Un modelo de infusión de nutrientes crónica en la rata

Se describe un protocolo para infusiones de glucosa y crónicas Intralipid en ratas. Este modelo puede ser utilizado para estudiar el impacto del exceso de nutrientes en la función del órgano y los parámetros fisiológicos.

El objetivo general de este procedimiento es cateterizar las venas yugulares y las arterias carótidas de ratas para infundir glucosa y lípidos como modelo para el exceso crónico de nutrientes. Esto se logra primero cateterizando la vena yugular y la arteria carótida bajo anestesia general. Después del procedimiento, se permite que la rata se recupere durante seis días.

Luego, los catéteres se conectan a las bombas de infusión a través de una correa y un eslabón giratorio montado en la parte superior de la jaula. Finalmente, la rata se infunde con soluciones de glucosa y lípidos. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestran los efectos del exceso crónico de nutrientes sobre la homeostasis de la glucosa.

La principal ventaja de esta técnica sobre otros modelos, como los modelos genéticos, por ejemplo, es que se pueden examinar los cambios tempranos en la función de las células beta en respuesta al exceso de nutrientes. La otra ventaja es que se pueden modular específicamente los niveles de glucosa e intralipídicos o lípidos en la circulación. Ahora, usamos esta técnica para examinar los cambios en la función de las células beta, pero, por supuesto, se puede usar para observar otros parámetros fisiológicos, como la resistencia a la insulina.

Por ejemplo, Grace Ferguson, técnica de salud animal en mi laboratorio, demostrará el procedimiento, Antes de comenzar, esterilice todos los instrumentos quirúrgicos en autoclave al menos 16 a 24 horas antes del procedimiento. Coloque el tubo de canulación en aldehído de glúteos al 2,6% para la esterilización. Usando cuatro ratas por condición de infusión, pese cada rata y luego calcule las dosis para los medicamentos analgésicos y anticolinérgicos.

Después de anestesiar a la rata con dos a 3% de iso, flúor y oxígeno, verifique el nivel de sedación con los dedos del pie. Pellizca y coloca la rata boca abajo. Afeita el área detrás de las orejas hasta la base de los hombros, luego gira al animal boca arriba y afeita la región debajo del cuello hasta las patas delanteras.

A continuación, desinfecte el sitio quirúrgico tres veces con alcohol de clorhexidina y yodo, y luego administre carprofeno y glicopirrolato. Traslado de la rata al área quirúrgica, y luego con técnica aséptica. Usando una cánula de PE 50 conectada a una jeringa de un mililitro llena con cinco unidades de solución salina heparinizada, cánula la vena yugular derecha y la arteria carótida izquierda Para evitar la coagulación durante el período de recuperación, enjuague las cánulas con 50 unidades de solución salina heparinizada a través de una aguja desafilada de calibre 23, y luego use otro clavo de calibre 23 para cerrar cada cánula después de la cirugía. Recorta unos 2,5 milímetros de la parte inferior de los incisivos y coloca a la rata en una funda de infusión para evitar que se coman las cánulas.

Para ayudar a evacuar el flúor ISO, administre oxígeno a un litro por minuto. Coloca a la rata en una jaula caliente hasta que esté completamente despierta. En los días uno y dos, después de la cirugía.

Pesar las ratas, administrar glicopirrolato, por vía subcutánea dos veces el primer día y una vez el segundo día, y proporcionar tratamientos adicionales cuando sea necesario de acuerdo con el protocolo de texto en el séptimo día después de la cirugía. Después de pesar cada rata para calcular los caudales de infusión, conecte la cánula de la vena yugular mediante una extensión de tubo dentro del resorte al eslabón giratorio azul. Enjuague las cánulas con cinco unidades de solución salina heparinizada y conéctelas a la correa.

A continuación, conecte la rata al sistema de infusión con la correa y gire. Ahora enjuague las cánulas una vez más con cinco unidades de solución salina heparinizada para evitar la coagulación. Deje que las ratas se aclimaten a la correa y giren durante al menos 24 horas antes de comenzar la infusión para llevar a cabo la infusión.

Comience extrayendo 0,15 mililitros de sangre de la carótida de cada rata y mida la glucemia. Enjuague las cánulas yugulares y use 50 unidades de solución salina heparinizada para evitar la coagulación de ambas cánulas. Transfiera la muestra de sangre a un tubo de recolección de 0,5 mililitros que contenga 2% de EDTA, luego centrifugue a 10.000 RBM durante dos minutos y congele el plasma a menos 20 grados Celsius.

Llene dos jeringas de 60 mililitros para cada una de las condiciones de infusión enumeradas aquí. Utilice conectores y tubos coex T 22 esterilizados para unir cada par de soluciones. A continuación, coloque las jeringas en una bomba Harbor 33 to jeringe, colocando la jeringa uno en la posición delantera de la bomba y la jeringa dos en la posición trasera.

A continuación, cambie la parte inferior de la jaula y retire toda la comida de la parte superior de la parrilla de la jaula antes de reemplazarla con 150 gramos de comida estándar. A continuación, conecte las jeringas al eslabón giratorio de la rejilla de la jaula y enjuague las jeringas correctamente. Para eliminar el aire atrapado de las líneas utilizando el peso corporal determinado más recientemente, calcule las tasas de flujo de infusión utilizando un archivo de Excel que convierte la tasa de infusión de glucosa o GIR en mililitros por hora en función de los niveles de glucosa predeterminados que se desean mantener durante todo el experimento.

Configure la bomba para administrar caudales para 60 jeringas de acuerdo con la configuración del fabricante e ingrese la tasa para la jeringa uno y la jeringa dos. A continuación, encienda la bomba. Después de poner en marcha la bomba, verifique que no haya fugas por el eslabón giratorio o por las cánulas y que el tubo de infusión no esté retorcido.

Además, verifique que no haya burbujas de aire en el tubo. Después de tres horas de infusión, tome una pequeña muestra de sangre y use un monitor de glucosa portátil para medir la glucemia. Los volúmenes pequeños evitarán alterar el volumen sanguíneo y/o el hematocrito.

Tome muestras de sangre adicionales siguiendo este horario. Con base en los valores de glucemia medidos, modifique la tasa de jeringa uno para mantener la glucosa en sangre de 220 a 250 miligramos por decilitro. La tasa de la jeringa dos permanece constante para mantener los ácidos grasos libres a un milimol por litro.

Después de 24 horas de infusión, cambie el fondo de la jaula y pese los alimentos que quedan en la parrilla de la jaula. Regrese la porción UNE a la jaula, cocine a la parrilla y rellene las jeringas según sea necesario durante las 72 horas. Observe a la rata para detectar cualquier signo de inflamación o malestar y administre los cuidados adecuados según sea necesario.

Al final de la infusión, las ratas pueden ser sometidas a estudios de pinzamiento hiperglucémico o hiperinsulinémico uglucémico, y posteriormente eutanasiadas o eutanasiadas para recoger el páncreas para su histología o aislamiento de ojales. Esta figura muestra los niveles de sangre, glucosa y ácidos grasos durante el período de infusión de 72 horas. Como se muestra aquí por diseño, los niveles de glucosa se mantienen alrededor de 220 a 250 miligramos por decilitro durante toda la infusión.

Los roedores tienen una gran capacidad para compensar la infusión de glucosa aumentando la secreción endógena de insulina. Por lo tanto, el GIR debe aumentarse durante el curso de la infusión para que los niveles de glucosa en sangre se mantengan en un estado relativamente estable. Sin embargo, los niveles de glucosa en sangre tienden a disminuir hacia el final de la infusión.

Además, según las mediciones de peso de la comida, dado que los animales con infusión de glucosa e intralípidos reciben nutrientes calóricos, disminuyen espontáneamente su ingesta de alimentos. A diferencia de las ratas de control con infusión de solución salina una vez dominadas, esta técnica se puede realizar en 30 a 40 minutos por rata si se hace correctamente. Por lo tanto, siguiendo este procedimiento, generalmente realizamos pinzas anémicas hiperglucémicas o hiperglucémicas de U para medir la secreción de insulina o la sensibilidad a la insulina, respectivamente.