Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Intrastriatal Injectie van autoloog bloed of Clostridium Collagenase als muismodellen van intracerebrale bloeding

Published: July 3, 2014 doi: 10.3791/51439
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 1,4, 1,2,4, 1,2
1Multidisciplinary Neuroprotection Laboratories, Department of Anesthesiology, Duke University, 2Department of Neurology, Duke University, 3Department of Radiology, Duke University, 4Department of Neurobiology, Duke University

Abstract

Intracerebrale bloeding (ICH) is een veel voorkomende vorm van cerebrovasculaire ziekte en gaat gepaard met een aanzienlijke morbiditeit en mortaliteit. Gebrek aan effectieve behandeling en falen van grote klinische proeven ter hemostase en stolsel verwijdering uitwijzen dat verdere mechanisme aangedreven onderzoek ICH. Dit onderzoek kan worden uitgevoerd door middel van het kader dat door preklinische modellen. Twee muizen modellen in de populaire gebruik omvatten intrastriatal (basale ganglia) injectie van ofwel autoloog volbloed of clostridium collagenase. Aangezien elk model vertegenwoordigt duidelijk verschillende pathofysiologische kenmerken in verband met ICH, kan gebruik van een bepaald type worden geselecteerd op basis van welk aspect van de ziekte te onderzoeken. Bijvoorbeeld autoloog bloed injectie nauwkeurigst vertegenwoordigt reactie van de hersenen om de aanwezigheid van intraparenchymale bloed en kan het best repliceren lobaire bloeding. Clostridium collagenase injectie meest nauwkeurig vertegenwoordigt de small schip breuk en hematoom evolutie karakteristieke diepe bloedingen. Dus elk model leidt tot verschillende hematoomvorming, neuro-inflammatoire respons, cerebraal oedeem ontwikkeling en neuro resultaten. Robuustheid van een vermeende therapeutische interventie kan het beste worden beoordeeld met behulp van beide modellen. In dit protocol, inductie van ICH gebruik van beide modellen, onmiddellijke postoperatieve demonstratie van letsel, en vroege post-operatieve zorg technieken worden gedemonstreerd. Beide modellen leiden tot reproduceerbare verwondingen, hematoom volumes, en neuro tekorten. Vanwege de heterogeniteit van de menselijke ICH, worden meerdere preklinische modellen die nodig zijn om grondig te verkennen pathofysiologische mechanismen en testen van potentiële therapeutische strategieën.

Introduction

Intracerebrale bloeding (ICH) is een relatief veel voorkomende vorm van cerebrovasculaire ziekte bij ongeveer 40-50% van de getroffen patiënten sterven binnen 30 dagen 1. Helaas is weinig verbetering geboekt in de sterfte in de afgelopen 20 jaar 2. Verslagen van de National Institutes of Health 3 en richtlijnen van de American Heart Association 4 benadrukte het belang van het ontwikkelen van klinisch relevante modellen van ICH aan het begrijpen van de pathofysiologie breiden en targets voor nieuwe therapeutische benaderingen te ontwikkelen.

Verschillende modellen bestaan ​​om menselijke ICH 5 nabootsen. Als begrijpen ICH pathofysiologie rijpt, is het duidelijk geworden dat verschillende modellen kunnen gebruikt worden om verschillende aspecten van de ziekte te onderzoeken. Eerder gebruikte modellen zijn voorzien van muizen amyloïde angiopathie 6, intraparenchymateuze microballoon inbrengen en inflatie 7 en directe arteriële bloedinfiltratie 8,9. Lobar bloeding van amyloïde angiopathie is gemodelleerd met behulp van transgene muizen en vertegenwoordigt een afzonderlijke ICH subtype. Microballoon modellen bootsen acute massa ingang van hematoomvorming maar niet om cellulaire respons van de hersenen op de aanwezigheid van bloed vast te leggen. Tenslotte directe arteriële bloed infiltratie onderwerpt de hersenen om arteriële druk van de slagader. Zo hoeft dit model nabootst arteriële druk en de aanwezigheid van bloed, maar niet de hersenen bloot aan microvasculaire verwondingen door kleine bloedvaten scheuren. Verder heeft dit model inherent hoge variabiliteit. Interessant, spontaan hypertensieve ratten 10 ontwikkelen spontane ICH als ze ouder worden. Studie van deze dieren na ICH ontwikkeling kan in aanwezigheid van een van de belangrijkste comorbiditeit predisponerende mensen ICH de ziekte na te bootsen. Terwijl deze andere modellen bestaan, intrastriatal injectie van Clostridium collagenase 11 of instrastiatal injectie van eenutologous volbloed 12 zijn momenteel de twee meest voorkomende modellen gebruikt bij preklinisch onderzoek ICH.

ICH model keuze maken gebaseerd op de doelstelling van de experimentele vraag, inclusief soorten selectie en werkwijze voor het induceren hematoomvorming. Bijvoorbeeld, varkens zijn grote dieren met relatief grote hersenen materie witte volumes in vergelijking met muizen. Zo worden varkens modellen geschikt om materie pathofysiologie wit volgende ICH bestuderen. In tegenstelling, knaagdier hersenen zijn grotendeels grijze stof, maar transgene systemen knaagdieren nuttig om moleculaire mechanismen van schade en herstel te beoordelen na ICH. Elk model heeft zijn inherente sterke en zwakke punten (tabel 1), die zorgvuldig moet worden overwogen vóór het experiment.

De volgende protocollen tonen de autologe bloed en collagenase injectie modellen bij muizen. Deze modellen zijn elk vertaald van modellen die oorspronkelijk ontwikkeld in ratten13,14 en maken het gebruik van algemeen beschikbare transgene technologie om moleculaire mechanismen geassocieerd met celdood na ICH verkennen. Beide vertegenwoordigen duidelijk verschillend letsel mechanismen van menselijke ICH, en beide hebben duidelijk verschillende verwachte resultaat op het gebied van gedrags-en histologische maatregelen. Zo kunnen bepaalde hypothesen zich lenen voor een model boven de andere, maar veel ideeën kunnen geldig worden in beide modellen.

Tabel 1. Vergelijking van de kenmerken van collagenase-en autoloog bloed injectie hersenbloeding modellen.

Reproduceerbaarheid
Collagenase Injectie Bloed Injectie
Gebruiksgemak + + + + +
+ + + +
Controle van Bloeding Grootte + + + + +
Bloed Reflux + + +
Simuleert menselijke ziekte + -
Eenvoud + + + +
Gebruik in meerdere soorten + + + +

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Ethiek Verklaring: Dit protocol is goedgekeurd door de Duke University Institutional Animal Care en gebruik Comite en volgt alle richtlijnen voor het ethisch gebruik van dieren.

1. Voorbereiding van de apparatuur

  1. Autoclaaf de chirurgische instrumenten voorafgaand aan de operatie.
  2. Ontsmet de stereotactische apparaat met 70% ethanol.
  3. Zet waterbad watertemperatuur op 42 ° C.
  4. Los type IV-S clostridium collagenase in normale zoutoplossing in een concentratie van 0,075 U per 0,4 pl.

2. Collagenase Injectie Model

  1. Weeg de muis.
  2. Verdoven van de muis in een inductie kamer met 5% isofluraan in 30% O 2/70% N 2. Geschikte anesthesie wordt gesignaleerd na ca. 2 min. wanneer de muis ademhaling hebben vertraagd tot 1 per seconde.
  3. Intubate de luchtpijp met een 30 mm 20 G intraveneuze katheter.
  4. Sluit de katheter eenknaagdier ventilator en mechanisch de longen ventileren met 1,6% isofluraan in 30% O 2/70% N2 bij een snelheid van 105 ademhalingen per minuut met een afgegeven ademvolume van 0,75 ml ..
  5. Scheer de hoofdhuid met een elektronische scheerapparaat. Zodra de muis wordt verdoofd en geïntubeerd, verplaatsen naar een andere werkplek voor het scheren en keerde terug naar de chirurgische bank dan.
  6. Zet de kop in een stereotactische frame, en het niveau van de hoofd met beide coronale en pijlnaad als referentiepunten.
  7. Solliciteer oogzalf voor de ogen.
  8. Plaats een rectale temperatuur sonde. Handhaaf rectale temperatuur op 37,0 ± 0,2 ° C met behulp van een bodemplaat circulerende waterbed.
  9. Veeg de chirurgische gebied met betadine volgde met 70% ethanol en herhaal 3 keer.
  10. Maak een 1 cm middellijn hoofdhuid incisie en veeg periost zijdelings met een steriel wattenstaafje om bregma bloot.
  11. Boor 1 mm diameter boorgat 2,2 mm links latEral om bregma met een watergekoelde boor.
  12. Draai collagenase flacon 5 keer, daarna wassen een 0,5 ul spuit met 25 G-naald (bevestigd aan stereotactische frame) met 0,5 ul collagenaseoplossing 5 keer (Voeg 0,5 ul van collagenase-oplossing in de spuit na de laatste wasbeurt).
  13. Lijn naald met boorgat vervolgens verdrijven 0,1 ul van de spuit en veeg naald schuine rand met een scheermes te ontdoen.
  14. Met behulp van een micromanipulator, voer de naald 3 mm diep aan cortex en laat roerloos voor 30 sec.
  15. Injecteer 0,4 ui meer dan 90 sec.
  16. Verlaag isofluraan tot 1% en laat de naald roerloos gedurende 5 minuten.
  17. Trekken naald langzaam.
  18. Solliciteer 1-2 druppels van 0,25% bupivacaïne subcutaan en hechtdraad de huid.
  19. Schakel isofluraan vaporizer en verwijder muis uit de stereotactische frame.
  20. Laat de muis om spontane ademhaling herstellen met latere tracheale extubatie.
  21. Terug muis om een ​​schone kooi en vrije toegang totvoedsel en water.

3. Autoloog bloed injectie Model

  1. Volg de stappen 2,1-2,11 voor de collagenase injectie model.
  2. Teken 50 pi steriele fysiologische zoutoplossing in een 30 G 50 pi spuit.
  3. Sluit de microliter spuit met een 70 cm PE10 buis.
  4. Verdrijf alle normale zoutoplossing uit microliter spuit in PE10 buis volledig de-luchtslang.
  5. Trek de microliter spuit zuiger uit 1 mm tot een luchtbel te maken bij de distale opening van de PE10 buis-microliter spuit apparaat om mengsel van zout en bloed tijdens latere procedures te voorkomen.
  6. Veeg de distale centrale staart slagader gebied van de muis met 70% ethanol, en snijd de slagader met een scheermes op 0,5 tot 1 cm aan de staartpunt.
  7. Verzamel 40 ul van bloed uit de staart gesneden in de PE10 buis-microliter spuit apparaat. Merk op: dat heparine niet wordt gebruikt in de naald, buis of muis.
  8. Bevestig de microliter spuit op de injectie pomp.
  9. Sluit de metalen canule deel van een 27 G naald in het uiteinde van de buis PE10, en zet de naald een micromanipulator het stereotactische frame.
  10. Verdrijf 2 pi van bloed van de 27 G-naald en veeg naald schuine rand met een scheermes te ontdoen.
  11. Lijn naald met braam gat en steek de naald 3 mm diep aan cortex.
  12. Injecteer 35 pi van autoloog bloed bij een snelheid van 2 pl per minuut.
  13. Verlaag isofluraan tot 1% en laat de naald roerloos gedurende 10 minuten.
  14. Trekken naald meer dan 30 sec.
  15. Solliciteer 1-2 druppels van 0,25% bupivacaïne subcutaan en hechtdraad de huid.
  16. Schakel isofluraan vaporizer en verwijder muis uit de stereotactische frame.
  17. Laat de muis om spontane ademhaling herstellen met latere extubation.
  18. Terug muis om een ​​schone kooi en vrije toegang tot voedsel en water.

4. Sham Operation

  1. Volg dezelfde procedure voor collagenase injection model, maar dan zonder injectie na naald inbrengen.

5. Post-chirurgische zorg

  1. Injecteer 0,5 ml normale zoutoplossing subcutaan in de avond van de operatie aan de nek van het dier.
  2. Zorg onthard eten met water en gel voedsel in kleine plastic bekers op de vloer van de kooi. Vervang het eten daags gedurende 7 dagen.
  3. Controleer voor gewichtsverlies, wondgenezing, en tekenen van ongemak dag gedurende 7 dagen.
  4. Indien herstel intervallen van meer dan 7 dagen vereist, kan het verwijderen van hechtingen onder lichte inhalatie verdoving uitgevoerd (ongeveer 1% isofluraan in 30% O 2/70% N2), indien nodig.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Vanwege de verschillen in hematoomvorming (figuur 1), wordt ipsilaterale draaien getoond onmiddellijk na het ontwaken voor autoloog bloed ingespoten muizen en binnen 2-4 uur na collagenase injectie, hematoom expansie optreedt (figuur 2). Afwezigheid van ipsilaterale draaien moet zorg voor afwezigheid van significante schade te verhogen. Op de eerste post letsel dag, moet muizen in beide modellen significant neurologische stoornissen (figuur 3) aan te tonen. Op 24 uur na injectie, ipsilaterale hemisfeer blijken stabiele hematoom volumes (figuur 4); verder bij 24 uur na injectie, hersenen watergehalte worden verwacht 79,8 + 0,34% collagenase in-geïnjecteerde muizen en 79,3 + 0,23% autoloog bloed geïnjecteerde muizen. Mortaliteit worden verwacht tussen 10 - 25% van de collagenase-geïnjecteerde muizen en minder dan 10% van autoloog bloed geïnjecteerde muizen. Onvermijdelijke dood als gevolg van hematoom volume, hersenoedeem, en increased intracraniële druk ontstaat meestal binnen de eerste 24 - 48 uur na intrastriatal injectie. Overlijden na 72 uur kan vaak worden voorkomen met de juiste post-verwonding zorg (bv., Directe toegang tot onthard voedsel en water). Functioneel herstel begint meestal per post letsel dag 2 met autoloog bloed geïnjecteerde muizen herstellende aanzienlijk sneller dan collagenase geïnjecteerde muizen.

Figuur 1
Figuur 1. Seriële MRI van muizenhersenen vergelijken autoloog bloed en collagenase injectie modellen intracerebrale bloeding. Na intracerebrale bloeding inductie via links intrastriatal injectie van 35 ul autoloog bloed (A) of 0,075 U type IV collagenase clostridium-S (B) 10-12 weken oude C57/Bl6 mannelijke muizen, seriële magnetische resonantie imveroudering toont hematoom expansie in de collagenase-geïnjecteerde muizen vergeleken met stabiele hematoomvorming in de autologe bloed geïnjecteerde muizen. Hematoom volumes zijn 10.1, 23.1, 29.9 mm 3 op 1, 6, en 12 uur na injectie collagenase, respectievelijk, en 7.0, 5.8, 3.2 mm 3 op 1, 6, en 24 uur na volbloed injectie, respectievelijk. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2
. Figuur 2 Corner beurt bij muizen 24 uur na hersenbloeding Meteen na intrastriatal collagenase injectie in de linker basale ganglia, de aanwezigheid van de verwachte ipsilaterale draaireactie in 10 -. 12 weken oude C57/Bl6 mannelijke muizen duidt voldoende letsel. Deze afslag4 uur in-collagenase geïnjecteerde muizen - direct na ernstige schade in muizen geïnjecteerd met autoloog bloed en binnen 2 moet plaatsvinden. Muizen in beide modellen toonden meer links draait na schade in vergelijking met niet-gewonde muizen (** p <0,01; one-way ANOVA met post-hoc Scheffe's test, n = 10/groep).

Figuur 3
. Figuur 3 Rotarod prestaties na hersenbloeding bij muizen Baseline en post letsel rotorod latencies van 10 -. 12 weken oude C57/Bl6 mannelijke muizen gedurende een week na linker intrastriatal 35 ul autoloog bloed-, 0.075 U Type IV-S clostridium collagenase-injectie , of sham operatie (* p = 0,022; herhaalde metingen ANOVA met post-hoc Scheffe's test, F-waarde = 12,726; n = 10/groep). Muizen worden beoordeeld via rotorod testen om de andere dag na een blessure tot significante training vertekening te voorkomen. </ P>

Figuur 4
. Figuur 4 Hematoxyline en eosine vlekken van de muis hersenen na een hersenbloeding Microfoto van 10 -. 12 weken oude C57/Bl6 mannelijke hersenen van muizen bij 24 uur na links intrastriatal injectie van 35 pl autoloog bloed (rechts) of 0.075 U Type IV-S Clostridium collagenase (links). Hematoom volumes zijn 20,2 mm 3 na collagenase injectie en 6,4 mm 3 na volbloed injectie. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Ondanks opkomende preklinisch onderzoek en resulterende grote klinische proeven voor veelbelovende therapieën 15-18, er geen farmacologische interventies aangetoond uitkomst ICH verbeteren en zorg grotendeels ondersteunend. Lijsten van mogelijke therapieën kunnen worden gegenereerd door high throughput technologieën, zoals transcriptomische en proteomics werk. Hoewel deze technologieën blijven onze kennis vooruit vooruit van potentiële therapeutische doelen, en achterwaartse vertaling van veelbelovende doelstellingen kunnen het best worden onderzocht door het gebruik van klinisch relevante preklinische modellen 19-22. Dergelijke modellen zijn nuttig omdat ze laten snelle productie van geselecteerde gegadigden, onderzoek mechanismen in vivo, goedkope onderzoek dosering therapeutisch venster, en andere parameters relevant voor de ontwikkeling klinische proeven 23-25. Terwijl duidelijke voordelen bestaan ​​met preklinische modellen moeten modelleren optreden in de meest klinisch relevante but logistiek haalbaar systeem beschikbaar. Terwijl modellen bestaan ​​voor 'hogere' orde dieren zoals primaten, het gebruik van muizen te modelleren van de menselijke ziekte biedt een goedkope, high-throughput, en krachtige technologie voor de behandeling van pathologische mechanismen en therapeutische effecten. Integratie van transgene systemen zorgt voor een nog meer robuuste evaluatie van mechanistische paden en celpopulaties betrokken.

Momenteel zijn er twee muismodellen zijn in gemeenschappelijk gebruik: intrastriatal autoloog bloed of collagenase injectie. Beide modellen zijn veelzijdig en gemakkelijk te gebruiken, ten opzichte van andere takt modellen. Beide modellen kunnen ICH induceren in verschillende hersengebieden 26, waardoor de evaluatie van de regionale reacties; hematoom volume kan worden gecontroleerd en aangepast, waardoor de evaluatie van lichte, matige en ernstige verwondingen; en klinisch relevante fysiologie (bijv.., bloeddruk, temperatuur, enz.) kan worden gecontroleerd. Tenslotte, terwijl elk model werd oorspronkelijk ontwikkeld inde rat, zowel sindsdien vertaald in muizen om het gebruik van transgene systemen 21,24,25,27 toe. Echter, elk model leent zich voor de studie van de verschillende aspecten van ICH, aangezien tonen elk duidelijk verschillende onderdelen van ICH. Autoloog bloed-injectie kan de reactie van de hersenen op intraparenchymateuze blootstelling bloed recreëren. Zo, de eerste massa beïnvloeden en dwarskrachten, milde inflammatoire veranderingen, apoptose, en bloed resorptie kunnen allemaal worden bestudeerd 10,28. Verder recente wijzigingen in dit model hebben geleid tot de mogelijkheid om hematoom expansie 29,30 nabootsen. Echter, dit model geen onderdeel van vasculaire verwonding en / of hematoom expansie in de menselijke ziekte roepen. Daarentegen collagenase-injectie voegt de elementen van vasculaire breuk vroeg hematoom expansie en verbeterde neuroinflammatory effect. Terwijl de hand liggende bezorgdheid bestaat over artefactuele bijdrage van collagenase om deze inflammatoire werking, is er een gebrek aan harde evidence hiervoor 31 en onze eigen (ongepubliceerde) data suggereren dat collagenase afzonderlijk een sterke ontstekingsreactie in celkweek induceert.

Procedure betreft, beide modellen vereisen beperkte vaardigheid met microchirurgie en dus gemakkelijk leren om reproduceerbare effecten. Valkuilen te vermijden zijn: 1) invasie van de dura of het creëren thermische hersenletsel het boren, 2) of penetratie van het ventriculaire systeem met naald inbrengen. Dural blessure zorgt voor reflux van geïnjecteerde en intraventriculaire injectie resulteert in weinig tot geen intraparenchymateuze hematoomvorming. Verder moet erop worden gelet bij de naald terugtrekken om niet verstoren nieuw gevormde / vorming hematoom. Mortaliteit is te verwachten in een bepaald percentage van muizen maar is direct gerelateerd aan hematoom omvang en ernst van de verwonding gewenst; dus, kan dit resultaat worden getitreerd door geïnjecteerde volume / concentratie.

Zoals met alle modellen, proprotocollen zal worden geoptimaliseerd voor gebruik door specifieke operators. Als gevolg van inherente variabiliteit in alle in vivo systemen, kan ervaring met een bepaald model als een belangrijke factor voor succes niet worden overschat. Onderscheidende kenmerken van een model, de exploitant ervaring met een bepaald model, resultaatmetrieken van belang, en logistieke elementen dient rekening te worden gehouden bij de keuze van de best mogelijke experimenteel model.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereotactic frame Stoelting Co. 51603
Probe holder with corner clamp Stoelting Co. 51631
Mini grinder Power Glide Model 60100002
0.5 μl syringe Microliter 86259 25 G needle
5 μl syringe Microliter 7637-01
30 G microliter syringe Microliter 7762-03
Syringe pump KD Scientific Model 100
Heat therapy water pump Gaymar Industries, Inc. Model# TP650
Circulating waterbed CMS Tool & Die, Inc.
Rodent ventilator Harvard Apparatus Model 683
Isoflurane vaporizer Drager Vapor 19.1
Air flowmeter Cole Parmer Model PMR1-010295
Induction chamber Self made
Otoscope Welch Allyn 22820
Intravenous catheter Becton-Dickinson 381534 20 G, 1.16 inch Insyte-W
Isoflurane Baxter Healthcare Corporation NDC10019-360-69
Collagenase Type IV-S Sigma C1889
Polyethylene tubing PE10 Becton-Dickinson 427401
27 G 1 1/4 inch needle Becton-Dickinson 305136
Surgical scissors Miltex 21-539
Forceps Miltex 17-307
Needle holder Boboz RS-7840
Monofilament suture Ethicon 8698 Size 5-0
Indicating controller YSI 73ATD

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Asch, C. J., et al. Incidence, case fatality, and functional outcome of intracerebral haemorrhage over time, according to age, sex, and ethnic origin: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurology. 9, 167-176 (2010).
  2. Qureshi, A. I., Mendelow, A. D., Hanley, D. F. Intracerebral haemorrhage. Lancet. 373, 1632-1644 (2009).
  3. Participants, N. I. W. Priorities for clinical research in intracerebral hemorrhage: report from a National Institute of Neurological Disorders and Stroke workshop. Stroke. 36, (2005).
  4. Morgenstern, L. B., et al. Guidelines for the management of spontaneous intracerebral hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 41, 2108-2129 (2010).
  5. James, M. L., Warner, D. S., Laskowitz, D. T. Preclinical models of intracerebral hemorrhage: a translational perspective. Neurocrit Care. 9, 139-152 (2008).
  6. Winkler, D. T., et al. Spontaneous hemorrhagic stroke in a mouse model of cerebral amyloid angiopathy. J Neurosci. 21, 1619-1627 (2001).
  7. Sinar, E. J., Mendelow, A. D., Graham, D. I., Teasdale, G. M. Experimental intracerebral hemorrhage: effects of a temporary mass lesion. J Neurosurg. 66, 568-576 (1987).
  8. Mendelow, A. D., Bullock, R., Teasdale, G. M., Graham, D. I., McCulloch, J. Intracranial haemorrhage induced at arterial pressure in the rat. Part 2: Short term changes in local cerebral blood flow measured by autoradiography. Neurol Res. 6, 189-193 (1984).
  9. Bullock, R., Mendelow, A. D., Teasdale, G. M., Graham, D. I. Intracranial haemorrhage induced at arterial pressure in the rat. Part 1: Description of technique, ICP changes and neuropathological findings. Neurol Res. 6, 184-188 (1984).
  10. Sang, Y. H., Su, H. X., Wu, W. T., So, K. F., Cheung, R. T. Elevated blood pressure aggravates intracerebral hemorrhage-induced brain injury. J Neurotrauma. 28, 2523-2534 (2011).
  11. Krafft, P. R., et al. Modeling intracerebral hemorrhage in mice: injection of autologous blood or bacterial collagenase. J Vis Exp. , (2012).
  12. Sansing, L. H., et al. Autologous blood injection to model spontaneous intracerebral hemorrhage in mice. J Vis Exp. , (2011).
  13. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21, 801-807 (1990).
  14. Nath, F. P., Jenkins, A., Mendelow, A. D., Graham, D. I., Teasdale, G. M. Early hemodynamic changes in experimental intracerebral hemorrhage. J Neurosurg. 65, 697-703 (1986).
  15. Anderson, C. S., et al. Rapid blood-pressure lowering in patients with acute intracerebral hemorrhage. N Engl J Med. 368, 2355-2365 (2013).
  16. Clark, W., Gunion-Rinker, L., Lessov, N., Hazel, K. Citicoline treatment for experimental intracerebral hemorrhage in mice. Stroke. 29, 2136-2140 (1998).
  17. Mayer, S. A., et al. Efficacy and safety of recombinant activated factor VII for acute intracerebral hemorrhage. N Engl J Med. 358, 2127-2137 (2008).
  18. Mendelow, A. D., et al. Early surgery versus initial conservative treatment in patients with spontaneous supratentorial lobar intracerebral haematomas (STICH II): a randomised trial. Lancet. , (2013).
  19. James, M. L., Blessing, R., Bennett, E., Laskowitz, D. T. Apolipoprotein E modifies neurological outcome by affecting cerebral edema but not hematoma size after intracerebral hemorrhage in humans. J Stroke Cerebrovasc Dis. 18, 144-149 (2009).
  20. James, M. L., Blessing, R., Phillips-Bute, B. G., Bennett, E., Laskowitz, D. T. S100B and brain natriuretic peptide predict functional neurological outcome after intracerebral haemorrhage. Biomarkers. 14, 388-394 (2009).
  21. James, M. L., Sullivan, P. M., Lascola, C. D., Vitek, M. P., Laskowitz, D. T. Pharmacogenomic effects of apolipoprotein e on intracerebral hemorrhage. Stroke. 40, 632-639 (2009).
  22. James, M. L., et al. Brain natriuretic peptide improves long-term functional recovery after acute CNS injury in mice. J Neurotrauma. 27, 217-228 (2010).
  23. Indraswari, F., et al. Statins improve outcome in murine models of intracranial hemorrhage and traumatic brain injury: a translational approach. J Neurotrauma. 29, 1388-1400 (2012).
  24. Laskowitz, D. T., et al. The apoE-mimetic peptide, COG1410, improves functional recovery in a murine model of intracerebral hemorrhage. Neurocrit Care. 16, 316-326 (2012).
  25. Lei, B., et al. Interaction between sex and apolipoprotein E genetic background in a murine model of intracerebral hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
  26. Lekic, T., et al. Evaluation of the hematoma consequences, neurobehavioral profiles, and histopathology in a rat model of pontine hemorrhage. J Neurosurg. 118, 465-477 (2013).
  27. Nakamura, T., et al. Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice. J Cereb Blood Flow Metab. 24, 487-494 (2004).
  28. Yang, D., et al. Statins Protect the Blood Brain Barrier Acutely after Experimental Intracerebral Hemorrhage. J Behav Brain Sci. 3, 100-106 (2013).
  29. Rynkowski, M. A., et al. A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion. Nature Protocols. 3, 122-128 (2008).
  30. Wang, J., Fields, J., Dore, S. The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood. Brain Research. 1222, 214-221 (2008).
  31. MacLellan, C. L., et al. Intracerebral hemorrhage models in rat: comparing collagenase to blood infusion. J Cereb Blood Flow Metab. 28, 516-525 (2008).

Tags

Geneeskunde intracerebrale bloeding muis preklinische autoloog bloed collagenase neurowetenschappen beroerte hersenletsel basale ganglia
Intrastriatal Injectie van autoloog bloed of Clostridium Collagenase als muismodellen van intracerebrale bloeding
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lei, B., Sheng, H., Wang, H.,… More

Lei, B., Sheng, H., Wang, H., Lascola, C. D., Warner, D. S., Laskowitz, D. T., James, M. L. Intrastriatal Injection of Autologous Blood or Clostridial Collagenase as Murine Models of Intracerebral Hemorrhage. J. Vis. Exp. (89), e51439, doi:10.3791/51439 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter