Summary
ここでは、尿中プラスミノーゲン活性化因子の靭帯内注射を用いて、マウスの腰痛モデルを簡便かつ迅速に誘導する方法を提供する。
Abstract
持続性腰痛のモデルは、本明細書に記載の簡便な方法論を用いてマウスにおいて誘導することができる。ここでは、ヒトや他の動物に存在するセリンプロテアーゼであるウロキナーゼ型プラスミノーゲンアクチベーター(ウロキナーゼ)の注射を用いて、マウスの持続性腰痛モデルを簡便かつ迅速に誘導するための段階的な方法を提供します。マウスの持続性腰痛を誘発するための方法論は、腰椎の靭帯挿入領域に沿ってウロキナーゼを単純に注射することを含む。ウロキナーゼ炎症剤はプラスミンにプラスミノーゲンを活性化します。通常、モデルは 10 分以内に誘発され、過敏症は少なくとも 8 週間持続します。
過敏症、歩行障害、およびその他の標準的な不安および抑うつ様の測定は、持続モデルでテストできます。背中の痛みは最も一般的なタイプの痛みです。腰痛に対する意識を高めるため、国際疼痛学会(IASP)は、2021年を「腰痛に関するグローバル年」、2022年を「疼痛に関する知識を実践に翻訳するグローバル年」と名付けました。疼痛治療薬の治療的進歩の限界の1つは、持続性疼痛や慢性疼痛をテストするための適切なモデルがないことです。このモデルの特徴は、腰痛の軽減を目的とした潜在的な治療法とその補助的な特性をテストするのに適しており、IASPが2022年を「疼痛の知識を実践に翻訳する世界年」と名付けたことに貢献しています。
Introduction
腰痛は障害の最も一般的な原因の1つであり、世界中で5人に1人が苦しんでいます1。これらの努力にもかかわらず、腰痛の動物研究、特にマウスの疼痛分野で一般的に使用されている信頼できる腰痛の動物モデルはほとんどありません。以前のモデルでは、腰椎椎間関節への尿中プラスミノーゲン活性化因子(uPA)の注射2,3、体幹の筋肉組織への神経成長因子(NGF)の注射4、またはヨード酢酸ナトリウム(MIA)5またはインターロイキン-1ベータ6によって誘発されるような慢性腰痛(CBP)の誘発にラットがほぼ独占的に使用されていました椎間板への注射。もちろん、ラットは、主にサイズが大きく、炎症性物質の注射へのアクセスが容易であるため、これらのモデルに好まれます。
誤解のないように言っておくと、腰痛のマウスモデルは、長年用いられてきた椎間板変性症のSPARC-nullマウスモデル7のように存在するが、これらは注射ベースのモデルよりも確立にコストと時間がかかる。最近のマウス研究では、腰の筋肉へのNGF注射と垂直の慢性拘束ストレスを組み合わせることにより、腰痛のモデルが確立されました8。以下のプロトコルでは、ラットのuPA誘導CBPモデルをマウス2に適合させました。過敏症は1週間以内に確立され、6〜8週間持続します。さらに、マウスが不安や抑うつのような行動を発達させることも明らかにした。腰痛の有病率と分子性疼痛研究におけるマウスのより一般的な使用を考えると、この耐久性のあるモデルは、腰痛緩和のための新しい治療戦略の開発に使用するために容易に確立されます。
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Protocol
記載されているすべての動物手順は、実験動物のケアと使用に関するNIHガイドに準拠しています。研究は、ニューメキシコ大学健康科学センターの地元の施設ケアおよび使用委員会(IACUC #23-201364-HSC)によって承認されました。すべての研究は、パートIIIに記載されているように、研究における動物の使用に関するOLAWコンプライアンス保証(A3002-01)の後援の下でのポリシーに準拠しています。II. 保証と認証。動物は、実験室のスタッフと実験動物資源部門(DLAR)のスタッフによって管理されている動物資源センター(ARC)の収容施設に収容されています。安楽死の方法(100 μLの59 mg/mLペントバルビタール注射)は迅速で信頼性が高く、さらなる研究のためにさまざまな組織を解剖および収集することができます。
1.動物
- 成体(生後3~4週齢)の雌雄のBALB/cマウス(20-25g)を12時間:12時間の明:暗サイクルで飼育するため、暗闇での活動時間は実験室の勤務時間中に発生します。
注:げっ歯類はもともと夜行性の動物であるため、これにより、動物の自然な活動時間中にすべてのパラメータを評価できます。これにより、概日時計の改変による寄与が減り、動物の活動時間帯(現在は昼間)に動物を検査することができます。 - 動物を毎日2回監視します。
- 疼痛関連行動に対する薬物効果を評価する場合は、標準的なげっ歯類の餌(過敏症を変化させることが知られている)と比較して大豆タンパク質含有量が低い通常のマウスブリーダーチャウでマウスを維持します。
- 健康的な体重増加の維持を確実にするために、週に一度動物の体重を量ります。
注:8〜10週間の研究を通じて体重の群間差は認められなかったため、研究の盲検化が可能になりました。
2. モデル帰納法
- マウスを所定の位置に保持するための安定化拘束具を取り付ける手段を取り付けた、温かく滅菌された平らな面でモデル誘導を実行します(図1A)。滅菌した表面に解剖顕微鏡を使用して手術を行います。
注意: 麻酔捕捉が利用できない場合は、化学グレードのドラフトを使用してください。 - 材料表で推奨されているベースプレートを使用する場合は、サージカルシルクまたはプレートのリブ付きエッジに引っ掛けられた紐の端に輪ゴムを結んだ糸を拘束として使用します。
- 手術設備に隣接する表面に加熱パッド回収ステーションを設置し、注射直後にマウスをステーションに移します(図1B)。
注意: 注入の少なくとも10分前に空のハウジングケージを加熱パッドに置き、ケージを快適な温度(37°C)まで加熱します。ケージをパッドから半分離して置き、目覚めているマウスが回復温度を選べるようにします。 - 滅菌水で希釈してウロキナーゼを調製します。アルコールはハミルトンシリンジを洗浄し、滅菌水ですすいでください。マウスができるだけ短い時間麻酔下に置かれるように、事前に溶液を描画します。モデルには 5 μL の 2 mg/mL 尿中プラスミノーゲンアクチベーターを使用します。偽物の場合は、5μLの滅菌生理食塩水を使用します。
- この短い手順では、イソフルラン麻酔ステーションを4%以下のレベルに設定します。マウスを誘導チャンバーに入れます。通常、マウスの急速な呼吸数は1〜2分以内に遅くなり、胸の上部の動きから胸部下部に移動します。
- 1.5 L / minの酸素レベルと活性炭Fキャニスターを使用するか、生物学的フローまたは頭上の排気フードの下で作業してイソフルランをこすり、動物外科医への暴露を避けます。利用できない場合は、化学物質安全フードで手順を実行してください。
- 37°Cの加温パッドでマウスと麻酔薬の流れを手術部位にすばやく切り替え、マウスの鼻を鼻錐形に入れて麻酔レベルを維持します(図1C、D)。マウスにつま先をつまむ反射的な動きがないことを確認してから、マウスをベースプレートに固定します。
注意: 動きがある場合は、マウスをインダクションチャンバーに戻し、これを繰り返します。 - アルコール綿棒で裏側の皮膚部分をきれいにします。必要に応じてLED照明を調整し、麻酔をかけたマウスの背中がはっきりと見えるようにします。
注意: 必要に応じて、電気シェーバーを使用してマウスの背中から毛を取り除き、皮膚の下の脊椎の隆起を遮るもののない視界を確保します。実験用マウスを剃毛する場合は、研究盲検化のためにナイーブマウスと偽マウスの背中も剃ります。 - 完全に麻酔され、固定された状態でマウスを注射します(直立反射とつま先のつまみの引き抜きはありません)。2本の指を使って、マウスの胸郭の底が脊椎に接する場所をそっと感じます(図2A)。その点の下には、木材の脊椎セグメントがあります。ここでL2-L3に注入します。
- ハミルトンシリンジの先端を脊椎の隣に置きます(図2B、C)。シリンジを~45°の角度で、骨のすぐ隣の棘間靭帯に向けます。.
注:マウスの皮膚の強靭さによっては、アクティブな圧力と90°の角度ではなく重力に頼った方がうまくいく場合があります。 - 針の先端を棘間靭帯に静かに、しかししっかりと挿入します(図3B、C)。
注:目標は腹腔を突破することではなく、靭帯を注入することです。 - 針の中身をゆっくりと空にします。先端に液体がある場合、針は皮膚を通り抜けていません。5 μL すべてが注入されるまで続けます。
- 注射からの逆流を防ぐために、ニードルを所定の位置に~5秒間保持します。終末期または急性パイロット試験での青色染料の使用が推奨されます。
注意: 正しく行えば、液体は図のように靭帯に広がるはずです(図3A)。 - 針を静かにゆっくりと取り外します。血液や分泌物がないことを確認してください。
- マウスをケージ上部のある熱回収ステーションに、マウスが目覚めて動けるようになるまで置いてから、ホームケージに戻します。
注意: 手順が迅速に実行されたと仮定すると、マウスが目覚めるまでに1分以上かからないはずです。 - 手術後1時間経過後、マウスをチェックして、予防措置としてすべての正常な運動機能が継続していることを確認します。
注意: 正しく行えば、この手順による合併症はありません。 - 手術後の1週間は、体重評価や注射部位の検査など、マウスを毎日チェックして、感染や合併症が発生していないことを確認します。体重減少や嗜眠などの行動の変化がある場合は、マウスをさらなる実験に使用しないでください。
図1:ウロキナーゼCBP誘導のセットアップ。 (A)マウス手術に推奨されるFine Science Toolsのベースプレート。リブのあるエッジには、マウスを所定の位置に保持するためのフック付き紐を付けることができます。(B)リカバリステーション。空のハウジングケージをお勧めし、半分は加熱パッドの上に、半分はオフにします。底面には清潔な布が敷かれ、マウスが快適に休むことができます。(C)麻酔器のセットアップの推奨事項。2チャンネルのデリバリーシステムを使用して、1本のホースをインダクションチャンバーに、もう1本のホースを手術ステーションに設置します。(D)マウス拘束の図。2本の紐をベースプレートのリブ付きの端に結び、マウスの首と背面をそれぞれそっと引っ張ります。マウスが正常に呼吸できるように、マウスを強く拘束しすぎないように注意してください。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図2:CBPのウロキナーゼ注射誘導。 (A)注射部位配置の図。図のように、マウスの胸郭の底を指で触って、L4-L5の基準点を見つけます。(B)適切な射出のための角度を示す射出プロセスの図。(C)ここでは45°の角度が望ましいですが、針が必要な場所に届くように必要に応じて調整します。必要に応じて、注射部位を剃って視覚化します。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図3:注射部位の図。 (A)注射部位の位置の写真。ここでは、液体がL2椎骨とL3椎骨の間の棘間靭帯に入る場所を示すために使用されます。(b)針の適正な位置と注射部位の位置を側面図から示す図。(c)椎骨の上から下へ見た図、及び棘間靭帯の注入部位を示す図。注射は通常、脊椎の隣の棘間靭帯に行われますが、針は椎骨と横椎の間のスペースにも挿入できます。(A)に示すように、パイロット試験での青色染料の使用が推奨されます。この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
3. 行動アッセイ
- von Freyの機械的反射反応閾値試験
注:機械的離脱閾値は、直径が~0.2 g増加した一連の8フォンフレイモノフィラメントで50%の確率で応答を引き出すために必要な最小力であり、機械的力の対数ステップ変化を提供します(材料表)。- 腰仙神経の神経支配領域である後足にフォン・フレイ線維を塗布して機械的刺激をテストします。手術前にベースラインの足の引き出し値を決定します。手術後、慢性実験中に週に一度、機械的閾値を決定します。
- 動物を飼育室から移動させ、試験前に自宅のケージで30分間試験室に馴染ませます。そこから、動物を動かして、スクリーントップの試験台にある小さな透明なキュービクルに、活動レベルに応じて15〜20分間個別に拘束します。
注:テストは、マウスが静止姿勢に落ち着き、チャンバー内で回転したり動いたりしていない後に開始できます。拘束キュービクルへの順応により、ストレスによる影響が最小限に抑えられます。マウスを逆光サイクルで維持している場合は、赤色光条件下でテストを行う必要があります。 - 以下およびChaplanら9で説明するように、von Frey繊維の段階的なシリーズを使用してテストを進めます。
- 3.61 von Freyフィラメントを使用して、各動物の一貫した場所でフットパッドをプローブし、曲げると0.4g の力が引き出されます(材料表)。続いて、 1.0g の力を引き出す4.08フォンフレイフィラメントで刺激を与えます。
注:これらの繊維はいずれも、ナイーブで順応した動物では反応を誘発しません。 - 各フィラメントをフットパッドに対して垂直に>5秒間隔で5回塗布し、折り目/隙間や髪の毛に触れないように注意します。肯定的な反応は、5つの刺激のうち3つに対する足の離脱です。動物が機械的刺激に反応しなくなるまで、シリーズの次の弱いフィラメントを適用します。その時点で、次に高いフィラメントを使用します。反応が誘発された場合は、フットパッドの機械的刺激に対する反応の変化後、4回の試行が適用されるまで、下部フィラメントを再度使用します。
- 得られた応答パターンを使用して、曲線近似アルゴリズム9を使用して、応答を50%の確率で引き出すために必要な最小の力量である機械的離脱閾値を計算します。ナイーブマウスまたは動物自身のベースラインと比較して、足の引き抜き反応を引き出すために必要な力の減少は、動物の感受性の増加を示しています。
- 3.61 von Freyフィラメントを使用して、各動物の一貫した場所でフットパッドをプローブし、曲げると0.4g の力が引き出されます(材料表)。続いて、 1.0g の力を引き出す4.08フォンフレイフィラメントで刺激を与えます。
- 熱反射応答閾値試験
注:熱応答と低温応答のしきい値は、それぞれハーグリーブステストとコールドプレートテストで確認されます。- ハーグリーブス検定
- マウスを下から赤外線放射体で加熱したガラス面のキュービクルにマウスを置きます。足を引っ込めるまでの待ち時間を、装置からマウスの後足に赤外線(50°C)刺激を当ててから刺激から引き抜くまでの時間(秒単位)として記録します。
- コールドプレート試験
- -9°Cに冷却したコールドプレート装置にマウスを置きます。 足を引っ込める待ち時間を、マウスを装置に置いてからマウスが足を持ち上げ始めるまでの時間(秒単位)として記録します。
- または、-9°Cに冷却したコールドプローブをマウスの後ろ足の下に置き、マウスを金網の上にケージに入れます。引き抜くまでの待ち時間を、装置を後ろ足の下に置いてから、マウスが足を持ち上げたり、舐めたり、振ったりし始めるまでの時間(秒単位)として記録します。侵害受容反応を起こさないようにするには、室温でプローブに触れるようにマウスを順応させます。
- ハーグリーブス検定
- 認知および感情依存行動アッセイ
注:動物の過敏症が長く続くと、感情的および認知依存的な機能障害を引き起こします。これらは通常、練習効果を避けるために、疼痛モデル導入後6週目に1回だけ測定されます。- 不安テスト
注:不安とうつ病は、モデルの有効性を確認するために確実にテストすることもできます。併存疾患が発症するまで、誘導注射後少なくとも4〜6週間待つのが最善です。.明るい部屋よりも暗い部屋を好むことは、侵害受容に関連する不安の尺度です。0以上迷路のテストでは、疼痛モデルマウスは、ナイーブ対照動物よりも開放象限で過ごす時間が短く、不安のような行動を示します10,11。- 明暗所選好試験:2つのチャンバー(10 x 10 x 10 cm3)の間に通路がある場所選好試験箱に各動物を入れます。装置の一方のチャンバーは明るく照らされていますが、反対側は暗いままです。各10分間のテスト中に、動物の位置をコンピューターで監視して、明暗の占有時間と遷移の回数を決定します。
注:または、テストチャンバーにビデオカメラを取り付けて、各チャンバーで費やした時間を手動で記録します。 - 高架のプラスまたはゼロの迷路:モデルげっ歯類または素朴な動物を迷路に配置し、ストップウォッチを使用して迷路の閉じた部分で費やした時間を評価します。壁で囲まれた 2 つの「安全」エリアと 2 つのオープンな「安全でない」エリアで費やされた時間を決定します。痛みのある動物は、閉じた安全な場所を好みます。
注:不安のような行動は、ゼロまたはプラスの迷路(10分)でテストできます。ゼロ迷路は、プラス迷路とは対照的に円形のトラックであり、「プラス記号の形」です。どちらも 2 つの開いた象限と 2 つの密閉された象限を持ち、継続的な探索行動を可能にします。どちらも地面から1mの高さにあり、円形またはプラス型の歩道が4つの同じ大きさの象限に分かれています。
- 明暗所選好試験:2つのチャンバー(10 x 10 x 10 cm3)の間に通路がある場所選好試験箱に各動物を入れます。装置の一方のチャンバーは明るく照らされていますが、反対側は暗いままです。各10分間のテスト中に、動物の位置をコンピューターで監視して、明暗の占有時間と遷移の回数を決定します。
- ショ糖飛沫うつ病試験
注:スクローススプラッシュテストは、うつ病のような行動を決定するために使用されます。スプラッシュテストでは、慢性的な痛みに起因するうつ病の症状として、正常なグルーミング行動の欠如を測定できます。- 背側被毛に10〜30%のスクロース溶液をスプレーした後、10分間のグルーミングの頻度、期間、および潜伏時間をスコアリングします(尾の付け根近く~250μL)。盲目の観察者に、ビデオテープ録画からグルーミング操作の数を数えてもらいます12。
注:この指標は、慢性的な軽度のストレスなどの気分障害のげっ歯類モデルで影響を受け、慢性抗うつ薬治療によって修正されることが報告されています13。
- 背側被毛に10〜30%のスクロース溶液をスプレーした後、10分間のグルーミングの頻度、期間、および潜伏時間をスコアリングします(尾の付け根近く~250μL)。盲目の観察者に、ビデオテープ録画からグルーミング操作の数を数えてもらいます12。
- 新規対象物試験
注:認知機能障害は、新しいオブジェクトテストで測定できます。- マウスをオープントップの透明なプラスチックケージ(56 x 30 x 20 cm)に個別に1時間順応させます。ケージの反対側の角に2つの同じおもちゃのミニフィギュアを5分間追加します。
- 試験当日は、動物を再び透明なケージに1時間順応させてから、2体の同一のミニフィギュアをケージの同じ位置に5分間置いてから、ホームケージに戻します。
- 元の図の1つを明らかに異なる新しい物体に置き換え、4時間後にマウスを試験ケージに戻し、物体の探索に費やした時間を記録します。
- 報告された認識指数 (RI) を、合計オブジェクト探索時間14 の新規オブジェクトの探索に費やされた時間の割合として計算します。
- 運動機能評価
注:インクブロット可動性および歩行障害テスト15 は、腰痛モデルの運動機能を評価します。- 片方の端を縦に切ったペーパータオルのチューブからトンネルを構築します。きれいなプリンター用紙の上にトンネルを広げます。
- マウスが落ち着くまでタオルでそっと包んで持ちます。無毒の墨で濡らしたスタンプパッドに足を置き、墨で塗るか、綿棒を使ってネズミの足の裏に墨を塗ります。トンネルの入り口でネズミを放し、トンネルの中を走らせ、最後にネズミを捕まえます。
- 歩幅(1つのプリントの後端から次のプリントまでの垂直距離)、歩幅(プリント間の水平距離)、つま先の広がり(足の反対側のつま先間の距離)の3つのパラメーターに基づいて足跡をスコアリングします。
注:承認されたおやつを使用して、マウスがトンネルを通り抜けるように促すこともできます。足跡が汚れていたり、不明瞭な場合は、実験を繰り返す必要があります。
- 不安テスト
図4:CBP導入後の機械的および熱過敏症。 痛みはモデル導入の1週間後に測定可能であり、8週間持続します。(A)フォン・フレイ検定。機械的閾値テストは、フォン・フレイ・フィラメントをメッシュトップテーブルを介してフットパッドに塗布し、ここに示されているようにアップダウン方式で4週間にわたって実施されます。ナイーブなオスの閾値(緑)は、ナイーブなメスのマウスの青い線の下に隠れています。CBPマウス(n = 雄4匹、雌4匹)は、ナイーブコントロール(n = 雄2匹、雌2匹)と比較して、機械的感受性が有意に高かった。二元配置分散分析(Dunnettの多重比較検定)は、これらのデータに対して実行されました:グループあたりn = 4。 事後 分析では、CBPとナイーブの週ごとの比較のためにすべての P値に対するボンフェローニ調整は、0.0011<11の値すべてをもたらしました。 p < 0.0001 です。(B)ハーグリーブステスト。熱閾値は、ハーグリーブステスト(50°C)でフットパッドでテストされました。CBPマウス(n = 雄12匹、雌12匹)は、ナイーブコントロール(n = 雄6匹、雌6匹)と比較して、熱感受性が有意に高かった。有意性を検定するために、Mann-Whitneyの両側 t検定<実施されました(p 0.0001)。(C)冷え性。コールドプローブ試験は、-9°Cに冷却したコールドプレート装置にマウスを載せて行った。 撤回までの待ち時間は、マウスを装置に置いてから、マウスが足を持ち上げたり、舐めたり、または振ったりし始めるまでの秒単位の時間として記録されました。示したデータでは、-9°Cに冷却したコールドプローブをマウスの後ろ足の下に置き、マウスを金網の上にケージに入れました。すべてのマウスは、注射後1〜3週間でテストされました。.CBPマウス(n = 雄4匹、雌6匹)は、ナイーブコントロール(n = 雄2匹、雌4匹)と比較して、寒冷感受性が有意に高かった。有意性を検定するために、Mann-Whitneyの両側 t検定を実行しました(p = 0.0002)。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
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Representative Results
侵害受容関連の行動検査とデータ解析
誘発された対策
フットパッドの過敏症は、ウロキナーゼ注射の1日以内に発症します。1週間以内に、離脱の閾値は大幅に減少し、安楽死まで持続します。これは術後4週目まで示されています(図4A)。足の引き抜きの待ち時間は、フォン・フレイ・アップダウン法9 とハーグリーブス検定を用いて分析されます。プロットされた例では、CBPを有するマウス(n = 雄4匹、雌4匹)は、対照(n = 雄2匹、雌2匹)と比較して、機械的感受性が有意に増加した。モデルは6〜7週目に消散します。この時間経過により、臨床患者の長年の疼痛経験に相当する慢性的な時点で過敏症を弱める化合物の評価が可能になります。再帰的フォン・フレイ試験は、短時間持続する化合物の有効性が決定されるときに、1日に数回繰り返すことができます。
フォン・フレイの機械的感受性試験
フットパッドの感度、したがって腰痛モデルの重症度は、引張強度が定義された段階的なフォンフレイフィラメントからの離脱イベントの数によって定量化されます。最も低い繊維(0.008 g、1.65)による刺激は、重度の異痛症の場合を除き、通常は検出されません。最大の繊維(6.0 g、4.74)は、鈍いペーパークリップの端とほぼ同じサイズで、マウスで触ることができますが、ナイーブなマウスは通常、適用してもひるみません。動物は自発的に刺激から足を離すのは自由です。離脱イベントの平均発生数は、5 段階の回答数で表され、0 は離脱なし、5 は最大引き出し数を示します。対照群と比較して低線維に対する反応は、感度が高いことを示しています。このモデルの導入後、統計的に有意な機械的過敏症が1週間以内に発症し、注射後数週間持続します(図4A)。
ハーグリーブス熱感受性閾値試験
IR誘発熱刺激への曝露後の数秒での足の撤退は、(群間で)比較されます。離脱潜伏時間が秒単位で減少すると、熱過敏症を示します(図4B)。動物は自発的に刺激から足を離すのは自由です。
コールドプローブの熱過敏症
腰痛モデルは、フットパッドに冷え性過敏症を誘発します。動物は自発的に刺激から足を離すのは自由です。離脱潜伏期間の減少(秒単位)は、寒冷過敏症を示しています(図4C)。離脱潜伏は、罹患後肢の離脱行動、舐め、はじき、または繰り返し持ち上げるマウスに冷刺激を加えたときからストップウォッチで測定した。
非誘発性自発性疼痛対策
図5:誘発されない行動指標の変化。 (A)CBPモデルにおける不安。明暗箱のライトチャンバーで過ごした合計時間と飼育イベントの数は、CBPのマウスで有意に低く、不安を示しています。一元配置分散分析(Dunnettの多重比較検定)は、これらのデータに対して実行されました:(n = 4 CBP、n = 6 Naive)。テューキー の事後 検定を実施して、特定のグループ平均間の差を確認しました。* p < 0.05、** p < 0.01。(B)CBPモデルにおけるうつ病。CBPマウスでは、グルーミングに費やした総時間とグルーミングの回数は、CBPのマウスで有意に低く、グルーミングが始まるまでの時間が有意に増加しました。一元配置分散分析(Dunnettの多重比較検定)は、これらのデータに対して実行されました:(n = 4 CBP、n = 6 Naive)。テューキー の事後 検定を実施して、特定のグループ平均間の差を確認しました。* p < 0.05, *** p < 0.001.(C)CBPモデルマウスの歩幅変化。歩幅はCBPマウスとナイーブマウスで有意に異なっていた。一元配置分散分析(Dunnettの多重比較検定)は、これらのデータに対して実行されました:グループあたりn = 4。テューキー の事後 検定を実施して、特定のグループ平均間の差を確認しました。** p < 0.01. この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
明暗試験
標準的な明暗チャンバーは、不安分析に使用できます10.腰痛モデルを持つマウスは、ライトチャンバーで過ごす可能性が有意に低く、飼育行動も少なく、これはモデルの不安と重症度を示しています。あるいは、上昇したゼロまたはプラスの迷路を使用して、不安のような行動を測定することもできます。不安様行動を示す疼痛モデルを持つげっ歯類は、ナイーブ対照動物よりも開放象限に入り、より短い時間を過ごす(図5A)。
うつ病のような行動
スクローススプラッシュテストは、腰痛モデル11におけるうつ病様行動を評価するために利用することができる。このテストでは、グルーミング行動の欠如を、誘発された疼痛モデルに起因するうつ病の兆候として評価します12,13。腰痛のあるマウスは、グルーミングの回数が有意に少なく、全体的に時間も短く、グルーミングを開始するまでの時間(グルーミングまでの待ち時間)も長くなります(図5B)。
モビリティの運動挙動
最後に、インクブロットテストを使用して、モデルマウスと対照マウスとの間の歩行差を区別することができる15。腰痛のあるマウスは、対照群と比較して有意に短く、より広い歩幅を示しました(図5C)。グループ比較のために歩幅を測定し、歩幅の外観の違いに注意します。
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Discussion
この慢性腰痛モデルは誘発が簡単で、1週間以内に確立された過敏症は最大8週間(場合によってはそれ以上)続く可能性があります。これにより、1〜2週間しか続かない他の急性モデルとは対照的に、慢性疼痛の状態を正確に研究することができます。このモデルはマウスで示していますが、uPA誘導CBPモデルはラットでも確立できます2。このモデルの利点は、長期の経過が不安や抑うつのような行動の発達を引き起こすことであり、これは慢性腰痛の患者に見られます。腰痛16の有病率を考えると、分子性疼痛研究においてより一般的に使用されるマウスモデルで実施できることは利点である。
uPAを用いた疼痛モデルの誘導は、変形性関節症を誘発するための関節内注射と同様に行われてきた3が、ここに示されている方法(靭帯内)は、マウスへの損傷のリスクがはるかに低く、より迅速に行うことができる。縫合の必要はなく、関節腔の穿刺による出血のリスクもありません。準備作業がほとんどない単回注射であるため、より正確な結果を得るために、技術者をグループに盲検化することも容易です。
このモデルの主な制限は、マウスをフォン・フレイ試験に適切に順応させることです。実際、マウスは、モデル誘導の少なくとも1週間前にキュービクルとフィラメントに順応させ、ひるみ反応が環境の目新しさや足元で何かが動いているのを見たことによるものではないことを確認することが推奨されています。
ウロキナーゼに対する反応を最大限に高めるために靭帯に注射する必要があり、反応の約半分を生み出す筋肉には注射しないことが重要です。注射は脊椎に近いため、注射後少なくとも1週間はすべてのマウスを毎日監視し、手術による合併症がないことを確認することが重要です。マウスが ?? 眠、体重減少、麻痺、異常な行動、または注射部位の過度のグルーミングの兆候を示した場合は、マウスを研究から除外することを検討してください。.
今後の研究では、後根神経節(DRG)を in vitro パッチクランプ記録で調べます。フロー分析により、神経免疫応答とDRG内の侵入炎症細胞の存在が決定されます。
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Disclosures
著者らは、競合する金銭的利益がないことを宣言します。KNWは、NeuroChronix、Bessor Pharma、およびUSA Elixeria BioPharm, Inc.との無償のコンサルテーションを認めています。
Acknowledgments
助成金はNIH HEAL UG3 NS123958から提供されました。住宅設備はAAALACによって検査され、認定されました。動物は、実験室のスタッフと実験動物資源部門(DLAR)のスタッフによって管理されている動物資源センター(ARC)の収容施設に収容されました。行動テストの手順は、米国疼痛学会および国際疼痛学会によって承認された現場での標準的な方法です。安楽死の方法は、米国獣医師会の安楽死に関するパネルの勧告と一致しています。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animals and Consumables | |||
| 70% ethanol | Local Source | ||
| BALB/c mice | Envigo | 20-25 g | |
| Cotton balls | Fisher Scientific | 19-090-702 | |
| Cotton-tipped applicators | Fisher Scientific | 19-062-616 | |
| Isoflurane inhalant anesthetic | MedVet | RXISO-250 | |
| Labeling tape | Fisher Scientific | NGFP7002 | |
| Nitrile exam gloves | Fisher Scientific | ||
| Oxygen tank | Local Source | ||
| Surgical drape, Steri-Drape Utility Sheet, Absorbent Prevention | VWR | 76246-788 | cut into 15 x 15 cm pieces |
| Tygon tubing with 3 mm inner diameter | Grainger | 22XH87 | |
| Equipment | |||
| #11 carbon steel scalpel blades | VWR | 21909-612 | |
| Anesthesia induction chamber | Summit Medical Equipment Company | AS-01-0530-LG | |
| Autoclave | Local Unit | ||
| Biology Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | 11252-30 | |
| Glass bead sterilizer Germinator 500 | VWR | 102095-946 | |
| IITC Life Sciences Series 8 Model PE34 Hot/Cold Plate Analgesia Meter | IITC | PE34 | |
| Integra Miltex cotton & dressing pliers | Safco Dental Supply | 66-317 | |
| OPTIKA CL31 double arm LED illuminator | New York Microscope Company | OPCL-31 | |
| Plantar Test System with InfraRed Emitter, i. e. Hargreaves Apparatus | Ugo Basile | 37370-001 and 37370-002 | |
| Scalpel Handle No. 3 | VWR | 25607-947 | |
| Small animal heating pad | Valley Vet Supply | 47375 | |
| Student Vannas spring scissors, straight blade | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Table top animal research portable anesthesia workstation “PAM” | Patterson Scientific | AS-01-0007 | |
| Von Frey Filaments | Ugo Basile | 37450-275 |
References
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