Name: 小鼠完全转型脊髓损伤的诱导 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: 了解在小鼠中诱导完全横断型脊髓损伤的精确手术方法。该方案使用精细钻头和窄刃切割技术，通过椎板切除术实现高重现性和高存活率，为脊髓损伤治疗研究提供可靠的动物模型。

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本工作获得了格里菲斯大学国际学生（博士）奖学金对 RR 的资助，Perry Cross 基金会向 JE 和 JSJ 提供的基金，Clem Jones 基金会向 JSJ 和 JE 提供的基金，以及昆士兰机动车事故保险委员会向 JSJ 和 JE 提供的资助。

所有操作均在澳大利亚国家卫生与医学研究委员会的指导下，经格里菲斯大学动物伦理委员会（ESK/04/16 AEC 和 MSC/04/18 AEC）批准后进行。
1. 手术的动物准备步骤
<ol>
	<li>麻醉并固定动物。
	<ol>
		<li>使用8–10周龄的雌性C57BL/6小鼠。以1 L/min的氧气流速输送5%异氟烷进行麻醉诱导；维持麻醉时，使用1 L/min氧气流速下1.5–2%的异氟烷。通过检测尾部和后肢足垫无痛觉反射来确认麻醉深度。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>&#160;根据体重皮下注射布托啡诺（0.03 mg/kg体重）以提供镇痛，恩诺沙星（10 mg/kg体重）以提供抗生素覆盖。如需长期镇痛，可给予美洛昔康（2 mg/kg体重）。&#160;</li>
	<li>使用加热垫将动物体温维持在37 °C
	<ol>
		<li>剃除背部毛发，暴露脊柱背侧的手术区域。在消毒切口部位前，清除手术区域内的剃除毛发。使用浸有聚维酮碘消毒液和外科酒精的无菌棉签对剃毛区域进行消毒。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将小鼠的四肢用胶带固定于手术区域以稳定动物（图1A）。在小鼠体表覆盖椭圆形手术洞巾（图1B）。</li>
</ol>
2. 椎板切除术
<ol>
	<li>使用手术刀在 T10 椎体水平做一条垂直正中切口。
	<ol>
		<li>定位 T10 椎体的棘突以确定椎板切除术的位置。椎体位于棘突尖端稍偏头侧8（见图2）。棘突尖端大约位于 T11 椎体的中点位置8。</li>
		<li>切口长度约为 2.5 cm，使 T10 椎体的棘突大致位于切口长度的中点。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>牵开皮肤并使用牵开器进行固定。
	<ol>
		<li>使用直镊提起皮肤与下方筋膜之间的组织，以创造空间放置牵开器；牵开器将保持手术视野开放。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>钝性分离皮下组织和筋膜，暴露棘突。
	<ol>
		<li>使用手术刀的钝缘在皮下组织及下方筋膜上做一小段正中切口，以暴露 T9–T11 椎体的棘突。使用细尖镊子（非锐性）进行钝性分离，并将筋膜向两侧牵开。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>劈开并分离椎旁肌，暴露椎板。
	<ol>
		<li>使用手术刀的钝头沿 T9–T11 椎体棘突纵向劈开背部躯干肌和椎旁肌。使用钝性细尖镊子逐层进行肌肉的钝性分离，暴露椎板。此操作应尽量减少出血。 
		注意：若出现出血，使用预热的生理盐水（37 °C）冲洗，并用棉签控制出血并清除手术区域内的血液。</li>
		<li>使用同一把镊子在 T10 椎体横突周围制作小的间隙。使用弯镊将其钳喙钩住横突下方的间隙，以稳定 T10 椎体（图1C）。</li>
		<li>用温热的生理盐水彻底冲洗 T10 椎板，并用棉签轻轻擦拭干净，以清晰显露骨面。确保双侧骨面无肌肉或韧带附着残留。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用带有细头钻头（直径 0.55 mm，长度 7 mm）的钻具，在双侧椎板上打孔。
	<ol>
		<li>在未启动钻具的情况下，用钻头尖端沿双侧 T10 椎板从 T9–T10 椎间隙至 T10–T11 椎间隙划出一条垂直路径。此步骤旨在确保钻头不会钩住任何组织（图1D）。</li>
		<li>随后启动钻具，缓慢而小心地在 T10 椎体右侧椎板上钻出一条垂直沟槽。该部分椎板切除操作应在骨质全层形成一条精确的直线手术缺损。操作过程中需保持弯镊的夹持，以稳定椎体。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>确保钻头尖端不穿透骨骼而损伤脊髓。在左侧椎板重复相同操作，同时用弯镊保持椎体稳定。使用温热生理盐水冲洗，清除残留的骨碎片。</li>
	<li>抬起并移除神经弓的后部结构（图1F）。
	<ol>
		<li>使用角度细尖镊夹住棘突，移除因双侧钻孔而分离的整个背侧椎板段。如有出血，再次冲洗并用棉签擦拭，以清晰显露椎板切除窗下暴露的脊髓（图1E）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 切断
<ol>
	<li>通过刀片单次切割暴露的脊髓，诱导脊髓损伤。
	<ol>
		<li>使用窄而圆的锋利刀片，在椎板切除窗口的中心位置切割脊髓。务必扫过脊柱的侧方隐窝，以确保造成完全性横断损伤（图1G）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用钝头精细镊子确认横断损伤的完全性，并清除横断部位任何残留的连接组织。</li>
	<li>在关闭手术切口前，如有出血，应予以控制。</li>
	<li>使用温盐水冲洗并清除横断脊髓残端发生的出血。必要时可用棉签轻轻加压以实现止血，注意避免压迫脊髓。</li>
</ol>
4. 关闭切口及术后即刻护理
<ol>
	<li>将肌肉组织对合并分层缝合。
	<ol>
		<li>当横断部位达到止血效果后，松开对T10椎骨的弯钳夹持。将分离的肌肉边缘沿中线对合，确保良好贴合。</li>
		<li>使用5-0聚乳酸-羟基乙酸共聚物（polyglactin 910）可吸收缝线分层缝合肌肉。确保脊柱的自然曲度不会在缝合线处产生张力或导致缝线裂开，从而暴露椎板切除部位。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>缝合皮下组织和皮肤。
	<ol>
		<li>使用5-0不可吸收丝线缝合皮肤切口。缝合前应确认皮下无出血、血凝块或残留异物。此步骤中可能需要用温生理盐水进行最终冲洗。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>停止麻醉。观察动物10–30分钟直至其恢复意识。在此期间，动物应继续置于加热垫上。在笼内提供水分凝胶和湿润食物。</li>
	<li>术后护理包括在前两天预防性给予布托啡诺（每日两次）和恩诺沙星（每日一次）。此外，应根据动物伦理委员会的指导原则，每天至少手动排空膀胱两次。 
	注意：本实验中的动物每日接受两次健康状况和福利评估，包括检查是否持续疼痛（必要时追加布托啡诺剂量）或感染（必要时追加恩诺沙星）、营养与水合状态（若脱水则给予注射用液体）以及是否存在自残行为（如发生轻微自残则进行伤口护理）。强烈建议，包括安乐死决策在内的各项术后护理措施，均应在机构动物伦理委员会的指导下确定。</li>
</ol>
5. 损伤模型的评估
<ol>
	<li>评估运动功能的丧失。
	<ol>
		<li>在损伤后第2、7、14、21和28天，使用Basso小鼠评分量表（BMS）在开放场地中评估受伤小鼠的运动行为，以确定功能丧失情况9（图3C–E）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>组织学确认损伤
	<ol>
		<li>在安乐死（本实验中经动物伦理委员会批准，采用二氧化碳）后，连同椎骨组织一起取出受损的脊髓。</li>
		<li>将组织在4%多聚甲醛中浸泡过夜以固定，并用20%乙二胺四乙酸（EDTA）处理3周进行脱钙，每48小时更换一次新鲜EDTA溶液。</li>
		<li>将脱钙后的脊柱组织制备为冷冻切片样品，切成30 µm厚的切片。</li>
		<li>将切片贴附于明胶包被的载玻片上，用于抗GFAP抗体和Hoechst 33342的免疫染色。</li>
		<li>在荧光显微镜下观察切片（图3A），并使用图像分析软件（例如Nikon分析软件—NIS Elements [图3B]）测量损伤范围。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Sharif-Alhoseini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury: a systematic review.</a> Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).</li>
<li>Lee, D. H., Lee, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+axon+regeneration+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Animal models of axon regeneration after spinal cord injury.</a> Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).</li>
<li>Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharif-Alhoseini%2C+M+%22Topics+in+Paraplegia%22">Topics in Paraplegia</a>. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).</li>
<li>Talac, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury+for+evaluation+of+tissue+engineering+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies.</a> Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).</li>
<li>Nakae, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+animal+model+of+spinal+cord+injury+as+an+experimental+pain+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+%26+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model.</a> Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023(2011).</li>
<li>Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+used+in+spinal+cord+regeneration+research%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Animal models used in spinal cord regeneration research.</a> Spine. 27, 1504-1510 (2002).</li>
<li>Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury%3A+current+mammalian+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury: current mammalian models.</a> American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).</li>
<li>Harrison, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebral+landmarks+for+the+identification+of+spinal+cord+segments+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse.</a> Neuroimage. 68, 22-29 (2013).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+spinal+cord+injury+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains.</a> Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+from+spinal+cord+injury%3A+a+new+transection+model+in+the+C57Bl%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse.</a> Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

该方法可在小鼠T10椎体水平诱导完全横断型损伤，导致损伤平面以下动物出现完全性截瘫。总体而言，该方法出血极少，伴随损伤轻微，且可产生稳定、可重复的损伤模型。与先前报道的不进行椎板切除的横断方法相比10，本方法具有可在不干扰脊柱曲度的情况下直接观察损伤部位、更精确地控制损伤的完全性，以及更好地控制出血并实现止血等优势。该方法的优点在于，其操作方案可修改后应用于T10以外的其他椎体水平，也可用于实施其他类型的损伤，如半横断、部分背侧横断、背根撕脱、挤压伤和挫伤等。
该方案的一个主要组成部分是使用细尖钻头。尽管使用钻头可能需要较高的操作技能和更广泛的训练，但它能够实现干净且完整的椎板切除。另一个关键因素是使用窄刃刀具进行横断，而不是使用显微剪刀。与使用剪刀相比，这种方法可减少不必要的附带损伤。然而，相反地，如果施加过大的侧向压力，刀片可能会对椎体造成一定程度的损伤。所述方案可能需要术者进行一些问题排查。如果椎板切除操作不当，可能会残留骨刺，从而限制进入椎板切除窗。插入细尖镊子的一个齿尖可使术者夹住并折断任何残留的骨刺。但在此过程中必须注意避...

脊髓损伤（SCI）是一种复杂的医学问题，会导致健康状况和生活方式发生巨大变化。目前尚无治愈脊髓损伤的方法，且其病理生理机制尚未被充分阐明。动物脊髓损伤模型，尤其是啮齿类动物模型，为试验新疗法提供了宝贵的工具，并已被用于脊髓损伤研究数十年。迄今为止，在临床前脊髓损伤研究中，超过72%的研究采用了大鼠模型，而仅16%使用了小鼠模型1。尽管由于大鼠体型较大，且其损伤后形成的空洞与人类脊髓损伤相似，传统上更倾向于选用大鼠作为研究新型治疗策略的模型动物，但如今小鼠（包括多种转基因小鼠模型）正被越来越多地用于研究脊髓损伤的细胞与分子机制2。相较于大鼠，小鼠模型在操作便利性、繁殖速度更快以及成本更低等方面具有额外优势；此外，小鼠与人类在基因组水平上具有高度相似性1,2,3。小鼠模型的主要缺点在于其体型显著较小，这为建立和治疗脊髓损伤的外科手术操作带来了挑战4,5。
现有文献中存在一个空白，凸显了建立一种稳定且可重复的小鼠脊髓损伤（SCI）手术方案的必要性。因此，本方案提供了一种新颖且精确的手术方法，以克服这些局限性。本方案详细阐述了在小鼠中诱导横断型损伤的操作指南，因为此类损伤已被公认为最适合研究损伤后再生与退行性变化6，以及神经可塑性、神经环路和组织工程策略7。我们选择在胸段下部诱导损伤，因为胸段水平的脊髓损伤在文献中应用最为广泛1。

<table><tbody><tr><td>Baytril 注射液 50 mg/mL，50 mL</td><td>Provet</td><td>BAYT I</td><td>术后护理药物</td></tr><tr><td>碘伏 500 mL</td><td>Provet</td><td>BETA AS</td><td>耗材</td></tr><tr><td>Castroviejo 持针器，带锁扣</td><td>ProSciTech</td><td>T149C</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>陶瓷氧化锆刀片，圆形带锐边，单刃，带角度</td><td>ProSciTech</td><td>TXD101A-X</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>棉签（5支）</td><td>Multigate</td><td>21-893</td><td>耗材</td></tr><tr><td>Dremel Micro</td><td>DREMEL</td><td>8050-N/18</td><td>无线旋转工具</td></tr><tr><td>精细敷料镊</td><td>Multigate</td><td>06-306</td><td>一次性使用</td></tr><tr><td>钻头</td><td>Kemmer Pr&amp;auml;zision</td><td>SM 32 M 0550 070</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>Dumont #7b 镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>Dumont 镊子，型号 5</td><td>ProSciTech</td><td>T05-822</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>毛发修剪器</td><td>WAHL</td><td>WA9884-312</td><td>零重叠毛发修剪器</td></tr><tr><td>虹膜剪，钛材质，尖端锋利，直型，90 mm</td><td>ProSciTech</td><td>TY-3032</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>异氟烷 Isothesia NXT 250</td><td>Provet</td><td>ISOF 00 HS</td><td>麻醉剂</td></tr><tr><td>Colibri 牵开器 - 4 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-04</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>手术刀柄</td><td>ProSciTech</td><td>T133</td><td>可重复使用</td></tr><tr><td>Signature 乳胶外科手套，7.5 号</td><td>Medline</td><td>MSG5475</td><td>耗材</td></tr><tr><td>氯化钠 0.9%</td><td>STS</td><td>PHA19042005</td><td>耗材</td></tr><tr><td>无菌敷料包</td><td>Multigate</td><td>08-709</td><td>一次性使用</td></tr><tr><td>无菌防水手术巾 60x60 cm</td><td>Multigate</td><td>29-220</td><td>一次性使用</td></tr><tr><td>外科酒精 100 mL</td><td>Provet</td><td># SURG SP</td><td>耗材</td></tr><tr><td>缝合材料 - 黑色丝线 45 cm 5/0 FS-2</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson Medical</td><td>682G</td><td>丝线缝合线</td></tr><tr><td>缝合材料 - Vicryl 70 cm 5-0 S/A FS-2</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson Medical</td><td>VCP421H</td><td>Vicryl 缝合线</td></tr><tr><td>镇痛新 0.3 mg/1 mL，5 支（S8 类药物）</td><td>Provet</td><td>TEMG I</td><td>术后护理药物</td></tr></tbody></table>

小鼠完全横断型脊髓损伤的诱导

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

脊髓损伤（SCI）通常会导致不可逆且永久性的功能丧失，最常见原因是创伤。目前，研究人员正在探索多种治疗方法（例如细胞移植技术），以克服SCI引发的严重功能障碍。大多数临床前动物试验均采用啮齿类动物的SCI模型进行。尽管大鼠SCI模型已被广泛使用，但小鼠模型受到的关注相对较少，尽管小鼠模型在许多方面具有显著优势。小鼠体型较小，饲养成本低于大鼠，且存在大量可用的转基因小鼠模型，有利于多种类型的研究。在动物中诱导可重复且精确的损伤是SCI研究的主要挑战，在小型啮齿类动物中尤其需要高精度的外科手术。过去十年中，横断型损伤模型常被用于基于移植的治疗研究，但目前尚无标准化的方法用于在小鼠中诱导完全性横断型损伤。我们已建立一种外科手术方案，可在胸椎第10节段（T10）的C57BL/6小鼠中诱导完全性横断型损伤。该方法采用小头钻头代替咬骨钳，精确去除椎板，随后使用带有圆刃的薄刀片完成脊髓横断。该技术可在小型啮齿类动物中实现可重复的横断型损伤，同时最大限度减少周围肌肉和骨骼的附带损伤，从而降低混杂因素的影响，尤其适用于行为功能结果的分析。

如图所示的最终方法 图1，需要对小鼠进行充分的固定（图1A）以及对脊柱和椎旁组织的良好可视化（图1B）。棘突和椎板可在几乎不进行肌肉分离且出血极少的情况下清晰显像（图1C，高亮区域）。精细钻孔操作按图示进行 图1D，以创建一个如矩形所示的椎板切除窗。所形成的椎板切除窗清晰，可直接观察和接触到脊髓（图1E，高亮区域）。该过程的示意图概念在下文进行说明。 图1F狭窄的横切刀片可轻松穿过局限的椎板切除窗（图1G）并以平滑的滑动动作，可造成完全横断型损伤（图1H–I）。因此，该方法...

本方案描述了如何在小鼠模型中创建精确的椎板切除术，以诱导稳定的横断型脊髓损伤，同时最大限度地减少附带损伤，适用于脊髓损伤研究。

脊髓损伤（SCI）通常由创伤引起，会导致不可逆且永久性的功能丧失。目前已有多种治疗方案，……

本方案通过精确的外科控制性损伤，在小鼠中诱导完全性脊髓横断，具有高度可重复性和极高的存活率。使用精细钻头进行骨损伤可最大限度减少对周围组织的损害，从而更准确地模拟损伤及治疗反应。进行椎板切除术时，首先确认麻醉后的8至10周龄雌性C57黑6小鼠足底反射消失，然后剃除背部毛发，暴露脊柱背侧手术区域，并用浸有聚维酮碘消毒液和外科酒精的无菌棉签对剃毛区域进行消毒。使用手术刀在 T10 椎体水平做一垂直正中切口，并用直镊提起皮肤与下方筋膜，以利于牵开器的放置。为暴露 T9 至 T11 椎体的棘突，用手术刀的钝缘在皮下组织及下方筋膜做一小的正中切口，再用细尖无齿镊进行钝性分离并牵开筋膜。为暴露椎板，用手术刀的钝头沿 T9 至 T11 椎体棘突处切开背侧躯干肌和椎旁肌，再用钝头细尖镊逐层进行钝性分离肌肉，以暴露椎体的椎板。使用同一把镊子在T10椎骨横突周围制作小囊袋，并将弯头镊的齿钩置于所创建囊袋内的横突下方，以稳定T10椎体。用温盐水彻底冲洗T10椎板，并用棉签轻轻擦拭骨面，确保双侧表面无任何肌肉或韧带附着残留。为实现双侧椎板断裂，关闭钻头电源，使用直径0.55毫米、长度7毫米的钻头尖端，沿两侧T10椎板从T9/T10椎间隙至T10/T11椎间隙划出垂直路径。完成路径标记后，开启钻头，使用弯钳固定椎骨以保持稳定，然后缓慢而小心地在T10椎体的右侧椎板上制作一条垂直槽。在左侧椎板重复相同操作后，用温盐水冲洗组织，以清除残留的骨碎片。此步骤中，必须用一只手牢固地握住脊柱。熟练并自信地使用钻头也非常重要。接下来，使用角度精细尖头镊夹住棘突，并通过双侧钻孔分离后部椎板节段并将其完整移除。然后，根据需要进行冲洗和擦拭，以清晰显露椎板切除窗内的脊髓。为了在暴露的脊髓上诱导脊髓损伤，使用窄而圆的锋利刀片在椎板切除窗的中心位置切割脊髓，注意扫过脊柱的侧隐窝，以造成完全横断损伤。为确认横断损伤的彻底性，可用钝头精细镊子清除横断部位残留的任何连接组织。在横断部位达到止血后，松开对T10椎体的弯镊夹持，并将分离的肌肉边缘在中线处对合，以实现良好的解剖复位。使用5/0可吸收聚乳酸羟基乙酸缝合线逐层缝合肌肉，确保脊柱的自然曲度不会在缝合线处产生张力或导致缝合口裂开。然后使用5/0不可吸收丝线缝合皮下组织和皮肤，在关闭切口前需注意确保皮下无出血、血凝块或残留异物。为了评估该小鼠横断型脊髓损伤造模方法的可重复性和一致性，可对损伤的脊髓组织进行免疫组织化学分析，并对小鼠进行行为学测试。针对星形胶质细胞标志物胶质纤维酸性蛋白的免疫标记有助于清晰界定完整脊髓的边界。在此纵向切面中，损伤部位如预期般位于脊髓残端之间，可被清晰观察到。在横断部位可诱导形成一致大小的缺损，其平均最小距离为550.4 ± 17.3 微米。采用开放场测试中的Basso小鼠评分（Basso Mouse Scale）获取的行为学数据显示

induction-of-complete-transection-type-spinal-cord-injury-in-mice

Research

科研

JoVE Journal

Neuroscience

神经科学

小鼠完全转型脊髓损伤的诱导

采用连续低剂量X射线扫描，对成年小鼠脊髓损伤后股骨和胫骨的骨量流失进行了纵向检测。在整个研究期间均可检测到胫骨骨量流失，而股骨的骨量流失直至损伤后40天才被检测到。...

脊髓损伤后利用新型方法对小鼠后肢骨丢失进行纵向评估 体内方法学

来源：Elzat, E. Y. Y.，等，基于微创技术建立小鼠挫伤性脊髓损伤模型。J. Vis.

使用脊髓损伤同轴平台在小鼠模型中诱导脊髓挫伤

来源：Kumar, S.，等. 脊髓损伤后压疮的小鼠模型。J. Vis. Exp.

构建脊髓损伤小鼠模型

一种可重复的新型技术 体内 描述了一种小鼠颈段脊髓切割损伤模型。该技术基于通过固定颈椎关节突实现脊柱稳定，并使用振荡刀片对脊髓进行切割，切割精度为±0.01...

小鼠可控性宫颈撕裂损伤模型

脊髓损伤是一种导致严重发病率和高死亡率的创伤性疾病。在本研究中，我们详细描述了一种小鼠脊髓损伤的挫伤模型，随后进行神经干细胞移植。...

脊髓损伤实验性挫伤模型中的神经干细胞移植

光化学血栓法是一种微创且高度可重复的操作，可用于在脊髓中诱导局灶性缺血，是小鼠脊髓损伤的模型。...

光血栓法诱导的局灶性缺血作为小鼠脊髓损伤模型

本文介绍了一种在新生小鼠中建立可重复性脊髓压迫损伤（SCI）的方法。该模型为研究自发性功能恢复背后的适应性可塑性机制提供了一个有利的平台。...

一种新生小鼠脊髓压迫性损伤模型

我们介绍一种基于组织位移的挫伤性脊髓损伤模型，可在成年小鼠中产生一致的挫伤性脊髓损伤。...

一种基于组织位移的挫伤性小鼠脊髓损伤模型

微创技术与简易实验装置通过减少对实验动物的手术损伤并维持解剖形态，提高了脊髓损伤模型的可重复性。该方法具有重要价值，因为可靠的结果和可重复的操作流程有助于深入研究疾病修复的机制。...

基于微创技术建立小鼠挫伤性脊髓损伤模型

本方案通过在小鼠中模拟中央束综合征（CCS），提高了实验的可重复性，并最大限度地减少了对实验动物的操作损伤，避免过度破坏解剖结构。本研究的策略具有优势，因其能够产生一致的结果，从而有利于对损伤机制的研究。...

C57BL/6J 小鼠中央束综合征模型的建立

本文展示了一种用于小鼠的新型自动化脊髓损伤挫伤装置，该装置能够精确地制备不同程度的脊髓损伤挫伤模型。...

用于小鼠脊髓挫伤模型的自动化撞击器

了解在小鼠中诱导完全横断型脊髓损伤的精确手术方法。该方案使用精细钻头和窄刃切割技术，通过椎板切除术实现高重现性和高存活率，为脊髓损伤治疗研究提供可靠的动物模型。

小鼠完全横断型脊髓损伤的诱导

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