Drosophila Larvalarında Oenositlerin Diseksiyonu ve Lipid Damlacık Boyaması

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Burada, lipit damlacılığa özgü floresan boya olan BODIPY 493/503 kullanılarak Drosophila larvalarında oenositlerin diseksiyon ve lipid damlacık boyama sıyrıklarının diseksiyonu ve lipid damlacık boyaması için ayrıntılı yöntemler sunulmuştur.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Wei, C., Yan, Y., Miao, X., Jiao, R. Dissection and Lipid Droplet Staining of Oenocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (154), e60606, doi:10.3791/60606 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Lipidler hayvan gelişimi ve fizyolojik homeostaz için gereklidir. Lipid metabolizmasının disregülasyonu obezite ve yağlı karaciğer gibi çeşitli gelişimsel bozukluklar ve hastalıklarla sonuçlanır. Genellikle, lipid damlacıkları saklanır, hangi hücrelerde çok fonksiyonlu lipid depolama organelleri olan. Lipid damlacıkları farklı dokularda ve farklı koşullar altında boyut ve sayı değişir. Bu lipid damlacıkları sıkıca biyogenez ve bozulma nın düzenlenmesi ile kontrol edildiği bildirilmiştir. Drosophila melanogasterolarak , oenosit lipid metabolizması için önemli bir dokudur ve son zamanlarda strese yanıt lipid seferberliği ile ilgili bir insan karaciğer analog olarak tespit edilmiştir. Ancak, oenositlerde lipid damlacık metabolizmasının düzenlenmesinin altında yatan mekanizmalar zor olmaya devam etmektedir. Bu sorunu çözmek için, geliştirme sırasında ve stresli koşullar altında oenositlerde lipid damlacık dinamik değişiklikleri doğrudan görselleştirmek için güvenilir ve hassas bir yöntem geliştirmek son derece önemlidir. Lipofilik BODIPY 493/503 yararlanarak, bir lipid damlacık özgü floresan boya, burada açıklanan diseksiyon ve açlık yanıt olarak Drosophila larvaların oenositler sonraki lipid damlacık boyama için ayrıntılı bir protokoldür. Bu konfokal mikroskopi ile çeşitli koşullar altında lipid damlacık dinamikleri nitel analizi için izin verir. Ayrıca, bu hızlı ve son derece tekrarlanabilir yöntem de oenositler ve diğer dokularda lipid damlacık metabolizması içeren yeni genetik faktörlerin girintisi için genetik ekranlarda kullanılabilir.

Introduction

Lipidler hücre hayatta kalmak için gereklidir. Hücre zarı sistemlerinin ayrılmaz bileşenleri olarak geleneksel rolüne ek olarak, lipidler de enerji kaynağı ve tek tek hayvanların yaşam döngüleri boyunca transdüksiyon sinyal önemli işlevleri oynamak1. Bu nedenle, lipid metabolizması hücrelerde fizyolojik hemostaz korumak için sıkı düzenlemelere uygun olmalıdır. Lipid metabolizmasının disregülasyonunun diyabet ve yağlı karaciğer gibi çeşitli hastalıklara neden olduğu bilinmektedir. Lipid metabolizmasının hayvan sağlığındaki büyük önemine rağmen, lipid metabolizması regülasyonunun altında yatan mekanizmalar büyük ölçüde bilinmemektedir.

Drosophila, profesör Thomas H. Morgan'ın genetik ve diğer temel biyolojik soruları içeren çalışmalarda kullanmaya başlamasından bu yana yıllardır yaygın olarak kullanılmaktadır2. Son birkaç on yıl içinde, ortaya çıkan kanıtlar Drosophila obezite gibi birçok lipid metabolizması ile ilişkili hastalıkların çalışmada mükemmel bir model organizma olduğunugöstermiştir,gibi1,3. Özellikle, Drosophila insanlar ile son derece korunmuş metabolik genleri paylaşır ve lipid metabolizması için benzer ilgili doku / organ ve hücre tipleri sahip.

Örneğin, Drosophilayağ vücut , hangi triasilgliserit depolama sorumludur, insan yağ dokusuna benzer işlevleri. Son zamanlarda, insan karaciğerine fonksiyonel bir analog olduğu bildirilen özel hepatosit benzeri hücreler (yani, oenositler), meyve sinekler yağ asidi ve hidrokarbon metabolizması dahil olduğu gösterilmiştir bir küme4,5. Memeli karaciğerlerinde olduğu gibi, oenositler hem larva hem de erişkin Drosophilalipid damlacık oluşumunu aktive ederek açlık yanıt , oenositlerde lipid damlacık birikimi ile sonuçlanan4,6,7,8. Anatomik olarak, oenositler sıkıca abdominal hemisegment başına yaklaşık altı hücre kümeleri lateral epidermisin bazal iç yüzeyine bağlı, hangi epidermis oenosit kümeleri izole etmek için uygulanamaz hale getirir. Bu nedenle, diseksiyon ve boyama sırasında oenositler epidermis bağlı olmalıdır.

Lipidler lipid damlacıkları şeklinde depolanır, hangi hücrelerde tek katmanlı membranlar ile organeller olan9. Lipid damlacıkları farklı türler arasında hemen hemen tüm hücre tiplerinde var10. Lipid damlacık dinamiği, büyüklüğü ve sayısı da dahil olmak üzere, çevresel strese yanıt olarak değişir. Bu strese yanıt olarak metabolik durumun bir yansıması olarak kabul edilir, yaşlanma ve açlık gibi7,8. Bu nedenle, gelişim sırasında ve stresli koşullar altında oenositlerde lipid damlacık dinamiklerini nitel olarak belirlemek için uygulanabilir ve güvenilir bir yöntem geliştirmek büyük önem taşımaktadır. Özellikle, üçüncü instar larva, oenositler beslenen koşullar altında az veya hiç saptanabilir lipid damlacıkları içeren, ancak beslenme yoksunluğu sonra çok sayıda büyük lipid damlacıkları içerir4. Bu yöntemin etkinliğini doğrulamak için, aç koşullar altında oenositlerde lipid damlacık boyama gerçekleştirmek için önerilmektedir.

Şu anda, birkaç lipophilic boyalar lipid damlacıkları boyama için kullanılabilir, nonfloresan boyalar Sudan Siyah ve Yağ Red O ve floresan boyalar Nil Kırmızı ve BODIPY 493/50311gibi . Sudan Siyah ve Petrol Red O yaygın doku kolesteril esterleri ve triasilgliseroller için kullanılan ve kolayca ışık mikroskopisi ile tespit edilebilir. Ancak, nispeten yüksek arka plan boyama ve nispeten düşük çözünürlük lipid damlacık dinamikleri nitel analizinde uygulamaları için iki sınırlayıcı faktörlerdir. Floresan olmayan boyaların sınırlamalarını aşmak için Nil Kırmızısı ve BODIPY 493/503 lipid damlacık boyamaiçin ideal bir ikame olarak kullanılmaktadır. Bu Nil Kırmızı da bazı unesterified kolesterol tespit edebilirsiniz bildirilmiştir, hangi BODIPY yapar 493/503 hücresel lipid damlacıkları için daha spesifik bir boya, bir ölçüde12,13,14.

Her şeyden önce, oenositlerde lipid damlacıklarının hızlı ve hassas analizi ihtiyacını karşılamak için, bu protokol leke boyası olarak BODIPY 493/503 kullanarak fiksatif tabanlı lipid damlacık özgü boyama uygulanabilir ve son derece tekrarlanabilir bir yöntem sunar. Bu raporda, oenositler kesilir ve BODIPY 493/503 oenositlerde lipid damlacık boyama için kullanılır, hangi lipid damlacıkları konfokal mikroskopi ile tespit edilir. Bu yordamın kolaylığı ve karşılanabilirliği, akış sitometrisi gibi diğer uygulamalarda modifikasyon ve daha fazla kullanım için idealdir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Yumurta Yumurtlama

  1. Yumurta yumurtlamak için standart mısır unu gıda hazırlayın.
    NOT: Burada kullanılan standart mısır unu için tarifi ve pişirme prosedürü için, daha önce yayınlanan ayrıntıları15bakın .
  2. 50 mL'lik bir santrifüj tüpe 4 g aktif kurumaya 6 mL distile su ekleyerek taze maya macunu hazırlayın. Karıştırmak ve bir hamur yapmak için bir spatula kullanın.
  3. Mısır unu gıdaşişeiçine doldurarak yumurta yumurtlama şişeleri yapmak ve bir spatula ile mısır unu gıda yüzeyine maya ezmesi yaklaşık 1 g yayıldı.
  4. İstenilen genotiplerin sineklerini bir yumurtlayan şişeye yerleştirin ve 25 °C sabit sıcaklık ve %60 nem ile bir kuvöze yerleştirin.
    NOT: İdeal haçlar genellikle 150 bakire sinek ve en az 75 erkek oluşur. Yumurta yumurtlayan şişelerin üzerine ışık geçirmez bir kutu yerleştirerek sinekleri karanlıkta tutmak üreme hızını artıracaktır.
  5. Yumurta toplama önce, sinekler dişi oviducts saklanan kalan tüm eski yumurta ların kaldırılmasına izin vermek için 1 saat için yumurtlayın.
  6. Sinekler 1 saat için yeni bir yumurta yumurtlama şişesinde yumurtlamak ve şişe den yetişkinler kaldırmak sağlar.
    NOT: Tam olarak kontrol edilen bir gelişim aşamasında larva elde etmek için gelişim aralığını en aza indirmek için yumurta yumurtlama süresini kontrol edin.
  7. Yumurtaların 12 h/12 h ışık/karanlık döngüsü ile 25 °C'de kuvözdeki üçüncü instar larvasına 84 saat boyunca gelişmesine izin verin.

2. Larvalar için Açlık Tedavisi

NOT: Yukarıda belirtildiği gibi, üçüncü instar larvalarda, normal beslenme koşullarında oenositlerde az veya hiç saptanabilir lipid damlacıkları vardır, ancak açlık gibi stres koşulları altında oenositlerde çok sayıda büyük lipid damlacıkları indüklenebilir. Bu yöntemi daha fazla doğrulamak için, oenositlerde lipid damlacık biyogenezini indüklemek için bu larvaları pretreat etmek gerekir. Burada, 12 saat, 24 saat ve 36 saat lik bir açlık süresi paradigma olarak seçilmiştir. Özellikle, açlık kısa bir süre (örneğin, 3 saat) oenositlerde saptanabilir lipid damlacıkları neden etmek için yeterlidir. Açlık süresi belirli deneysel hedeflere ve ayarlara göre değişebilir.

  1. Açlık ve kontrol tedavileri için oda olun.
    1. Açlık işleme odaları için: 6 cm Petri kabına uygun büyüklükte bir filtre kağıdı ve 1 mL PBS pipetini filtre kağıdına yerleştirin.
    2. Kontrol tedavi odaları için: Petri kabına 5 mL Bloomington standart mısır unu yiyeceği yerleştirin.
  2. Hala gıda burrowing ve PBS 5 mL dolu bir Petri kabına aktarmak larva içeren gıda üst tabakası yavaşça kazmak için bir spatula kullanın. Larvalardan herhangi bir gıda kontaminasyonunu gidermek ve mümkün olduğunca temiz hale getirmek için PBS'deki larvaları hafifçe karıştırın.
  3. Aynı yaklaşık boyutta 40 üçüncü instar larvaları toplamak için küçük bir paintbrush kullanın. Her biri 20 larva içeren bir açlık veya kontrol odasına rastgele sıralayın.
  4. Odaları %60 nem oranıyla 25 °C'de kuvöze yerleştirin ve 12 saat, 24 saat ve 36 saat tedavi için geliştirmeye izin verin.
    NOT: Açlık odasındaki larvalar için, larva dehidratasyonını önlemek için her 12 saatte bir 1 mL PBS ekleyin.

3. Oenositdisedonu

  1. Uygun yaş larvaları (12 saat, 24 saat veya 36 saat) almak için küçük bir fırça kullanın, ardından bunları 5 mL buz gibi PBS ile dolu yeni bir Petri kabına aktarın.
    NOT: Herhangi bir gıda kontaminasyonu kaldırmak için bir kontrol odasında larva ile uğraşırken adım 2.2 tekrarlayın.
  2. Bir diseksiyon plakasını buz gibi PBS ile doldurun ve larvaları yavaşça diseksiyon plakasına aktarmak için çerkes kullanın. Aşağıdaki diseksiyon adımı için diseksiyon plakasını stereo mikroskop altına koyun.
    NOT: Buz gibi sıcaklık larvaların hareketlerini yavaşlatır ve diseksiyonu kolaylaştırır.
  3. Larva ventral tarafını yukarı ve dorsal tarafı aşağı doğru çevirin ve forceps kullanarak nazikçe yerinde tutun. Ön uçta farinks ve arka uçta spiracle ile başka bir pin olsa bir diseksiyon pin yerleştirerek diseksiyon plakası için larva güvenli.
    NOT: Sırt tarafı en kolay trakea dorsal gövdeleri varlığı ile tanımlanır.
  4. Vannas bahar makası kullanın (uzunlamasına) anterior dan arka sonuna epidermis yoluyla eğim .(uzunlamasına).
  5. Forceps kullanarak epidermisin iç dokusunu çıkarın.
    NOT: Epidermisin iç yüzeyinde lokalize olan oenositlerin zarar görmesini önlemek için trakeal dalları çıkarılırken dikkatli olunmalıdır.
  6. Forceps ile, diseksiyon pimleri almak ve buz üzerinde PBS dolu bir 1.5 mL mikrosantrifüj tüp içine epidermis aktarın.
  7. Yukarıda açıklanan prosedürü izleyerek diğer larvaları incelemeye devam edin.

4. Lipid Damlacık Boyama

  1. Bir rotator üzerinde oda sıcaklığında 30 dakika (RT) için fiksasyon tampon diseksiyon epidermis inkübül.
    NOT: Fiksasyon tamponu PBS'de %4 paraformaldehit (PFA) içerir.
  2. Sabitleme tamponunu çıkarın ve ardından hızlı bir yıkama. Hızlı bir yıkama yapmak için, PFA'nın çıkarılmasından sonra tüpe RT'de 1 mL PBS ekleyin, dokuları nazikçe yeniden askıya alın ve PBS'yi atın.
    DİkKAT: Fiksasyon tamponu, insan sağlığına zararlı PfA içerir. Fiksasyon tamponunu tehlikeli atık olarak düzgün bir şekilde bertaraf etmek önemlidir.
  3. Mümkün olan tüm PFA kalıntısını temizlemek için numuneleri her biri 5 dakika boyunca PBS ile 3 kat yıkayın.
  4. Epidermisin imal inkübesini BODIPY 493/503 (1 μg/mL; bkz. Malzeme Tablosu)30 dk boyunca RT'de bir rotator üzerinde kuluçkaya yatırın.
    NOT: Bu adımdan itibaren, numuneleri ışıktan korumak ve olası fotoğraf beyazlatma işlemini en aza indirmek için mikrosantrifüj tüpünü bir parça alüminyum folyo ile sarın.
  5. BODIPY 493/503 boyama çözeltisini çıkarın ve artık boyaları tamamen çıkarmak için numuneleri pbs ile her biri 10 dakika boyunca 3x yıkayın.

5. Montaj ve Görüntüleme

  1. Temiz bir mikroskop slaytına 6 μL montaj ortamı yerleştirin.
    NOT: Montaj ortamı, antifade özelliklerine göre daha uzun algılama süresi için kullanılır.
  2. Bir epidermis almak ve hafifçe bir silme ile artık PBS kaldırmak için forseps kullanın.
  3. Epidermisin montaj ortamına yerleştirin ve oryantasyonunu oenositleri içeren iç yüzeyinin altta, dış yüzeyinin üstte olması için ayarlayın.
  4. Yavaşça epidermisin üzerine bir kapak kayması yerleştirin.
    NOT: Gerekirse kapak altından sızan ekstra montaj ortamını bir mendille çıkarın. Görüntülemeyi kolaylaştırmak için, mikroskoptaki slaytı gözlemlerken oenosit kümesinin tek bir düzlemde kolayca görüntülenebilmeleri için coverslip'i pİşplerle hafifçe aşağı doğru itin. Alternatif olarak, dokuları monte ederken tüm epidermisin yuvarlanmasını önlemek için epidermisin orta hattan iki yarı epidermisin içine kesilmesi uygulanabilir.
  5. Mühür kapağının kenarlarına açık oje uygulayın.
  6. Bir ışık geçirmez örnek kutusuna slaytlar koyun ve 5-10 dakika sürebilir RT, kuruoje izin verin.
  7. Mikroskobik analize devam edin. En aza indirgenmiş arka planile temiz ve hassas sinyaller elde etmek için konfokal mikroskop (optimize GFP veya FITC filtre ayarları, uyarma = 488 nm, emisyon = 503 nm ile 63x büyütme) kullanarak görüntü alın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Bu işlemin başarılı bir şekilde yürütülmesi, oenositlerde lipid damlacıklarının sayısını ve boyutunu ortaya çıkaran açık lipid damlacıklarının boyanması ile sonuçlanmalıdır. Şekil 1A,A',A'' farklı gelişim evrelerinde normal beslenme larvalarının oenositlerinde az sayıda saptanabilir lipid damlacıkları (yeşil nokta) olduğunu göstermektedir. Şekil 1B,B',B'' 12 h (B), 24 h (B') ve 36 h (B'') açlık dönemlerine yanıt olarak oenositlerde lipid damlacıkları (yeşil nokta) miktarını gösterir. Bu 96 saat sonra, fed larvaları (A) oenositlerde bazı lipid damlacık birikimi göstermek gibi görünüyordu unutulmamalıdır, onların hızlı büyüme oranları nedeniyle olabilir. Araştırmacılar bu aşamada larvaile uğraşırken daha fazla dikkat etmelidirler.

Figure 1
Şekil 1: Lipid damlacık boyama temsili görüntüler. Görüntüler BODIPY 493/503 kullanarak Drosophila larvalarının oenositlerinde gelişim ve açlık zaman içinde gösterilmiştir. (A,A',A'') Lipid damlacık boyama (yeşil nokta) beslenen larvalarda oenosit kümesinin temsili görüntüleri. (B,B',B'') Lipid damlacık boyama (yeşil nokta) oenosit kümelerinin temsili görüntülerinde 12 saat (B), 24 h (B') ve 36 h (B'') dönemlerinde açlık, 84 saat ile larvadan başlayarak. Tüm görüntüler aynı büyütme de alınmıştır. Ölçek çubuğu = 20 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Yukarıda özetlenenler arasında, bu protokolde birkaç kritik adım vardır ve yumurtlama süresi bunlardan biridir. Bir lipid-mobilize doku olarak, oenosit beslenme durumuna son dereceduyarlıdır 6,8. Uzun süre yumurtlama süreleri kargalarva ve artan gıda rekabetine neden olabilir, yanlış sonuçlara yol açabilir. Bu protokolde kullanılan 1 saatlik yumurta yumurtlama süresi larvaların beslenme rekabeti olmadan gelişmesini sağlar. Daha uzun yumurtlama sürelerinden kaynaklabilen larvaların sayısı nın çok daha fazla olması, oenositlerde lipid damlacık miktarlarını ve desenlerini (örn. boyut, sayı ve morfoloji) de etkileyebilir.

Ayrıca, uzun süreli yumurta yumurtlama süreleri de gelişimevrelerinin geniş bir varyasyonu ile larva popülasyonuna neden olabilir. Bu bağlamda, lipid damlacık desenleri üzerindeki etkileri gelişimsel kusurların ikincil etkilerinden etkilenebileceğinden, araştırmacılar embriyonik veya larva gelişimini etkileyen mutantları kullanırken dikkatli olmalıdırlar. Zaman kursu prosedürü, lipid damlacıklarının erken üçüncü instar larvalarından (84 saat) geç üçüncü instar larvalarına (120 saat) kadar gelişme sırasında beslenen durumdaki oenositlerde nadiren saptanabileceğini göstermektedir. Buna ek olarak, erişkinlerde oenositlerin kehribar pigmentasyonu aksine, larva oenositler renksiz5. Bu nedenle, özellikle çevre dokuları (yani trakeal dalları) çıkarırken, oenosit diseksiyonu sırasında oenosit diseksiyonu sırasında daha fazla dikkat edilmelidir. Ayrıca, lipid damlacıkları triton X-1009gibi deterjanlara duyarlı tek katmanlı membran organeller vardır. Bu nedenle, bu protokolde kullanılan arabelleklerin deterjan içermediğinden emin olmak önemlidir.

Yukarıda belirtildiği gibi, Drosophila ve diğer türlerde lipid damlacık miktarı ve desen değişiklikleri belirlemek için kullanılan çeşitli boyalar vardır. Bunlar arasında BODIPY 493/503, diğer floresan (örneğin, Nil Kırmızısı) veya floresan olmayan boyalara (örn. Yağ Kırmızısı O) göre lipid damlacıklarına özgü boyama için en uygun olabilir; rağmen, daha yeni ve gelişmiş boyalar geliştirilmektedir. Örneğin, LipidSpot 488 ve türevleri hücresel membranlar ve diğer organellerin minimal arka plan boyama ile yeni geliştirilen floresan boyalar bir dizi vardır. Onlar hem canlı hem de sabit hücrelerde lipid damlacıkları hızlı boyama sağlar, hiçbir yıkama adımı gerekli16,17. Bu lipid damlacık boyama protokolünün bir sınırlaması, lipid damlacık boyutu, sayısı ve morfolojisinin nitel değerlendirilmesi için iyi çalışsa da, hücrelerdeki yağ rezervlerini nicel olarak ölçmek için uygun olmamasıdır.

Oenositlerde lipid damlacık boyama ek olarak, bu yöntem de larva diğer dokulara uygulanabilir (yani, kas, yağ gövdesi, ve bağırsak dokusu) doku diseksiyonu sırasında küçük değişiklikler ve kesit7. Ayrıca, bu yöntem aynı zamanda erişkin dokuların lipid damlacık boyama için iyi çalışır7. Bu yöntemin değiştirilmiş bir versiyonu, immünohistokimya nın antikorlarla boyanması ile birlikte daha geniş uygulamalara genişletilebilir. Bu durumda, sabit dokular saponin ile nüfuz edilmelidir (RT 30 dakika için 30 dakika için% 0.1) antikorlar ile kuluçkadan önce geleneksel deterjanlar yerine, hangi plazma membranları arasında antikorların geçişini kolaylaştırır ve lipid damlacık membran bütünlüğübakım 8.

Özetle, bu protokol araştırmacılar için bazı genetik veya çevresel manipülasyonların lipid damlacık miktarları ve desenlerde (yani boyut, sayı ve morfoloji) nitel değişikliklere neden olup olmadığını araştırmak için uygun bir yöntem sağlar. zor operasyonlar ve pahalı ekipman ve malzemeler.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarların ifşa etmesi gereken çıkar çatışmaları yok.

Acknowledgments

Bu çalışma, Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (31671422, 31529004 ve 31601112), 111 Projesi (D18010), Guangdong Perl River Yetenekler Programı Yerel Yenilikçi Araştırma Ekipleri Projesi (2017BT01S15) ve Çin Doktora Sonrası Bilim Vakfı (2018M640767).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
50 mL centrifuge tube Corning 430829 50 mL
6 cm Petri dish Thermo Fisher 150326 6 cm
Agar For fly food
Aluminum foil N/A N/A Protect smaple from light
BODIPY 493/503 Invitrogen D3922 Lipid droplet staining dye
Confocal microscope Leica Leica TSC SP5 Confocal imaging
Corn syrup For fly food
Cornmeal For fly food
Coverslip Citoglas 10212424C 20 × 20 mm, 0.13-0.17 thick
Dissection pin N/A N/A
Dissection plate N/A N/A
Filter paper N/A N/A Diameter: 11 cm
Fixation buffer N/A N/A 4% Paraformaldehyde (PFA) in 1x PBS
Forcep Dumont 11252-30 #5
Incubator Jiangnan SPX-380 For fly culture
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C 1.5 mL
Microscopy slide Citoglas 10127105P-G
Mounting medium VECTASHIELDAntifade Mounting Medium H-1000 Antifade mounting medium
Nail polish PanEra AAPR419 Seal the coverslip
Paintbrush N/A N/A
PBS N/A N/A 1x PBS (137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4,1.8 mM KH2PO4, pH 7.4)
Rotator Kylin-Bell Lab Instruments WH-986
Scissor Smartdata Medical SR81 Vannas spring scissor
Soy flour For fly food
Spatula N/A N/A
Standard cornmeal food N/A N/A Accoding to Bloomington standard cornmeal food recipe
Stereo microscope Leica Leica S6E For tissue dissection
Wipe paper N/A N/A
Yeast For fly food
yw Kept as lab stock N/A Drosophila

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liu, Z., Huang, X. Lipid metabolism in Drosophila: development and disease. Acta Biochimica et Biophysica Sinica (Shanghai). 45, (1), 44-50 (2013).
  2. Cheng, Y., Chen, D. Fruit fly research in China. Journal of Genetics and Genomics. 45, (11), 583-592 (2018).
  3. Warr, C. G., Shaw, K. H., Azim, A., Piper, M. D. W., Parsons, L. M. Using mouse and Drosophila models to investigate the mechanistic links between diet, obesity, type II diabetes, and cancer. International Journal of Molecular Science. 19, (12), (2018).
  4. Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism. Nature. 445, (7125), 275-280 (2007).
  5. Makki, R., Cinnamon, E., Gould, A. P. The development and functions of oenocytes. Annual Review of Entomology. 59, 405-425 (2014).
  6. Chatterjee, D., et al. Control of metabolic adaptation to fasting by dILP6-induced insulin signaling in Drosophila oenocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, (50), 17959-17964 (2014).
  7. Yan, Y., et al. HDAC6 suppresses age-dependent ectopic fat accumulation by maintaining the proteostasis of PLIN2 in Drosophila. Developmental Cell. 43, (1), 99-111 (2017).
  8. Yan, Y., et al. HDAC6 regulates lipid droplet turnover in response to nutrient deprivation via p62-mediated selective autophagy. Journal of Genetics and Genomics. 46, (4), 221-229 (2019).
  9. Farese, R. V. Jr, Walther, T. C. Lipid droplets finally get a little R-E-S-P-E-C-T. Cell. 139, (5), 855-860 (2009).
  10. Murphy, D. J. The dynamic roles of intracellular lipid droplets: from archaea to mammals. Protoplasma. 249, (3), 541-585 (2012).
  11. Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68, (1), 105-115 (2014).
  12. Fowler, S. D., Greenspan, P. Application of Nile red, a fluorescent hydrophobic probe, for the detection of neutral lipid deposits in tissue sections: comparison with oil red O. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 33, (8), 833-836 (1985).
  13. Gocze, P. M., Freeman, D. A. Factors underlying the variability of lipid droplet fluorescence in MA-10 Leydig tumor cells. Cytometry. 17, (2), 151-158 (1994).
  14. Fam, T. K., Klymchenko, A. S., Collot, M. Recent advances in fluorescent probes for lipid droplets. Materials (Basel). 11, (9), (2018).
  15. BDSC Standard Cornmeal Medium. Bloomington Drosophila Stock Center. Indiana University Bloomington. https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html (2019).
  16. Milon, A., et al. Do estrogens regulate lipid status in testicular steroidogenic Leydig cell? Acta Histochemica. 121, (5), 611-618 (2019).
  17. Farmer, B. C., Kluemper, J., Johnson, L. A. Apolipoprotein E4 alters astrocyte fatty acid metabolism and lipid droplet formation. Cells. 8, (2), (2019).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics