Dissectie en lipide druppel kleuring van Oenocyten in Drosophila larven

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Gepresenteerd hier zijn gedetailleerde methoden voor de dissectie en lipide druppel kleuring van oenocyten in Drosophila larven met behulp van bodipy 493/503, een lipide druppel-specifieke fluorescerende kleurstof.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Wei, C., Yan, Y., Miao, X., Jiao, R. Dissection and Lipid Droplet Staining of Oenocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (154), e60606, doi:10.3791/60606 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Lipiden zijn essentieel voor de ontwikkeling van dieren en fysiologische homeostase. Disregulatie van lipide metabolisme resulteert in verschillende ontwikkelingsstoornissen en ziekten, zoals obesitas en vette lever. Meestal, lipiden worden opgeslagen in lipide druppeltjes, welke zijn de multifunctionele lipide opslag organellen in cellen. Lipide druppeltjes variëren in grootte en aantal in verschillende weefsels en onder verschillende omstandigheden. Er is gemeld dat lipide druppeltjes worden strak gecontroleerd door regulering van de biogenese en afbraak. In Drosophila melanogaster, de oenocyte is een belangrijk weefsel voor lipide metabolisme en is onlangs geïdentificeerd als een menselijke lever analoog met betrekking tot lipide mobilisatie in reactie op stress. Echter, de mechanismen die ten grondslag liggen aan de regulering van lipide druppel metabolisme in oenocyten blijven ongrijpbaar. Om dit probleem op te lossen, is het van het grootste belang om een betrouwbare en gevoelige methode te ontwikkelen om de lipide druppel dynamische veranderingen in oenocyten tijdens de ontwikkeling en onder stressvolle omstandigheden direct te visualiseren. Gebruik te maken van de lipofiele BODIPY 493/503, een lipide druppel-specifieke fluorescerende kleurstof, hier beschreven is een gedetailleerd protocol voor de dissectie en daaropvolgende lipide druppel kleuring in de oenocyten van Drosophila larven in reactie op de hongerdood. Dit zorgt voor kwalitatieve analyse van de lipide druppel dynamiek onder verschillende omstandigheden door confocale microscopie. Bovendien kan deze snelle en zeer reproduceerbare methode ook worden gebruikt in genetische schermen voor het indentificeren van nieuwe genetische factoren met betrekking tot het metabolisme van lipide druppel in oenocyten en andere weefsels.

Introduction

Lipiden zijn essentieel voor overleving van de cel. Naast hun traditionele rol als integrale componenten van cellulaire membraansystemen, lipiden spelen ook cruciale functies in de energietoevoer en signalering transductie gedurende de levenscycli van individuele dieren1. Dus, lipide metabolisme moet voldoen aan strenge voorschriften te handhaven van fysiologische hemostase in cellen. Het is bekend dat disregulatie van lipide metabolisme resulteert in verschillende ziekten, zoals diabetes en vette lever. Ondanks het grote belang van lipide metabolisme in diergezondheid, de mechanismen onderliggende lipide metabolisme verordening blijven grotendeels onbekend.

Drosophila wordt al jaren intensief gebruikt sinds professor Thomas H. Morgan begon ze te gebruiken in studies waarbij genetica en andere fundamentele biologische vragen2. In de laatste decennia heeft het opkomende bewijs aangetoond dat Drosophila een uitstekend modelorganisme is in de studie van veel lipide-metabolisme-geassocieerde ziekten, zoals obesitas1,3. Drosophila deelt in het bijzonder sterk gecondengeerde metabole genen met mensen en bezit vergelijkbare relevante weefsels/organen en celtypen voor lipide metabolisme.

Bijvoorbeeld, het vet lichaam van Drosophila, die verantwoordelijk is voor triglyceride opslag, functies analoog aan menselijke vetweefsel. Onlangs, een cluster van gespecialiseerde hepatocyte-achtige cellen (dat wil zeggen, oenocyten), die zijn gemeld dat een functioneel analoog aan de menselijke lever, is aangetoond dat ze betrokken zijn bij vetzuur en koolwaterstof metabolisme in fruitvliegen4,5. Net als bij zoogdieren reageert oenocytes op de honger door de vorming van lipide druppel in zowel larvale als volwassen Drosophilate activeren, resulterend in accumulatie van lipide druppel in oenocyten4,6,7,8. Anatomisch zijn oenocyten nauw verbonden met het basale inwendige oppervlak van de laterale epidermis in clusters van ongeveer zes cellen per buik hemisegment, waardoor het praktisch niet haalbaar is om oenocyte clusters uit de epidermis te isoleren. Zo moeten oenocyten tijdens het dissectie en de kleuring aan de epidermis worden bevestigd.

Lipiden worden opgeslagen in de vorm van lipide druppeltjes, die organellen met enkellaags membranen in cellen9. Lipide druppeltjes bestaan in bijna alle celtypen over verschillende soorten10. Lipide druppel dynamiek, met inbegrip van de grootte en het aantal, verandering in reactie op milieustressoren. Dit wordt beschouwd als een afspiegeling van metabole status in reactie op stress, zoals veroudering en honger van7,8. Daarom is het van groot belang om een haalbare en betrouwbaardere methode te ontwikkelen voor het kwalitatief bepalen van de lipide druppel dynamiek in oenocytes tijdens de ontwikkeling en onder stressvolle omstandigheden. In het bijzonder, in de derde instar larven, bevatten oenocyten weinig of geen detecteerbare lipidedrup pels onder gevoede condities, maar ze bevatten wel talrijke grote lipidedrup pels na voedings deprivatie4. Om de effectiviteit van deze methode te controleren, wordt voorgesteld om lipide druppel kleuring in de oenocyten onder uitgehongerd voorwaarden uit te voeren.

Op dit moment zijn er verschillende lipofiele kleurstoffen beschikbaar voor het verven van lipide druppeltjes, zoals de niet-fluorescerende kleurstoffen Sudan Black en Oil Red O en fluorescerende kleurstoffen Nile Red en BODIPY 493/50311. Soedan zwart en olie rood O worden vaak gebruikt voor weefsel cholesteryl esters en triacylglycerolen en kunnen gemakkelijk worden gedetecteerd door Lichtmicroscopie. Echter, relatief hoge achtergrondkleuring en relatief lage resolutie zijn twee beperkende factoren voor haar toepassingen in kwalitatieve analyse van de dynamiek van lipide druppel. Om de beperkingen van niet-fluorescerende kleurstoffen te overwinnen, worden Nile Red en BODIPY 493/503 gebruikt als ideale substituten voor lipide druppel kleuring. Er is gemeld dat Nijl rood kan ook detecteren sommige niet-veresterd cholesterol, die maakt bodipy 493/503 een specifiekere kleurstof voor cellulaire lipide druppeltjes, tot op zekere hoogte12,13,14.

Bovenal, om te voldoen aan een behoefte aan een snelle en gevoelige analyse van lipide druppeltjes in oenocyten, dit protocol presenteert een haalbare en zeer reproduceerbaar methode van fixatief gebaseerde lipide druppel-specifieke kleuring met behulp van BODIPY 493/503 als de vlek kleurstof. In dit rapport worden oenocyten ontleed, en BODIPY 493/503 wordt gebruikt voor lipide druppel kleuring in de oenocyten, waarbij lipide druppeltjes worden gedetecteerd door confocale microscopie. Het gemak en de betaalbaarheid van deze procedure maken het ideaal voor modificatie en verder gebruik in andere toepassingen, zoals flow cytometrie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. het leggen van eieren

  1. Bereid de standaard maïsmeel voedsel voor het leggen van eieren.
    Opmerking: Voor het recept en de kook procedure voor standaard maïsmeel voedsel hier gebruikt, zie de eerder gepubliceerde Details15.
  2. Bereid verse gist pasta door 6 mL gedestilleerd water toe te voegen aan 4 g actieve gedroogde gist in een 50 mL centrifugale buis. Gebruik een spatel om te mengen en maak een pasta.
  3. Maak eieren leggen flessen door het vullen van de maïsmeel voedsel in de flessen en verspreid ongeveer 1 g gist pasta op het oppervlak van de maïsmeel voedsel met een spatel.
  4. Plaats de vliegen van de gewenste genotypen in een Eier-legfles en plaats deze in een incubator met een constante temperatuur van 25 °c en een vochtigheidsgraad van 60%.
    Opmerking: Ideale kruisen meestal bestaan uit 150 Virgin vliegen en ten minste 75 mannetjes. Het houden van vliegen in het donker door het plaatsen van een lightproofin doos over de eieren-legflessen zal de reproductiesnelheid te verhogen.
  5. Voordat Egg Collection, laat vliegen eieren leggen voor 1 h te laten verwijderen van alle oude eieren die bewaard blijven in de vrouwelijke oviducts.
  6. Laat vliegen eieren leggen in een nieuwe Eier-legfles voor 1 uur en verwijder de volwassenen uit de fles.
    Opmerking: Bedien de Eier-legtijd om het ontwikkelings bereik te minimaliseren om larven binnen een nauwkeurig gecontroleerde ontwikkelingsfase te verkrijgen.
  7. Laat de eieren voor 84 h ontwikkelen tot de derde instar larven in de incubator bij 25 °C met een licht/donker cyclus van 12 uur/12 uur.

2. starvatie behandeling voor de larven

Opmerking: Zoals hierboven vermeld, in de derde instar larven, er zijn weinig of geen detecteerbare lipide druppeltjes in de oenocyten onder normale voedingsomstandigheden, maar talrijke grote lipide druppeltjes kunnen worden geïnduceerd in de oenocyten onder stressomstandigheden, zoals honger. Om verder te controleren deze methode, is het noodzakelijk om deze larven voor te behandelen voor het opwekken van lipide druppel biogenese in oenocyten. Hier werd een honger tijd parcours van 12 uur, 24 uur en 36 h gekozen als het paradigma. In het bijzonder is een korte periode van verhongering (bijv. 3 uur) voldoende om detecteerbare lipidedrup pels in oenocyten te induceren. De duur van de hongersnood kan variëren afhankelijk van specifieke experimentele doelen en instellingen.

  1. Maak kamers voor verhongering en controle behandelingen.
    1. Voor de verhongering: plaats een filtreerpapier van passende grootte in een Petri schaaltje van 6 cm en Pipetteer 1 mL PBS op het filtreerpapier.
    2. Voor de controle behandeling kamers: plaats 5 mL standaard maïsmeel voedsel in de Petri schaal.
  2. Gebruik een spatel om de toplaag van voedsel met larven die nog steeds in het voedsel worden begraven, zachtjes op te graven en over te brengen naar een Petri schaaltje gevuld met 5 mL PBS. Roer de larven in PBS zachtjes om voedselverontreiniging van de larven te verwijderen en maak het zo schoon mogelijk.
  3. Gebruik een klein penseel om 40 derde instar larven van dezelfde geschatte grootte te verzamelen. Sorteer ze willekeurig in een honger-of controlekamer, met elk 20 larven.
  4. Plaats de kamers in de incubator bij 25 °C met 60% vochtigheid en laat de ontwikkeling toe voor 12 uur, 24 uur en 36 h behandeling.
    Opmerking: Voeg voor de larven in de honger kamer 1 mL PBS elke 12 h toe om te voorkomen dat larven worden gedehydrateer.

3. dissectie van Oenocyten

  1. Gebruik een klein penseel om larven van de juiste leeftijd (12 uur, 24 uur of 36 h na de behandeling) te plukken en breng ze vervolgens over in een nieuwe Petri schaal gevuld met 5 mL ijskoude PBS om te wassen.
    Opmerking: Herhaal stap 2,2 bij het omgaan met larven in een controlekamer om voedselverontreiniging te verwijderen.
  2. Vul een dissectie plaat met ijskoude PBS en gebruik de tang om de larven voorzichtig over te brengen naar de dissectie plaat. Plaats de dissectie plaat onder een stereomicroscoop voor de volgende dissectie stap.
    Opmerking: De ijskoude temperatuur zal helpen langzame bewegingen van de larven en vergemakkelijken dissectie.
  3. Draai de larven ventrale zijde omhoog en de rugzijde naar beneden en houd voorzichtig vast met behulp van de Tang. Bevestig de larven aan de dissectie plaat door een dissectie PIN te plaatsen, hoewel de keelholte aan het voorste uiteinde en een andere speld door de spiracle aan het achterste uiteinde.
    Opmerking: De rugzijde wordt het meest gemakkelijk geïdentificeerd door de aanwezigheid van de rugschachten van de luchtpijp.
  4. Gebruik Vannas veer schaar om door de epidermis van de voorkant naar het achterste uiteinde te insnijden (longitudinaal).
  5. Verwijder het inwendige weefsel van de epidermis met behulp van een tang.
    Opmerking: Voorzichtigheid moet worden betracht bij het verwijderen van de tracheale takken om schade aan de oenocyten te voorkomen, die gelokaliseerd zijn in het inwendige oppervlak van de epidermis.
  6. Met pincet, haal de dissectie pinnen op en breng de epidermis over in een micro centrifugebuis van 1,5 mL gevuld met PBS op ijs.
  7. Ga verder met het ontleden van andere larven volgens de hierboven beschreven procedure.

4. lipide druppel kleuring

  1. Incuberen de ontleed epidermis in de fixatie bufferfor 30 min bij kamertemperatuur (RT) op een rotator.
    Opmerking: De fixatie buffer bevat 4% Paraformaldehyde (PFA) in PBS.
  2. Verwijder de fixatie buffer, gevolgd door een snelle spoeling. Om een snelle spoeling uit te voeren, voeg 1 mL PBS op RT in de buis na het verwijderen van PFA, breng de weefsels zachtjes door en gooi de PBS weg.
    Let op: De fixatie buffer bevat PFA, dat schadelijk is voor de menselijke gezondheid. Het is belangrijk dat de fixatie buffer goed wordt weggegooid als gevaarlijk afval.
  3. Was de monsters 3x voor 5 min elk met PBS om alle mogelijke PFA-resten te wassen.
  4. Inbroed de epidermis met BODIPY 493/503 (1 μg/mL; Zie tabel van de materialen) gedurende 30 min bij RT op een rotator.
    Opmerking: Wikkel vanaf deze stap de microcentrifuge buis met een stukje aluminiumfolie om monsters te beschermen tegen licht en de mogelijke foto-bleaching te minimaliseren.
  5. Verwijder de BODIPY 493/503 kleuring oplossing en was de monsters 3x voor 10 min elk met PBS om rest kleurstoffen volledig te verwijderen.

5. montage en beeldvorming

  1. Plaats 6 μL afdekmedium op een schone Microscoop-dia.
    Opmerking: Afdekmedium wordt gebruikt voor langere detectie tijd op basis van de anti fade-eigenschappen.
  2. Gebruik de tang om één epidermis op te pikken en verwijder de resterende PBS voorzichtig met een doekje.
  3. Plaats de epidermis in het afdekmedium en pas de oriëntatie zodanig aan dat het inwendige oppervlak van de oenocyten zich op de bodem bevindt en het buitenoppervlak zich aan de bovenzijde bevindt.
  4. Plaats een dekslip voorzichtig op de epidermis.
    Opmerking: Verwijder eventueel extra afdekmedium dat lekt van onder de dekslip met een doekje. Om de beeldvorming te vergemakkelijken, duw de dekglaasje voorzichtig met de Tang naar beneden, zodat bij het observeren van de glijbaan door de Microscoop de oenocyte cluster gemakkelijk in één enkel vlak kan worden afgebeeld. Als alternatief is het praktisch haalbaar om de epidermis in twee semi-epidermis door de middelste lijn te snijden om het oprollen van de hele epidermis bij het monteren van de weefsels te voorkomen.
  5. Breng duidelijke nagellak aan rond de randen van de Afdeklijst om te verzegelen.
  6. Zet de dia's in een lichtvaste monster doos en laat de nagellak drogen op RT, wat 5-10 min kan duren.
  7. Ga verder met microscopische analyse. Maak afbeeldingen met een confocale Microscoop (vergroting van 63x met geoptimaliseerde GFP-of FITC-filterinstellingen, excitatie = 488 nm, emissie = 503 nm) om schone en gevoelige signalen met een geminimaliseerde achtergrond te verkrijgen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Succesvolle uitvoering van deze procedure moet resulteren in heldere lipide druppeltjes kleuring die het aantal en de grootte van lipide druppeltjes in de oenocyten onthult. Figuur 1a, A ', a ' ' toont aan dat er weinig detecteerbare lipidedrup Pels (groene stippen) in de oenocyten van normale voedings larven zijn tijdens verschillende ontwikkelingsstadia. Figuur 1b, B ', b ' ' toont verhoogde lipide druppeltjes (groene stippen) in de oenocyten in reactie op 12 h (b), 24 h (b ') en 36 h (b ' ') perioden van honger. Opgemerkt dient te worden dat na 96 h, de Fed larven (A) leek te vertonen een aantal lipide druppel accumulatie in de oenocyten, die mogelijk te wijten zijn aan hun snelle groeipercentages. Onderzoekers moeten meer aandacht besteden bij het omgaan met de larven tijdens deze fase.

Figure 1
Figuur 1: representatieve afbeeldingen van de vetdruppel kleuring. De beelden worden in de oenocyten van Drosophila larven weergegeven gedurende de looptijd van ontwikkeling en verhongering met behulp van bodipy 493/503. (a, a ', a '') Lipide druppel kleuring (groene stippen) van representatieve beelden van oenocytes cluster in Fed larven. (b, b ', b ' ') Lipide druppel kleuring (groene stippen) in representatieve beelden van oenocyten clusters na 12 h (B), 24 h (B ') en 36 h (B ' ') perioden van verhongering, beginnend bij larven met een leeftijd van 84 uur. Alle beelden werden in dezelfde vergroting genomen. Schaalbalk = 20 μm. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Onder de hierboven beschreven, zijn er een aantal kritische stappen in dit protocol, waarbij de ei-legtijd periode een van deze is. Als een lipide-mobiliserende weefsel, de oenocyte is zeer gevoelig voor voeding status6,8. Langdurige Eier-legtijd perioden kunnen resulteren in kraaide larven en verhoogde voedsel concurrentie, wat leidt tot onnauwkeurige resultaten. De 1 h-tijdperiode die in dit protocol wordt gebruikt, stelt de larven in staat om te ontwikkelen zonder voedings concurrentie. Een veel groter aantal larven dat kan voortvloeien uit langere Eier-legtijd perioden kan ook invloed hebben op de lipide druppel bedragen en patronen (bv. grootte, aantal en morfologie) in oenocyten.

Bovendien resulteert een langdurige Eier-legperiode ook in een larvale populatie met een brede variatie van ontwikkelingsstadia. In deze context moeten onderzoekers voorzichtig zijn bij het gebruik van mutanten die de embryonale of larvale ontwikkeling beïnvloeden, omdat hun invloed op de lipide druppel patronen kan worden beïnvloed door secundaire effecten van ontwikkelingsstoornissen. De tijd cursus procedure suggereert dat lipide druppeltjes zelden detecteerbaar zijn in de Fed-toestand oenocyten tijdens de ontwikkeling van vroege derde instar larven (84 uur) tot laatderde instar larven (120 uur). Bovendien, in tegenstelling tot de Amber pigmentatie van oenocyten bij volwassenen, zijn larvale oenocytes kleurloos5. Er moet dus meer aandacht worden besteed tijdens de dissectie van oenocyte om mogelijke schade aan oenocyten te voorkomen, vooral bij het verwijderen van de omringende weefsels (d.w.z. tracheale takken). Bovendien zijn lipide druppeltjes enkellaags membraan organellen, die gevoelig zijn voor detergenten zoals Triton X-1009. Daarom is het belangrijk om ervoor te zorgen dat de buffers die in dit protocol worden gebruikt geen detergenten bevatten.

Zoals hierboven vermeld, er zijn verschillende kleurstoffen gebruikt om te bepalen van de hoeveelheid lipide druppel en patroon veranderingen in Drosophila en andere soorten. Onder deze, BODIPY 493/503 kan het meest geschikt zijn voor lipide druppel-specifieke kleuring in vergelijking met andere fluorescerende (bijv., Nijl rood) of niet-fluorescerende kleurstoffen (bv, olie rood O); Hoewel, meer nieuwe en geavanceerde kleurstoffen worden ontwikkeld. Bijvoorbeeld, LipidSpot 488 en zijn derivaten zijn een reeks nieuw ontwikkelde fluorescerende kleurstoffen met minimale achtergrondkleuring van cellulaire membranen en andere organellen. Ze maakt snelle kleuring van lipide druppeltjes in zowel levende en vaste cellen, zonder wasstap vereist16,17. Een beperking van dit lipide druppel kleurings protocol is dat het niet optimaal is voor het kwantitatief meten van vetreserves in cellen, hoewel het goed werkt voor kwalitatieve beoordeling van de grootte van de lipide druppel, het aantal en de morfologie.

Naast de lipide druppel kleuring in oenocyten, deze methode kan ook worden toegepast op andere weefsels in larven (dat wil zeggen, spier, vet lichaam, en gut weefsel) met kleine wijzigingen tijdens weefsel dissectie en snijden7. Bovendien, deze methode werkt ook goed voor lipide druppel kleuring van volwassen weefsels7. Een aangepaste versie van deze methode kan worden uitgebreid naar bredere toepassingen in combinatie met immunohistochemie-kleuring met antilichamen. In dit geval moeten vaste weefsels worden doorgepenetreerd met saponine (0,1% gedurende 30 minuten bij RT) in plaats van traditionele detergenten voordat ze worden geïnpoleerd met antilichamen, wat het kruisen van antilichamen in de plasma membranen vergemakkelijkt en het onderhoud van lipide druppel membraan integriteit8.

Samenvattend, dit protocol biedt een haalbare methode voor onderzoekers om te onderzoeken of bepaalde genetische of milieu manipulaties kwalitatieve veranderingen veroorzaken in de hoeveelheid lipidedrup pels en patronen (d.w.z. grootte, aantal en morfologie) zonder de noodzaak voor moeilijke operaties en dure apparatuur en materialen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk werd gesteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (31671422, 31529004 en 31601112), het 111-project (D18010), het lokale innovatieve en onderzoeksteams project van het Guangdong perl River talents Program (2017BT01S155), en de China postdoctoral Science Foundation (2018M640767).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
50 mL centrifuge tube Corning 430829 50 mL
6 cm Petri dish Thermo Fisher 150326 6 cm
Agar For fly food
Aluminum foil N/A N/A Protect smaple from light
BODIPY 493/503 Invitrogen D3922 Lipid droplet staining dye
Confocal microscope Leica Leica TSC SP5 Confocal imaging
Corn syrup For fly food
Cornmeal For fly food
Coverslip Citoglas 10212424C 20 × 20 mm, 0.13-0.17 thick
Dissection pin N/A N/A
Dissection plate N/A N/A
Filter paper N/A N/A Diameter: 11 cm
Fixation buffer N/A N/A 4% Paraformaldehyde (PFA) in 1x PBS
Forcep Dumont 11252-30 #5
Incubator Jiangnan SPX-380 For fly culture
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C 1.5 mL
Microscopy slide Citoglas 10127105P-G
Mounting medium VECTASHIELDAntifade Mounting Medium H-1000 Antifade mounting medium
Nail polish PanEra AAPR419 Seal the coverslip
Paintbrush N/A N/A
PBS N/A N/A 1x PBS (137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4,1.8 mM KH2PO4, pH 7.4)
Rotator Kylin-Bell Lab Instruments WH-986
Scissor Smartdata Medical SR81 Vannas spring scissor
Soy flour For fly food
Spatula N/A N/A
Standard cornmeal food N/A N/A Accoding to Bloomington standard cornmeal food recipe
Stereo microscope Leica Leica S6E For tissue dissection
Wipe paper N/A N/A
Yeast For fly food
yw Kept as lab stock N/A Drosophila

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liu, Z., Huang, X. Lipid metabolism in Drosophila: development and disease. Acta Biochimica et Biophysica Sinica (Shanghai). 45, (1), 44-50 (2013).
  2. Cheng, Y., Chen, D. Fruit fly research in China. Journal of Genetics and Genomics. 45, (11), 583-592 (2018).
  3. Warr, C. G., Shaw, K. H., Azim, A., Piper, M. D. W., Parsons, L. M. Using mouse and Drosophila models to investigate the mechanistic links between diet, obesity, type II diabetes, and cancer. International Journal of Molecular Science. 19, (12), (2018).
  4. Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism. Nature. 445, (7125), 275-280 (2007).
  5. Makki, R., Cinnamon, E., Gould, A. P. The development and functions of oenocytes. Annual Review of Entomology. 59, 405-425 (2014).
  6. Chatterjee, D., et al. Control of metabolic adaptation to fasting by dILP6-induced insulin signaling in Drosophila oenocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, (50), 17959-17964 (2014).
  7. Yan, Y., et al. HDAC6 suppresses age-dependent ectopic fat accumulation by maintaining the proteostasis of PLIN2 in Drosophila. Developmental Cell. 43, (1), 99-111 (2017).
  8. Yan, Y., et al. HDAC6 regulates lipid droplet turnover in response to nutrient deprivation via p62-mediated selective autophagy. Journal of Genetics and Genomics. 46, (4), 221-229 (2019).
  9. Farese, R. V. Jr, Walther, T. C. Lipid droplets finally get a little R-E-S-P-E-C-T. Cell. 139, (5), 855-860 (2009).
  10. Murphy, D. J. The dynamic roles of intracellular lipid droplets: from archaea to mammals. Protoplasma. 249, (3), 541-585 (2012).
  11. Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68, (1), 105-115 (2014).
  12. Fowler, S. D., Greenspan, P. Application of Nile red, a fluorescent hydrophobic probe, for the detection of neutral lipid deposits in tissue sections: comparison with oil red O. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 33, (8), 833-836 (1985).
  13. Gocze, P. M., Freeman, D. A. Factors underlying the variability of lipid droplet fluorescence in MA-10 Leydig tumor cells. Cytometry. 17, (2), 151-158 (1994).
  14. Fam, T. K., Klymchenko, A. S., Collot, M. Recent advances in fluorescent probes for lipid droplets. Materials (Basel). 11, (9), (2018).
  15. BDSC Standard Cornmeal Medium. Bloomington Drosophila Stock Center. Indiana University Bloomington. https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html (2019).
  16. Milon, A., et al. Do estrogens regulate lipid status in testicular steroidogenic Leydig cell? Acta Histochemica. 121, (5), 611-618 (2019).
  17. Farmer, B. C., Kluemper, J., Johnson, L. A. Apolipoprotein E4 alters astrocyte fatty acid metabolism and lipid droplet formation. Cells. 8, (2), (2019).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics