli di espressione di miRNA maturi e la selezione di un miRNA di interesse. (B) Per lo studio funzionale di miRNA è possibile condurre tre esperimenti, come la trasfezione mimica del miRNA, il test SRB e la generazione di una curva dose-risposta per lo studio funzionale di miRNA selezionati. (C) Per restringere i geni bersaglio candidati di un miRNA di interesse, è utile controllare le informazioni e la funzione dei geni bersaglio previsti nei programmi di previsione target, Pubmed e GeneCard. (D) Dopo aver rilevato alcuni potenziali geni bersaglio candidati di un miRNA di interesse, è possibile condurre esperimenti pratici come la clonazione di 3' UTR di mRNA, analisi luciferasi, PCR in tempo reale e macchia occidentale per dimostrare finalmente l'obiettivo diretto geni di un miRNA di interesse. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Analisi dell'espressione miRNA matura. (A) Aggiungere l'RNA totale da ogni linea cellulare (PANC-1, CAPAN-1 e HPNE), le miscele DNase I e l'acqua ultrapura in tubi a strisce etichettati. Il volume totale in ogni tubo è di 18 (PANC-1 e CAPAN-1 sono linee cellulari del cancro al pancreas, mentre hpNE è una normale linea cellulare del condotto pancreatico). (B) Trasferire 7,1 - L di DNase I trattato miscele in 2 serie di nuovi tubi a strisce, e 1,5 L di primer antisenso per un gene GAPDH è anche aggiunto in ogni tubo. Incubare i tubi a strisce PCR a condizioni di reazione indicate. Successivamente, aggiungere le miscele di enzimi RT e i primer 5x RT per un miRNA specifico (miRNA-107 o miRNA-301) nei suoi tubi designati, quindi incubare nuovamente i tubi nelle condizioni indicate. Vengono generati cDNA a filamento singolo per un miRNA e UN GAPDH specifici. (C) I livelli di miRNA-107 e miRNA-301 maturi sono stati determinati dalla PCR in tempo reale basata su sonda utilizzando l'RNA totale isolato dalle cellule PANC-1, CAPAN-1 e HPNE. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Trasfezione mimetica e il saggio SRB. (A) Il pannello Superiore mostra la diluizione del controllo mimetica e miRNA-107 per preparare miscele di trasfezione. La gamma di concentrazioni finali di miRNA-107 mimic sono 0 nM, 1 nM, 5 nM, 10 nM, 25 nM, 50 nM e 100 nM. Il volume totale in ogni colonna è per la trasfezione delle cellule in un pozzo di una piastra di 96 pozze. Pannello inferiore mostra un esempio di ridimensionamento delle miscele di trasfezione per preparare una quantità sufficiente di miscele per la trasfezione delle cellule in 4 pozzi ad una concentrazione indicata. Aggiungete quindi 50 l di miscele in ogni pozzo seguendo il formato suggerito per tradurre il controllo mimetica imitare con miRNA-107 mime. Questa piastra è stata utilizzata per il saggio SRB, che include la fissazione cellulare, la colorazione cellulare e la misurazione dell'assorbimento. (B) Immagine effettiva della piastra del pozzo 96 che mostra le cellule macchiate SRB. Questa immagine mostra chiaramente che il numero di cellule PANC-1 diminuisce con l'aumentare della concentrazione di miRNA-107. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4: Generazione di una curva dose-risposta. (A) La curva rappresentativa dose-risposta delle cellule panC-1 trasfette imita remiva. Sono state inoltre incubate continuamente cellule transinfettate per 96 h. Vengono mostrati anche i parametri acquistati dalla curva dose-risposta. (B) Equazione, variabili, parametri iniziali e vincoli, insieme alle descrizioni di definizioni e valori. (C) Inserire le definizioni e i valori nei pannelli corrispondenti nel software. La "f" indica la % di fattibilità delle celle (ad esempio, il valore di "f" è "90" e "10" a IC10 e IC90, rispettivamente). Il valore y0 è 100 e indica la vitalità cellulare al 100% del controllo mimetica che imita le cellule trasfette. La "n" indica il coefficiente di tipo Collina (la pendenza di un grafico). La "k" indica la concentrazione di miRNA-107 che produce un 50% dell'effetto massimo del miRNA-107 (IC50). La "R" indica la frazione residua non interessata (la frazione di resistenza). (D) Questo pannello mostra come calcolare i valori ICx modificati in base ai parametri (n, k e R) acquisiti dall'equazione 1. La percentuale (%) la vitalità delle celle nel pannello rappresenta "f" nell'equazione 1 e calcolata sottraendo il valore x di ogni ICx da y0 (100). L'equazione 2 nella barra della formula del foglio di calcolo è indicata come "((((100-D3)/(D3-$B))) (1/$B) , $B ) per il calcolo del valore IC10 modificato. Applica l'equazione 2 ad altre celle per calcolare altri valori ICx premendo il pulsante sinistro del mouse sulla cella selezionata (colore rosso) e trascinando verso il basso nella cella del valore IC90. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 5
Figura 5: Verifica del gene bersaglio diretto di un miRNA di interesse. Gli esperimenti iniziano con la progettazione di primer per la clonazione di 3' UTR. I primer vengono utilizzati per la PCR sfumata. (A) La migliore temperatura di annessione può essere selezionata tra le sei temperature di analing indicate per amplificare 3' UTR di un gene. Successivamente, viene eseguita una doppia digestione con enzimi di restrizione e i prodotti PCR vengono silegate in vettori luciferasi. (B) I vettori Luciferase contenenti 2 geni reporter, lucciola e renilla luciferasi, possono essere utilizzati per vagliare le interazioni dei miRNA con 3' UTR di mRNA. Gli inserti PCR vengono clonati in una regione collocata a valle del gene del reporter della renilla. I prodotti ligate sono stati trasformati in celle competenti e hanno coltivato cellule sulla piastra di agar LB. (C) Le colonie individuali (#1 a #6) sono state raccolte e risospese in 50 - L di acqua ultrapura. La sospensione E. coli è stata utilizzata per la colonia PCR e l'inoculazione. Colony PCR è un comodo strumento per selezionare le migliori colonie per l'inoculazione e l'isolamento dei vettori luciferasi che ospitano 3' UTR di un gene. (D) Per il saggio luciferano, il controllo mimetico o miRNA-107 è stato trasincato in cellule PANC-1 con costrutti luciferasi utilizzando una piastra di 24 pozze. (E) Questo pannello dimostra i dati grezzi rappresentativi e il calcolo del rapporto tra renilla e lucciola dopo aver eseguito il test luciferase per la convalida di un gene SNCG come bersaglio miRNA-107. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 6
Figura 6: Screening dei geni bersaglio previsti di miRNA-107. Lo screening delle interazioni tra miRNA-107 e 3' UTR di bersagli previsti è stato eseguito in cellule PANC-1 utilizzando i costrutti luciferasi. Sulla base degli effetti negativi del miRNA-107 sulla proliferazione cellulare, sono stati determinati potenziali geni candidati per i saggi di clonazione e screening. Il controllo mimetico mimico o miRNA-107 è stato transinfettato in cellule PANC-1 con costrutti di luciferasi contenenti 3' UTR di ogni gene selezionato per 24 h. Il rapporto tra renilla e lucciola è stato calcolato e normalizzato in base ai livelli misurati di entrambe le luciferasi nelle cellule PANC-1. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

scoperta Mirna GAPDH
Componenti
Master mix per PCR in tempo reale basato su sonda (2x) 10 ll
Master mix per PCR in tempo reale basato su coloranti (2x) 10 ll
Miscela di sonde (5x) 4 ll
Primer GAPDH (1 xM ciascuno) 4 ll
CDNA diluito (1:49) 6 ll 6 ll
Volume totale 20 l l 20 l l

Tabella 1: Condizioni utilizzate per un rilevamento specifico di miRNA e GAPDH dalla PCR in tempo reale in questo studio.

Componenti 1x reazione Reazione 7x
buffer 5x 5 ll 35 ll
miscela dNTP (2,5 mM ciascuna) 2 ll 14 l l
Primer (10 m ciascuno) 1 ll 7 l'uomo
DNA genomico (2 ng/L) 16,5 ll 115,5 ll
Della polimerasi 0,5 l l 3,5 ll
Volume totale 25 ll 175 lL

Tabella 2: Composizione di miscele di reazione PCR per l'amplificazione di 3' UTR in questo studio.

Componenti 1x reazione
Buffer 10x 5 ll
Prodotti o vettori PCR Prodotti PCR: 25 vettori l: 1-2 g
Enzima di restrizione XhoI (o AsiSI) 2 ll
NotI restrizione enzima 2 ll
Acqua ultrapura x l l
Volume totale 50 ll

Tabella 3: Condizioni per la doppia digestione dei prodotti PCR e vettori luciferasi utilizzando enzimi XhoI (o AsiSI) e NotI in questo studio.

Componenti 1x reazione
Buffer 10x 2 ll
Vettori (doppia digerito) 50 ng
Prodotti PCR (inserto) x l l
Ligase 200 U
Acqua ultrapura y L
Volume totale 20 l l

Tabella 4: Reazioni di ligazione dei prodotti PCR a doppia digestione e vettori luciferasi con la ligase del DNA in questo studio.

Figura supplementare 1: la derivazione dell'equazione 2 dall'equazione 1. L'equazione 2 è derivata dall'equazione 1 per il calcolo dei valori ICx rettificati. Fare clic qui per scaricare questo file.

Figura supplementare Figura 2: Informazioni Primer. Fare clic qui per scaricare questo file.

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Discussion

Le strategie per la determinazione dei bersagli del miRNA in buona fede con le funzioni di un miRNA di interesse sono indispensabili per la comprensione di più ruoli dei miRNA. L'identificazione dei geni bersaglio di miRNA può essere una linea guida per interpretare gli eventi di segnalazione cellulare modulati dai miRNA in una cellula. Una presentazione di geni bersaglio funzionalmente importanti dei miRNA può fornire le conoscenze fondamentali per sviluppare una terapia basata su miRNA nel cancro.

Diversi metodi come microarray, sequenziamento della libreria di piccoli RNA, sequenziamento profondo, trascrizione inversa in situ PCR e gonfiore settentrionale possono essere applicati per esplorare i livelli di espressione del miRNA utilizzando l'RNA totale isolato dalle linee cellulari e dai tessuti24, 25,26. La profilazione ad alta produttività dei miRNA può fornire preziose informazioni sui fondamenti genetici dello sviluppo del cancro. L'analisi del miRNA basato su sonda è spesso usato per convalidare i dati di profilazione ed è anche adatto per vagliare alcuni miRNA di interesse. Tuttavia, la misurazione dei livelli di miRNA maturi utilizzando la PCR in tempo reale basata su sonda è limitata per determinare se i miRNA maturi sono regolati nelle fasi di trascrizione o attraverso la regolazione della maturazione. La PCR in tempo reale basata su tine e il gonfiore settentrionale sono stati introdotti per misurare i livelli precursori di miRNA27,28. La misurazione dei precursori di miRNA insieme ai livelli di miRNA maturi può fornire ulteriormente informazioni su come sono regolati i livelli di miRNA maturi. Inoltre, una comprensione completa della regolazione dei livelli di miRNA è indispensabile per lo sviluppo di approcci terapeutici basati su miRNA.

Gli saggi di proliferazione cellulare come il saggio MTT a base di tetrazolium sono applicabili per vagliare gli effetti dei reagenti di trattamento come le mimiche dei miRNA. Poiché l'analisi MTT riflette le attività metaboliche delle cellule basate sulla riduzione del tetrazolio da parte delle ossidoredotte cellulari, è possibile osservare la mancanza di correlazione tra il saggio MTT e il numero totale di cellule19. In alternativa, il saggio SRB è disponibile come il più riproducibile saggio di enumerazione cellulare18,19. La misurazione della quantità di colorante SRB legata alle proteine fisse dell'acido tricloroacetico può rappresentare il numero totale di cellule29. Inoltre, il saggio SRB in questo protocollo può essere applicato a più imitazioni di miRNA e farmaci anti-cancro utilizzando piastre di 384 pozze. Tuttavia, il saggio SRB ha limitazioni come lo screening manuale. Inoltre, questo saggio non è disponibile per le cellule non aderenti. Poiché i miRNA svolgono anche un ruolo fondamentale nella malignità ematologica come il linfoma e il mieloma30, è necessario un monitoraggio efficiente della proliferazione cellulare per svelare le funzioni dei miRNA. Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) può etichettare intracellularemente le cellule non aderenti. CFSE viene utilizzato per monitorare la generazione di cellule che proliferano per citometria di flusso31. Inoltre, i miRNA possono influenzare l'invasione, la metastasi e la morte programmata delle cellule. Pertanto, altre tecniche sperimentali che si combinano con questo protocollo saranno più pratiche per la corretta comprensione delle funzioni del miRNA, che in ultima analisi contribuiscono a identificare obiettivi multitudinosi biologicamente rilevanti dei miRNA.

Il calcolo della concentrazione inibitoria massima (IC50) è un metodo importante non solo per gli studi miRNA, ma anche per la valutazione dell'efficacia di altri farmaci anti-cancro. I valori di IC50 possono essere utilizzati per confrontare i potenziali effetti di diversi miRNA o farmaci anti-cancro sulla proliferazione cellulare. È stato dimostrato che la combinazione di una terapia basata su miRNA con farmaci anti-cancro può fornire un'eccezionale opportunità per migliorare l'efficacia del farmaco anti-cancro. Inoltre, la combinazione di miRNA con farmaci anti-cancro può essere un nuovo approccio per superare la chemoresistance32,33. Per la valutazione dell'efficienza combinata, è vantaggioso calcolare i valori ICx rettificati in base al nostro protocollo per la valutazione dell'indice combinato (CI) che consente la stima quantitativa del sinergismo o dell'antagonismo33, 34.

Le reti di segnalazione intracellulare possono essere ampiamente disorganizzate da miRNA anomalomente espressi in numerose malattie tra cui i tumori. Tuttavia, le reti di segnalazione contorte colpite dai miRNA sono ancora per lo più sconosciute poiché la piccola percentuale di geni bersaglio è stata convalidata sperimentalmente e i geni bersaglio sono regolati anche tramite una reazione non canonica con i miRNA35. Ciò nonostante, la nostra strategia e protocollo sono metodi affidabili per decifrare i meccanismi cellulari dei miRNA. Inoltre, il nostro protocollo può essere ulteriormente esteso per implementare e valutare la combinazione di miRNA e altri farmaci anti-cancro.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

Questo studio è stato sostenuto dal Basic Science Research Program attraverso la National Research Foundation of Korea (NRF) finanziata dal Ministero dell'Istruzione (2017R1D1A3B03035662); e Hallym University Research Fund, 2017 (HRF-201703-003).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
15 mL conical tube SPL Life Sciences 50015
24-well plate Thermo Scientific 142475
50 mL conical tube SPL Life Sciences 50050
6-well plate Falcon 353046
6x DNA loading dye Real Biotech Corporation RD006 1 mL
8-cap strip Applied Biosystems N8010535 For cDNA synthesis
8-tube strip Applied Biosystems N8010580 For cDNA synthesis
96-well plate Falcon 353072
Acetic acid Sigma A6283-1L 1 L
Agarose A Bio Basic D0012 500 g
Alkaline phosphatase New England Biolabs M0290S 10,000 U/mL
Ampicillin Bio basic Canada Inc AB0028 25 g
AriaMx 96 tube strips Agilent Technologies 401493 For real time PCR
AriaMx real-time PCR system Agilent Technologies G8830A qPCR amplification, detection, and data analysis
AsiSI New England Biolabs R0630 10,000 units/mL
CAPAN-1 cells ATCC HTB-79
Cell culture hood Labtech Model: LCB-1203B-A2
Counting chambers with V-slash Paul Marienfeld 650010 Cells counter
CutSmart buffer New England Biolabs B7204S 10X concentration
DMEM Gibco 11965-092 500 mL
DNA gel extraction kit Bionics DN30200 200 prep
DNA ladder NIPPON Genetics EUROPE MWD1 1 Kb ladder
DNase I Invitrogen 18068015 100 units
Dual-luciferase reporter assay system Promega E1910 100 assays
Fetal bovine serum Gibco 26140-079 500 mL
HIT competent cells Real Biotech Corporation(RBC) RH617 Competent cells
HPNE cells ATCC CRL-4023
LB agar broth Bio Basic SD7003 250 g
Lipofectamine 2000 Invitrogen 11668-027 0.75 mL
Lipofectamine RNAiMax Invitrogen 13778-075 0.75 mL
Luminometer Promega Model: E5311
Microcentrifuge tube Eppendorf 22431021
Microplate reader TECAN Infinite F50
miRNA control mimic Ambion 4464058 5 nmole
miRNA-107 mimic Ambion 4464066 5 nmole
miRNeasy Mini Kit Qiagen 217004 50 prep
Mupid-2plus (electrophoresis system) TaKaRa Model: AD110
NotI New England Biolabs R3189 20,000 units/mL
Oligo explorer program GeneLink For primer design
Optical tube strip caps (8x Strip) Agilent Technologies 401425 For real time PCR
Opti-MEM Gibco 31985-070 500 Ml
PANC-1 cells ATCC CRL-1469
Penicillin/streptomycin Gibco 15140-122 100 mL
Phosphate buffer saline Gibco 14040117 1000 mL
Plasmid DNA miniprep S& V kit Bionics DN10200 200 prep
PrimeSTAR GXL DNA polymerase TaKaRa R050A 250 units
Shaker TECAN Shaking platform
Shaking incubator Labtech Model: LSI-3016A
Sigmaplot 14 software Systat Software Inc For dose-response curve generation
Sulforhodamine B powder Sigma S1402-5G 5 g
SYBR green master mix Smobio TQ12001805401-3 Binding fluorescent dye for dsDNA
T4 DNA ligase TaKaRa 2011A 25,000 U
TaqMan master mix Applied Biosystems 4324018 200 reactions, no AmpErase UNG
TaqMan microRNA assay (hsa-miR-107) Applied Biosystems 4427975 Assay ID: 000443 (50RT, 150 PCR rxns)
TaqMan microRNA assay (hsa-miR-301) Applied Biosystems 4427975 Assay ID: 000528 (50RT, 150 PCR rxns)
TaqMan miR RT kit Applied Biosystems 4366597 1,000 reactions
Thermo CO2 incubator (BB15) ThermoFisher Scientific 37 °C and 5% CO2 incubation
Trichloroacetic acid Sigma 91228-100G 100 g
Trizma base Sigma T4661-100G 100 g
Ultrapure water Invitrogen 10977-015 500 mL
Veriti 96 well thermal cycler Applied Biosystems For amplification of DNA (or cDNA)
XhoI New England Biolabs R0146 20,000 units/mL

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