Elektronische Zunge generieren Continuous Erkennungsmuster für die Protein-Analyse

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments ist es, eine elektronische Zunge auf der Grundlage eines kombinatorischen Ansatzes zu konstruieren und Oberflächenplasma- und Resonanzbildgebung für die Proteinanalyse durchzuführen. Dies wird erreicht, indem Laktose und sulfatierte Laktose als Bausteine verwendet und ihre Mischungen zur Selbstorganisation auf der Goldoberfläche eines Prismas abgeschieden werden, um ein Array von kombinatorischen kreuzreaktiven Rezeptoren zu erzeugen. Als zweite Stufe wird die Plasma- und Resonanztomographie angewendet, die Bindungsereignisse in Echtzeit überwacht und SPR-Bilder und eine Reihe von kinetischen Bindungskurven, sogenannte Sensorgramme, erzeugt.

Als nächstes wird die Datenverarbeitung auf der Grundlage der Sensorgramme mit einer Math-Computing-Software durchgeführt, um ein kontinuierliches 2D-Evolutionsprofil und eine kontinuierliche 3D-Evolutionslandschaft für jede Probe zu erstellen. Die Ergebnisse zeigen, dass die elektronische Zunge in der Lage ist, unterschiedliche 3D-Landschaften der kontinuierlichen Evolution für gängige gereinigte Proteine zu erzeugen, und effizient für deren Unterscheidung auf der Grundlage von Mustererkennung ist. Diese Technik hat mehrere Vorteile gegenüber bestehenden Methoden wie klassischer, elektronischer Gnosis und Zungen. Zunächst wird die Präparation von Singrezeptoren weitgehend vereinfacht.

Eine große Vielfalt von kreuzreaktiven Rezeptoren kann durch Mischen einer kleinen Anzahl von Molekülen ausgewählt werden. Zweitens können dank des kombinatorischen Ansatzes die von unserer elektronischen Zunge erzeugten Erkennungsmuster als kontinuierlich betrachtet werden, so dass abnormale Signale leichter identifiziert werden können. Daher kann eine zuverlässigere Analyse zur Herstellung des kombinatorischen kreuzreaktiven Rezeptorarrays erhalten werden.

Reinigen Sie zunächst die Goldoberfläche des Prismas 48 Stunden vor der Verwendung drei Minuten lang mit einem Plasmareiniger unter 75 % Sauerstoff, 25 % Argon, 0,6 Millibar und 40 Watt Leistung. Bereiten Sie dann 100 Milliliter Phosphatpufferlösung mit 10 % Glycerin oder PBSG vor. Die Zugabe von Glycerin zu PBS ist sehr wichtig, um die Verdunstung des Lösungsmittels und Änderungen der Baustein- oder BHS-Konzentration nach der Abscheidung zu reduzieren.

Bereiten Sie dann Stammlösungen aus Laktose oder Baustein eins und sulfatierter Laktose oder Baustein zwei aus den Stammlösungen vor. Bereiten Sie 11 reine und gemischte Lösungen mit einem Verhältnis zwischen null und 100 % in Schritten von 10 % und einer Gesamtbausteinkonzentration von 0,1 Millimolar in PBSG vor. Lagern Sie acht Nanoliter dieser reinen und gemischten Lösungen auf der Prismenoberfläche mit einem berührungslosen Spotter in vierfachen Duplikaten für jedes Verhältnis mit insgesamt 44 Punkten auf. Legen Sie das Prisma in eine Petrischale, die einen Milliliter Reinstwasser enthält, und lassen Sie es über Nacht bei Raumtemperatur zur Selbstorganisation von BB eins und BB zwei auf der Goldoberfläche hierin. Es wird davon ausgegangen, dass die durchschnittliche Oberflächenzusammensetzung in den gemischten selbstorganisierten Monoschichten die Zusammensetzung der abscheidenden Mischlösung widerspiegelt.

Waschen Sie das Prisma am nächsten Tag gründlich mit Reinstwasser, bevor Sie es unter einem Strom von Argonnen trocknen. Der Inkubator, in dem die Oberflächenplasma- und Resonanzbildgebungsgeräte installiert sind, ist auf 25 Grad Celsius einzustellen, um Änderungen des Brechungsindex zu vermeiden, die durch Temperaturschwankungen während der Proteinmessung induziert werden. Setzen Sie ein nicht funktionalisiertes Spülprisma in die 10-Mikroliter-Polyetheretherketon-Durchflusszelle ein, die mit einer computergesteuerten Spritzenpumpe, einem Desser und einem Mitteldruck-Injektionsventil mit sechs Anschlüssen verbunden ist.

Füllen Sie das Durchflusssystem mit frisch gefiltertem und entgasendem Puffer. Entfernen Sie das Spülprisma und setzen Sie das Prisma mit dem kombinatorischen kreuzreaktiven Rezeptorarray mit einer Durchflussrate von 100 Mikrolitern pro Minute in die Flusszellenlaufhaufen ein. Entfernen Sie mit Hilfe der CCD-Kamera alle auf der Prismenoberfläche vorhandenen Luftblasen, indem Sie den Laufpuffer passieren.

Definieren Sie schnell den Untersuchungsbereich für jeden Spot, indem Sie auf der Grundlage eines gut kontrastreichen Bildes des Arrays einen Kreis mit demselben Durchmesser für den interessierenden Bereich zeichnen und mit Hilfe der integrierten Software im Oberflächenplasma- und Resonanzbildgebungssystem Plasmakurven nachzeichnen, die Reflektivitätskurven in Abhängigkeit vom Einfallswinkel für alle Spots darstellen. Wählen Sie den Arbeitswinkel, d. h. die Position, an der kinetische Kurven an der höchsten Steigung der Reflektivitätskurven aufgezeichnet werden. Drehen Sie den Scanspiegel, um den ausgewählten Arbeitswinkel für kinetische Messungen zu fixieren.

Fahren Sie fort, Häufungen durch das Durchflusssystem laufen zu lassen, bis das Reflexionssignal für alle Spots stabil und konstant ist. Injizieren Sie dann mit einer Spritze einen Milliliter Erdnusslektin oder eine HL-Lösung in die 500-Mikroliter-Probenschleife, wobei sich das Injektionsventil in der Lastposition befindet und die Durchflussrate auf 100 Mikroliter pro Minute eingestellt ist, und bringen Sie das Injektionsventil in die Injektionsposition. Beginnen Sie mit kinetischen Messungen, indem Sie die Reflexionsschwankungen über die Zeit gleichzeitig an allen Stellen am Ende der Proteininjektion überwachen.

Spülen Sie das Array acht Minuten lang mit laufendem Puffer. Injizieren Sie abschließend einen Milliliter 1 %DS, um das Array zu regenerieren. Wiederholen Sie das gleiche Verfahren für die anderen Proteine nach dem Einbringen der Proteinlösung in die Durchflusszelle.

Es kommt zu einer molekularen Bindung, die eine Verschiebung der Plasmakurven und eine Variation der Reflexivität induziert. Die Bilderfassungssoftware wandelt die gemessenen Lichtintensitätswerte in Graustufen um, liefert SPR-Bilder und generiert die Variation des Reflexionsvermögens über die Zeit, wobei die Sensorgramme angegeben werden. Verwenden Sie als Nächstes eine Mathematik-Computing-Software, um das Reflexionsvermögen am Ende jeder Proteininjektion im Vergleich zum Bausteinverhältnis darzustellen und so ein kontinuierliches 2D-Evolutionsprofil für jede Probe zu erstellen.

Fügen Sie schließlich das Bausteinverhältnis in die Sensorgramme ein, um ein zeitabhängiges kontinuierliches Erkennungsmuster zu erzeugen, das als kontinuierliche 3D-Evolutionslandschaft bezeichnet wird. Für jedes Protein wurden drei Proteine verwendet, ein HL-Myoglobin und ein Lysozym für jedes Protein. Ein ausgeprägtes kontinuierliches 2D-Evolutionsprofil wurde durch die elektronische Zunge erzeugt, wie in 3D gezeigt. Kontinuierliche Evolutionslandschaften wurden auch für ein HL-Myoglobin und Lysozym erstellt.

Die elektronische Zunge reagiert empfindlich auf die Oberflächeneigenschaften der Proteine, wie z.B. die Verteilung von hydrophoben, neutralen und geladenen Aminosäureresten. Die erhaltenen kontinuierlichen Evolutionsprofile von Landschaften können als Fingerabdrücke für eine effiziente Proteinunterscheidung und prospektive Identifizierung auf der Grundlage von Mustererkennung verwendet werden. Bei diesem Ansatz ist es wichtig, daran zu denken, die optimierten und standardisierten experimentellen Verfahren zu befolgen, um eine gute Reproduzierbarkeit der elektronischen Zunge zu gewährleisten.

Zu diesen Verfahren gehören die saubere und gute Oberfläche des Prismas, die Auswahl des Arbeitswinkels für die Oberflächenplasmaresonanztomographie und das Auftragen einer geeigneten Lösung, um das System vollständig für die Wiederverwendung zu regenerieren. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die elektronische Zunge auf der Grundlage des COMBINATOR-Ansatzes und der SOFA-Plasmaresonanztomographie für die Proteinanalyse konstruiert. Viel Glück für Ihre Experimente.