Etablering av magekreft pasient-avledet Xenograft modeller og primær celle Lines

* These authors contributed equally
Cancer Research

Your institution must subscribe to JoVE's Cancer Research section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Den gjeldende protokollen beskriver metoder for å etablere pasient-avledet xenograft (PDX) modeller og primære kreftcelle linjer fra kirurgiske magekreft prøver. Metodene gir et nyttig verktøy for narkotika utvikling og kreft biologi forskning.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lu, J. h., Wang, Y., Meng, Q., Zeng, Z. l. Establishment of Gastric Cancer Patient-derived Xenograft Models and Primary Cell Lines. J. Vis. Exp. (149), e59871, doi:10.3791/59871 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Bruk av prekliniske modeller for å fremme vår forståelse av tumor biologi og undersøke effekten av terapeutiske midler er nøkkelen til kreftforskning. Selv om det er mange etablerte magekreft cellelinjer og mange konvensjonelle transgene Mouse-modeller for prekliniske forskning, ulempene med disse in vitro og in vivo-modeller begrense sine søknader. Fordi karakteristikkene av disse modellene har endret seg i kultur, de ikke lenger modell tumor heterogenitet, og deres svar har ikke vært i stand til å forutsi reaksjoner hos mennesker. Således, alternativ modeller det bedre forestiller svulst heterogenitet er bebygget. Pasient-avledet xenograft (PDX) modeller bevare histologic utseende av kreftceller, beholde intratumoral heterogenitet, og bedre gjenspeile relevante menneskelige komponenter av tumor mikromiljøet. Det tar imidlertid vanligvis 4-8 måneder å utvikle en PDX-modell, som er lengre enn forventet overlevelse for mange ventrikkel pasienter. Av denne grunn, kan etablere primære kreftcelle linjer være en effektiv komplementær metode for narkotika respons studier. Den gjeldende protokollen beskriver metoder for å etablere PDX-modeller og primære kreftcelle linjer fra kirurgiske magekreft prøver. Disse metodene gir et nyttig verktøy for narkotika utvikling og kreft biologi forskning.

Introduction

Magekreft er den femte mest vanlige kreft i verden og den tredje største årsaken til kreft død. I 2018, over 1 000 000 nye tilfeller av magekreft ble diagnostisert globalt, og anslagsvis 783 000 mennesker ble drept av denne sykdommen1. Forekomsten og dødelighet av magekreft fortsatt svært høy i nordøstlige asiatiske land2,3. Til tross for betydelig fremgang innen kreft terapi, er prognosen for pasienter med avansert ventrikkelkreft fortsatt dårlig, med en fem-års overlevelse på ca 25%4,5,6, 7,. Dermed er det et presserende behov for utvikling av nye terapeutiske strategier for magekreft

Behandling av magekreft er utfordrende på grunn av sin høye heterogenitet8,9. Således er spørsmålet om hvordan å møte utfordringene i tumor heterogenitet å realisere presisjon medisin er sentrale for kreftforskning. In vitro og in vivo-modeller spille avgjørende roller i elucidating den heterogene mekanismer og biologi av magekreft. Men selv om det er mange magekreft cellelinjer og mange konvensjonelle transgene Mouse-modeller for prekliniske forskning, ulempene med disse modellene begrense sine søknader10. Fordi karakteristikkene av disse modellene har endret seg i kultur, de ikke lenger modell tumor heterogenitet, og deres svar har ikke vært i stand til å forutsi responsen hos mennesker11. Disse problemene sterkt begrense muligheten for å identifisere undergrupper av kreftpasienter som vil reagere på målrettede legemidler. Den kortsiktige kulturen i primære svulster gir en relativt rask og personlig måte å undersøke anticancer Farmakologiske egenskaper, som vil trolig være kjennemerket på personlig kreft behandling.

Pasient-avledet xenotransplantater (PDXs) foretrekkes som en alternativ prekliniske modell for legemiddel respons profilering12. I tillegg tilbyr PDX-modeller et kraftig verktøy for å studere initiering og progresjon av kreft13,14. PDX modeller bevare histologic utseende av kreftceller, beholde intratumoral heterogenitet, og bedre gjenspeile relevante menneskelige komponenter av svulsten mikromiljøet15,16. Men begrensningen av mye brukt PDX modellene er den lave suksessraten for etablering og serielt spre menneskelige solide svulster. I denne studien beskrives skikkelig vellykkede metoder for å etablere PDX-modeller og primære cellelinjer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Denne menneskelige studien ble godkjent av institusjonelle etikk gjennomgang Board of Sun Yat-sen University Cancer Center (SYSUCC, Guangzhou, Kina). Dyret studien ble godkjent av institusjonelle Animal Care og bruk Committee of Sun Yat-sen University. Merk: alle eksperimenter ble utført i samsvar med relevante lover og institusjonelle retningslinjer, inkludert retningslinjer for yrkesmessig eksponerings beskyttelse mot blod-borne patogener.

1. prøve forberedelser

  1. Få magekreft vev (p0 = passasje 0) direkte fra operasjonen. Tumor prøven skal være større enn 0,5 cm3.
  2. Forbered 3-4 mL lagerløsning: for eksempel RPMI-1640 medium (1x) supplert med 10% fosterets storfe serum (FBS), 100 U/mL penicillin og 0,1 mg/mL Streptomycin.
  3. Sett fersk tumor prøven i lager-løsningen ved 4 ° c i mer enn 4 timer.

2. opprettelse av PDX-modell (figur 1)

  1. For å sikre et sterilt kirurgisk område, desinfisere alle materialer med ultrafiolett lys i mer enn 30 minutter før overføring til dyre laboratoriet.
    Merk: operasjonsrommet må desinfiseres med ultrafiolett lys i 30 min, før vi Rengjør skrivebordet med Dichloro isocyanuric yre natrium suppositoria desinfeksjonsmiddel. Deretter povidon-jod brukes til å desinfisere huden.
  2. Ved hjelp av pinsett og saks, nøye analysere tumor vev og trim dem i flere små biter (ca 1 mm3 kuber) under sterile forhold.
  3. Bedøve kvinnelige 5-til 7-ukers-gamle NOD-SCID-IL2rg (NSG) mus ved eksponering til 1-1.5% isoflurane med en anestesi maskin.
    1. Bedøve musen til den stopper sliter, men opprettholder selv puste.
      Merk: 50 mL røret er et enkelt utstyr som fungerer på samme måte som en anestesi maskin. Bruk av veterinær øye salve for å hindre tørrhet er unødvendig på grunn av den korte operasjonstiden.
  4. Lag en 1 cm snitt på begge rygg flanken ved hjelp av sterile saks, og implantatet en svulst brikke i hver flanke av musen.
    1. For å sikre at svulsten brikken ikke skli ut, bruk steril tang for å forstyrre under Huds vevet. Deretter klippet en bit av tumorvevet, og plassere den i den dype området.
  5. Lukk implantat området ved subkutan Sutur med kirurgiske Sutur nåler, og Merk muse ørene med merket øremerker
  6. Sterilisere såret med jod.
  7. Plasser musene forsiktig i et tomt bur etter operasjonen, samtidig som du opprettholder sternal recumbency. Vær oppmerksom på tilstanden til musene; de våkner opp og begynner å gå ca 3-4 min senere. Plasser mus som gjennomgikk kirurgi i en annen ny bur atskilt fra de som ikke utsettes for kirurgi.
  8. Vurder tumor størrelse ved palpasjon av implantation nettstedet. Mål svulster med en Vernier-sko to ganger i uken.
  9. Når svulsten når 10 mm i diameter, dyret tilstanden forverres, eller tumor ulcerates, euthanize musen med en IRB godkjent metode. Reimplant høstet fersk tumor fragmenter i 2 nye mus for passaging, eller midlertidig lagre prøvene i PBS på isen for isolering av primær cellelinjer.

3. vev kryonisk bevaring

Merk: denne delen refererer primært til metodene for Live tissue Kit fryse settet. De viktigste kits og utstyr er oppført i tabellen av materialer.

  1. Euthanize musene med en IRB-godkjent metode når svulsten er større enn 10 mm i diameter.
  2. Ved hjelp av steril tang og saks, langsomt isolere svulsten fra mus.
  3. Vask tumorvevet med DPBS i en 10 cm rett. Analysere og fjerne nekrotisk områder, fettvev, blodpropp og bindevev med pinsett og saks.
  4. Skjær tumor vev til en maksimal 1 mm tykkelse med en mold.
  5. Vask skiver med DPBS i en 10 cm rett.
    Merk: vitrifikasjon prosessen innebærer bruk av rør merket v1/v2/v3 i trinn 3.6-3.8. De viktigste ingrediensene er DMSO og sukrose.
  6. Overfør skivene til slange v1 med tang, og ruge røret ved 4 ° c i 4 min. Rull og Vend røret kort, og plasser det ved 4 ° c i en annen 4 min.
  7. Hell v1-oppløsningen og skiver i en 10 cm rett. Overfør skiver til rør v2 med tang, og ruge tube v2 ved 4 ° c i 4 min. Rull og Vend røret kort, og plasser det ved 4 ° c i en annen 4 min.
  8. Hell v2-løsningen og skiver i en 10 cm rett. Overfør skivene inn i rør v3 med tang og ruge røret ved 4 ° c i 5 min. Rull og Vend røret kort, og plasser det ved 4 ° c i minst 5 min. Kontroller at skivene alle synke til bunnen av røret.
    1. Hvis flere skiver forblir flytende, rull og Inverter røret kort, og plasser røret ved 4 ° c igjen til alle skiver synker helt; Forkast flytende skiver om nødvendig.
  9. Hell v3-løsningen og skiver i en 10 cm rett.
  10. Skjær vevet holdere til riktig lengde, og plassere dem på sterilt gasbind. Overfør skivene til holderne. Pakk innehaverne med gasbind, og legg dem i flytende nitrogen ved hjelp av tang, etterfulgt av inkubasjons i 5 min.
  11. Merk de kryogene hetteglassene med vevs informasjonen.
  12. Overfør innehaverne med vevs skiver inn i kryogene hetteglass, som er lagret i flytende nitrogen.

4. isolering av primær celler (figur 2)

  1. Sterilisere pinsett og saks med høytrykksdamp ved 121 ° c i 30 min.
  2. Resect magekreft prøver fra resected prøver eller høstet PDX vev. Plasser vev på isen, og deretter overføre vev til en 10 cm steril kultur parabolen.
  3. Analysere og fjerne nekrotisk områder, fettvev, blodpropp og bindevev med pinsett og saks.
  4. Vask tumorvevet en gang med DPBS inneholdende 100 U/mL penicillin og 0,1 mg/mL Streptomycin i en 10 cm rett.
  5. Skjær tumorvevet i 1 mm3 stk på lokket av fatet; den maksimale tykkelsen på hver del skal være 1 mm.
  6. Overfør vevet til et 50 mL sentrifugerør med ca. 7 mL type 1 kollagenase og Trypsin (1:14) oppløsning. Blandingen kort.
  7. Ruge røret i et vannbad ved 37 ° c i 30-40 min. Vortex blandingen hver 5 min.
  8. Legg til et lik volum på RPMI-1640 medium (1x) supplert med 10% FBS til røret. Blandingen grundig.
  9. Overfør blandingen til et nytt 50 mL sentrifugerør ved langsom filtrering gjennom et 40 μm-filter.
    Merk: Bruk 40 μm filtre for å sikre et høyere forhold av kreftceller. Om nødvendig kan 100 μm filtre brukes til å bevare flere typer celler, for eksempel immunologiske celler.
  10. Sentrifuger filtrates ved 113-163 x g for 5-7 min ved RT. Fjern supernatanten forsiktig.
  11. Vask pellet med 5 mL PBS, og forsiktig fjerne supernatanten.
  12. Hvis pellet er rød, den inneholder mange erytrocytter. Resuspend forsiktig på pellet med 500 μL av rød blod cellelyse buffer. Etter en 5 min inkubasjons, tilsett 5 mL PBS, og forsiktig fjerne supernatanten.
  13. Resuspend pellet med kultur medium, og overføre blandingen til en steril 10 cm parabolen.
  14. Bytt medium med serum som inneholder medium hver 2-3 dager.
  15. Passage de primære cellene ved hjelp Trypsin/EDTA når de når 50% samløpet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Her ble tumor vev fra en operasjon bevart i lager løsningen til neste trinn. Innen 4 timer ble tumor vev skåret i små biter og implantert i rygg flanken til NSG-mus som hadde blitt anesthetized med isoflurane bomull. Svulster større enn 1 cm3 kan være resected for implantation til nye mus (figur 1) eller skiver nøye og bevart i flytende nitrogen etter protokollen. I denne studien, den første generasjon svulster vokste saktere enn i senere generasjoner, tar 3 uker eller lenger å nå riktig størrelse. Suksessen rate av for det første-generasjon subkutan svulst formasjon var større enn 80%. Vi har bekreftet identiteten til kreftcellene fra PDX-modellene av H & E flekker under et mikroskop (figur 3c). Til slutt, suksessen rate av tumor dannelse fra embryo tumor vev var ca 95%.

Primær kreftceller ble isolert som en annen måte å undersøke den enkelte svulst. Cellene ble isolert fra enten operative prøver eller PDX-modeller. Tumorvevet ble vasket med DPBS og skåret i stykker. Vevs fragmentene ble fordøyd grundig med type 1 kollagenase og Trypsin (1:14) før filtrering. Etter å ha fjernet erytrocytter, var cellene kultivert på samme måte som andre kreftceller. De overlevende mesenchymal cellene dør i etterfølgende passasjer (figur 2). Basert på forskjeller i morfologi, kan vi lett gjenkjenne tumorceller. Normale celler har en ensartet form og størrelse, men kreftceller kommer i ulike størrelser og former. I tillegg, i kreftceller, kjernen har uregelmessige strukturer og en relativt liten cytoplasma. Derfor ble primær cellene autentisert uavhengig av to patologer under et mikroskop (figur 3a). For ytterligere bekreftelse ble H & E flekker brukt til å observere kreftcelle morfologi etter fiksering (figur 3b). Raten for vellykket isolering av primær cellelinjer var omtrent 40%. De primære cellene må være passert 4 eller 5 ganger etter isolasjon, og patologisk autentisering er nødvendig. Disse trinnene kan ta omtrent 20 dager.

Figure 1
Figur 1. Skjema for etablering av pasient-avledet xenograft (PDX) modeller.
For å lykkes med å opprette PDX-modeller resect du tumor massene i operasjonsstuen for umiddelbar behandling. Del svulsten i flere små biter. Sett isoflurane bomulls kuler i et 50 mL rør for å bedøve musene, og skjær sår i rygg flanken. Blunt analysere subkutan vev med tang, og bruke tang til å plassere en del av svulsten subkutant bort fra såret. Sutur og sterilisere sårene. Anestesi prosessen krever nøye overvåking av musen vitale tegn, for eksempel åndedrett rate. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2. Skjema for isolering av primær celler.
Skaff tumor prøver fra operasjonsstuen. Raskt vaske tumor vev, og skjær dem i biter. Fordøye tumor prøver med type 1 kollagenase og Trypsin ved 37 ° c for 30-40 min, blanderøret hver 5 min. Deretter legger du til et likt volum av medium med 10% FBS, sentrifuger blandingen, og plasser Filtrer i et nytt rør. Fjern supernatanten, og vask pellet. Basert på fargen på pellet, bestemme om du vil lyse røde blodlegemer. Overfør pellet til en ny 10 cm steril parabol, og kultur cellene for flere passasjer før kreftcelle screening. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3. Autentisering av primære kreftceller.
(A) primær celle bilder fra GC-pasienter. Cellene ble isolert direkte fra friskt vev og passert mer enn 5 ganger. Vektstenger: 200 μm (til venstre), 100 μm (midten) og 50 μm (til høyre). (B) bilder av H & E-beiset primære ventrikkelkreft celler. Vektstenger: 500 μm (til venstre), 200 μm (midten) og 100 μm (til høyre). (C) bilder av H & E-beiset PDX svulster. Vektstenger: 500 μm (til venstre), 200 μm (midten) og 100 μm (til høyre). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Magekreft er en aggressiv sykdom med begrensede terapeutiske alternativer; Dermed har modeller av magekreft blitt en kritisk ressurs for å muliggjøre funksjonelle forskningsstudier med direkte oversettelse til klinikken4,8,17. Her har vi beskrevet metoder og protokoll for etablering av magekreft PDX modeller og primær cellelinjer. Viktigere, både morfologiske og biologiske karakteristika for magekreft prøver var stort sett beholdt i PDX modeller.

Det er noen kritiske punkter i protokollen for å etablere PDX modeller som må understrekes for å øke engraftment rate. NSG (Nod-SCID-IL2rg) mus anbefales som immunodeficient Mouse modellen fordi disse musene er mer alvorlig aper og er mangelfull i T, B og NK celler18,19,20,21. I tillegg, på grunn av alvorlig immunsvikt av mus, må sterilitet opprettholdes i alle eksperimenter. Alle verktøy, inkludert pinsett og saks, må holdes sterile. NSG-mus bør være avlet med lav tetthet for å unngå smitte. I tillegg kan mange faktorer også påvirke tumor dannelse, slik som utvalgsstørrelse, andel av mesenchymal celler i prøven, og implantation området.

Et viktig aspekt i etableringen av primær kreftceller er sterilitet. Videre, fordi mesenchymal celler vanligvis vokser raskere enn primær kreftceller, kan celler må passert i flere generasjoner før de mesenchymal cellene dør ut. Til slutt må de kulturelle cellene godkjennes.

Vi brukte vitrified kryonisk bevaring metode for å bevare PDX tumor prøvene. De viktigste fordelene ved denne bevarings metoden er som følger: 1) langtidslagring etter frysing er mulig (ca. 10 år); 2) morfologi etter tine er forenlig med at av friskt vev; 3) primære tumorceller kan fortsatt være isolert etter tine; 4) tumor-formasjonen evne til PDXs fortsatt i utgangspunktet uendret før og etter kryonisk bevaring; 5) vevet kan brukes til å lage frosne seksjoner og kan festes med parafin; 6) DNA, RNA og protein aktivitet er bevart; og 7) denne metoden er tilgjengelig for både kirurgiske prøver og biopsi vev.

Den store begrensningen av PDX-modeller innebærer bruk av immunsupprimerte mus, som kan dempe virkningen av tumor mikromiljøet på tumor vekst og narkotika reaksjoner, og dermed begrense anvendelsen av PDX-modeller i screening immunmodulerende agenter. I tillegg tar det vanligvis 4-8 måneder å utvikle en PDX-modell, som er lengre enn forventet overlevelse for mange ventrikkel pasienter. Av denne grunn, kan etablere primære kreftcelle linjer være en effektiv komplementær metode for narkotika respons studier.

PDX modeller og primær cellelinjer blir en integrert del av narkotika utvikling og initiering og progresjon av tumor biologi forskning. Disse modellene gir mer nøyaktige representasjoner av menneskelig kreft enn tradisjonelle kreftcelle linjer og har potensial til å forbedre prekliniske evaluering av romanen anticancer terapier. I tillegg kan disse modellene være nyttige i å sammenligne molekylære egenskaper eller tumor signaturer mellom ulike undergrupper av kreftpasienter. Det er ingen tvil om at disse verktøyene vil etterhvert spille en bredere rolle i narkotika utvikling og kreft biologi forskning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation i Kina (81572392); det nasjonale nøkkel forsknings-og utviklingsprogrammet i Kina (2016YFC1201704); Tip-top vitenskapelige og tekniske innovative Youth talenter Guangdong spesiell støtte program (2016TQ03R614).

Vi spesifikt takker Guangzhou Sagene Biotech co, Ltd for hjelp i utarbeidelsen av tallene.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
40 μm Cell Strainer Biologix, Shandong, China 15-1040
Biological Microscope OLYMPUS, Tokyo, Japan OLYMPUS CKX41
Centrifuge Eppendorf, Mittelsachsen, Germany. 5427R
CO2 Incubator Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA HERACELL 150i
DPBS Basalmedia Technology, Shanghai, China L40601
Electro-Thermostatic Water Cabinet Yiheng, Shanghai, China DK-8AXX
Fetal bovine serum Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada 86150040
Isoflurane Baxter, China CN2L9100
Live Tissue Kit Cryo Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2601
Live Tissue Thaw Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2602
NSG Biocytogen, Beijing, China B-CM-002-4-5W
Penicilin&streptomycin Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 15140122
Red blood cell lysis buffer Solarbio, Beijing, China R1010
RPMI-1640 medium Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 8118367
Surgical Suture Needles with Thread LingQiao, Ningbo, China 3/8 arc 4×10
Tissue-processed molds and auxiliary blades Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2603
Trypsin-EDTA Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 2003779
Type 1 collagenase Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 17100017

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68, (6), 394-424 (2018).
  2. Sugano, K. Screening of gastric cancer in Asia. Best Practive & Research in Clinical Gastroenterology. 29, (6), 895-905 (2015).
  3. Nikfarjam, Z., et al. Demographic survey of four thousand patients with 10 common cancers in North Eastern Iran over the past three decades. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 15, (23), 10193-10198 (2014).
  4. Coccolini, F., et al. Advanced gastric cancer: What we know and what we still have to learn. World Journal of Gastroenterology. 22, (3), 1139-1159 (2016).
  5. Goetze, O. T., et al. Multimodal treatment in locally advanced gastric cancer. Updates in Surgery. 70, (2), 173-179 (2018).
  6. Graziosi, L., Marino, E., Donini, A. Multimodal Treatment of Locally Advanced Gastric Cancer: Will the West Meet the East? Annals of Surgical Oncology. 26, (3), 918 (2019).
  7. Choi, Y. Y., Noh, S. H., Cheong, J. H. Evolution of Gastric Cancer Treatment: From the Golden Age of Surgery to an Era of Precision Medicine. Yonsei Medical Journal. 56, (5), 1177-1185 (2015).
  8. Zhang, W. TCGA divides gastric cancer into four molecular subtypes: implications for individualized therapeutics. Chinese Journal of Cancer Research. 33, (10), 469-470 (2014).
  9. Tirino, G., et al. What's New in Gastric Cancer: The Therapeutic Implications of Molecular Classifications and Future Perspectives. International Journal of Molecular Sciences. 19, (9), (2018).
  10. Roschke, A. V., et al. Karyotypic complexity of the NCI-60 drug-screening panel. Cancer Research. 63, (24), 8634-8647 (2003).
  11. Wilding, J. L., Bodmer, W. F. Cancer cell lines for drug discovery and development. Cancer Research. 74, (9), 2377-2384 (2014).
  12. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73, (17), 5315-5319 (2013).
  13. Xu, C., et al. Patient-derived xenograft mouse models: A high fidelity tool for individualized medicine. Oncology Letters. 17, (1), 3-10 (2019).
  14. Lai, Y., et al. Current status and perspectives of patient-derived xenograft models in cancer research. Journal OF Hematology & Oncology. 10, (1), 106 (2017).
  15. Kawaguchi, T., et al. Current Update of Patient-Derived Xenograft Model for Translational Breast Cancer Research. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22, (2), 131-139 (2017).
  16. Cassidy, J. W., Caldas, C., Bruna, A. Maintaining Tumor Heterogeneity in Patient-Derived Tumor Xenografts. Cancer Research. 75, (15), 2963-2968 (2015).
  17. Liu, X., Meltzer, S. J. Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3, (3), 348-358 (2017).
  18. Shultz, L. D., et al. Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).
  19. McDermott, S. P., et al. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116, (2), 193-200 (2010).
  20. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100, (9), 3175-3182 (2002).
  21. Wege, A. K., et al. Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies. MAbs. 6, (4), 968-977 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics