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Serial Dilutions and Plating: Microbial Enumeration
  • 00:01Concepts
  • 03:54Media Preparation
  • 05:35Diluent Preparation
  • 06:18Cultivation of the Target Organism
  • 06:59Serial Dilution and Spread Plating
  • 09:42Data Analysis and Results

Dilutions en série et ensemencement des géloses : numération des micro-organismes

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Overview

Source: Jonathan F. Blaize1, Elizabeth Suter1, et Christopher P. Corbo1
1 Département des sciences biologiques, Wagner College, 1 Campus Road, Staten Island NY, 10301

L’évaluation quantitative des procaryotes peut être onéreuse compte tenu de leur abondance, de leur propension à une prolifération exponentielle, de la diversité des espèces au sein d’une population et de leurs besoins physiologiques spécifiques. À ce défi s’ajoute la nature en quatre phases dans laquelle les bactéries se reproduisent (lag, journal, stationnaire et mort). La capacité d’estimer avec précision la concentration de micro-organismes est nécessaire pour réussir l’identification, l’isolement, la culture et la caractérisation (6). À ce titre, les microbiologistes ont utilisé la dilution en série et diverses techniques de placage depuis plus d’un siècle pour quantifier de façon fiable la charge bactérienne et virale dans les environnements cliniques, industriels, pharmaceutiques et universitaires de laboratoire (2,4,6). Les descriptions de cette méthodologie sont apparues pour la première fois en 1883 lorsque le scientifique et médecin allemand Robert Koch a publié ses travaux sur les agents pathogènes (2). Souvent appelées le père de la bactériologie moderne, les techniques prénommées de Koch sont devenues l’étalon-or de l’énumération des micro-organismes, culturables ou autres, dans le monde entier.

La dilution en série est une réduction systématique d’une entité connue ou inconnue (un soluté, un organisme, etc.) par une re-suspension successive d’une solution initiale (solution0) en volumes fixes d’un diluant liquide (blancs). Ces blancs se composent généralement de 0,45% salin, bien que la composition peut être variée (7). Bien qu’un expérimentateur puisse choisir n’importe quel volume pour chaque diluant, il s’agit le plus souvent d’un multiple de 10, ce qui facilite la réduction logarithmique de l’échantillon. Par exemple, la solution0 contient un total de 100 cellules E. coli suspendues dans 10 ml de bouillon nutritif. Si 1 ml de solution0 est enlevé et ajouté à 9 ml de solution saline (diluant1),la nouvelle solution (solution1) contiendrait 1/10e de la concentration initiale d’E. coli. Dans cet exemple, la nouvelle solution (solution1) contiendrait 10 cellules E. coli. Répéter ce processus en supprimant 1 ml de la solution1 et en l’ajoutant à 9 ml de salin (diluant2) donnerait la solution2, contenant seulement une seule cellule E. coli. Étant donné que chaque nouvelle solution (9 mL de diluant et 1 ml de solution) contient un total de 10 mL, nous pouvons conclure que le facteur de dilution pour cette réduction est de 10 ou qu’il s’agissait d’une dilution en série 10 fois(figure 1). Puisque nous avons seulement commencé avec 100 cellules dans cet exemple et nous diluons par un facteur de 10, seulement deux étapes sont nécessaires pour atteindre la concentration minimale absolue de 1 cellule.

Figure 1
Figure 1 : Dilution en série d’une solution de stock. Un aliquot de 1 ml de la solution de stock (solution0) est ajouté au tube 1 qui contient 9 ml de 0,45% salin (dilent1); le produit de ce mélange est la solution1. Répétez en ajoutant 1 mL de la solution1 nouvellement créée et en l’ajoutant au tube 2. Aliquoting et la résuspension se poursuit de cette façon jusqu’à ce que le tube final est atteint, diluant la concentration du stock par un facteur de 10 chacun à chaque étape. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

La dilution en série est la technique la plus simple pour obtenir des concentrations gérables d’un organisme désiré et elle est complétée par des stries et des diffusions de boîtes de Pétri, seulement deux des nombreuses techniques de placage utilisées par les microbiologistes. Cet avantage de cette approche est que l’expérimentateur peut récolter des souches pures d’une seule espèce ou des souches séparées d’une population mixte (7). Le strage est accompli en introduisant un organisme à un milieu solide (généralement composé d’agarose) qu’il se développera sur si les éléments nutritifs appropriés sont disponibles. Balayer doucement une boucle d’inoculation stérile à travers le milieu (de sorte qu’une strie subtile reste) dans un modèle sinusoïdal rigide distribuera l’organisme proportionnellement à la fréquence de la forme d’onde de l’expérimentateur. Diviser le plat Petri en tiers ou en quarts (quadrant strie) et diminuer la fréquence de chaque strie à mesure qu’une nouvelle région du plat est entrée réduira graduellement le nombre de micro-organismes qui peuvent occuper cette région, produisant des colonies uniques au lieu d’un pelouse bactérienne non quantifiable. Le placage de propagation ne dilue pas en outre les échantillons; un épandeur de verre stérile est utilisé pour distribuer un aliquot de support de suspension sur un plat de pétri entier (figure 2). Les colonies qui poussent sur la plaque de propagation proviennent d’une seule cellule et chaque colonie sur le plat peut être comptée pour estimer le nombre d’unités de formation de colonies par millilitre (CFU) dans une suspension donnée, représentée comme CFU/mL (6) (Figure 3) Agar molle et réplique le placage sont des variations des techniques susmentionnées et permettent l’isolement du bactériophage et du criblage mutant, respectivement (1,7).

Figure 2
Figure 2 : Stries de plaques pour l’énumération bactérienne et l’isolement des souches. Étiquetez le fond d’un plat de pétri avec des informations d’identification (nom de la bactérie, date, média) et divisez-les en tiers. Après avoir sélectionné une dilution appropriée de l’échantillon de stock, prendre une boucle d’inoculation stérile (jetable ou enflammée) et la submerger le tube à essai (ici, T3). Soulevez légèrement le couvercle de la boîte de Pétri d’un côté de sorte que seule la boucle inoculation puisse accéder à l’agar. Glissez la boucle inoculée sur le dessus des médias d’une manière zig-zag en prenant soin de ne pas compromettre l’agar. Faites pivoter la plaque d’environ 1/3rd (118 degrés) et réduisez la fréquence des mouvements en zigzag. Tournez une dernière fois et réduisez une fois de plus la fréquence des zigzags. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : Placage de propagation. 1 g de la zone aérobie a été resuspendu en T1, puis dilué en série. Un verre stérile ou une tige d’épandage jetable en plastique est utilisé pour distribuer de l’inoculum dans chaque plat. Ceci a été répété avec 1 g de la zone anaérobie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Comme pour les dilutions en série, une échelle logarithmique est utilisée pour exprimer la concentration de l’organisation. Le nombre de colonies cultivées dans des boîtes de Pétri standard mesurant 100 mm x15 mm peut être énuméré manuellement (ou automatisé à l’aide du traitement computationnel) en identifiant des grappes isolées de croissance. Les comptes qui totalisent moins de 30 ou plus de 300 devraient être définis comme trop peu nombreux à compter (TFTC) ou trop nombreux pour être comptés (TNTC), respectivement. Dans le cas de ce dernier, une dilution en série doit être effectuée pour réduire la concentration avant de restreaking un nouveau plat de pétri. La moyenne du nombre de colonies autonomes identifiées à partir de trois boîtes de Pétri distinctes et la multiplication de la moyenne par le facteur de dilution donneront cFU/mL; tracer le journal10 de CFU/mL contre le temps révélera le temps de génération moyen de l’organisme (7).

Procedure

1. Mise en place Un diagramme de débit répertoriant tous les matériaux, le protocole expérimental et la méthode pour jeter les fournitures doivent être écrits dans un cahier de laboratoire et conservés près de l’espace de travail expérimental. Les espaces de travail doivent être stérilisés avec un antiseptique approprié (70 % d’éthanol) et l’expérimentateur devrait atténuer le risque de contamination en portant des vêtements de laboratoire propres qui les protègent également contre les anomalies d’exposition. Les vêtements appropriés comprennent, mais ne sont pas limités à une blouse de laboratoire, gants en latex ou nitrile, googles, respirateurs, et chaussures fermées. Il est essentiel de maintenir la technique aseptique en tout temps. Préparer 90 ml de 0,45% salin. À l’aide d’un cylindre gradué propre, mesurez 90 ml d’eau stérile et transférez-le sur une flacon Erlenmeyer propre étiqueté0,45% salin. Peser 0,405 g de chlorure de sodium (Sigma-Aldrich NaCl S9888) et l’ajouter au flacon étiqueté 0,45% salin. Tourbillonner à plusieurs reprises jusqu’à ce qu’aucun soluté reste visible. Une fois terminé, l’expérimentateur doit re-stériliser toutes les surfaces et jeter tous les organismes indésirables, les stocks de diluants, les boîtes de Pétri ou les boucles isolantes jetables selon les directives de l’OSHA. Les vêtements de laboratoire peuvent être enlevés avant de se laver les mains. 2. Préparation des médias Sélectionnez les supports qui conviennent à la culture d’un organisme désiré. Dans la plupart des scénarios, un bouillon permettrait une croissance bactérienne suffisante. Puisque les organismes d’un protocole de Winogradsky sont désirés ici, une colonne composée de carbonate de calcium, de soufre, de cellulose et de boue a été assemblée et laissée intacte pendant 7 jours. La colonne prénommée est séparée en sections aérobies, microaérophiles et anaérobies. Choisissez un milieu approprié pour le placage de l’organisme d’intérêt. La supplémentation des médias liquides avec l’agar de qualité de microbiologie est typiquement employée comme agent solidifiant. Lb moyen / agar est suffisant lors de la récolte des échantillons de régions aérobies, microaérophiliques et anaérobies de la colonne prénommée. Remarque : Les échantillons de la région microaphilique n’ont pas été prélevés pour cette procédure. Cependant, ces organismes devraient être cultivés dans des pots de bougie. L’introduction d’une bougie dans cette chambre de culture avant l’étanchéité crée un environnement à faible teneur en oxygène qui convient à la prolifération microaphilique. Puisque nous souhaitons préparer 250 ml, utiliser 500 ml (ou plus) flacons Erlenmeyer pour empêcher l’ébullition lors de l’autoclacage. Étiquetez un “Broth” et l’autre “Agar”. Déterminez la quantité de supports nécessaires pour créer chaque solution en suivant les recommandations de concentration du fabricant. LB Agar, utilisé ici, est préparé en combinant 25g/L avec de l’eau ultrapure. Notre volume de 250 ml nécessite une solution de 6,25 LB Agar/250 ml d’eau. De même, LB Broth est préparé en combinant le même rapport de LB Broth et d’eau. Comme il n’est pas complété par un agent solidifiant, il ne durcira pas lorsqu’il est refroidi. Pesez les supports et mélangez-les avec de l’eau dans des proportions conformes aux recommandations du fabricant. Ajouter 6,25 g de LB Agar sur un flacon étiqueté « Agar », et 6,25 g de LB Broth à un flacon étiqueté « Broth ». Ajouter 250 ml d’eau ultrapure à chaque flacon. Envelopper le papier d’aluminium sur chaque flacon et utiliser un autoclave pour stériliser les supports pendant au moins 15 minutes à 121 oC, 15 psi. À l’aide d’un gant ou d’un tampon résistant à la chaleur, retirez les flacons de l’autoclave lorsque le cycle est terminé et placez-les dans un bain d’eau de 40 à 50 oC. Une fois la température appropriée atteinte, versez le contenu du flacon étiqueté «Broth» dans un Erlenmeyer de 250 ml, ou flacon à fond rond. Étiqueter le flacon de 250 ml “solution0”. Obtenez des boîtes de Pétri stériles de 10, 100 mm x 15 mm et étiquetez-les avec la date, le nom, le type de support utilisé et la zone de colonne Winogradsky dont les organismes seront récoltés. Retirer le flacon étiqueté “Agar” du bain d’eau et commencer à verser dans chacun des 10 plats de pétri. Il ne faut pas ajouter plus de 15 ml à chaque plat. Ceci peut également être exécuté avec un pipettor et une pipette sérologique de 25 ml pour améliorer la précision. Utilisez une pointe de pipette stérile pour enlever les bulles présentes, puis couvrez avec les couvercles de plaque et laissez se solidifier toute la nuit. 3. Préparation diluante Préparer dix tubes à essai capables de stocker 20 ml ou plus dans un rack et les étiqueter T1-T10. Chaque numéro de tube est compatible avec le facteur de dilution qu’il correspond (c.-à-d. T4 1×10-4 ou 0,0001 ou 1/10 000e de concentration de stock). Pipet 9 ml de 0,45% salin dans chacun des 10 tubes à essai. Les blancs salins sont maintenant prêts à être stérilisés par autoclave. Utilisez du papier d’aluminium pour recouvrir chacun des 10 tubes à essai, puis transférez-les dans un support de tube à essai compatible autoclave. Stériliser pendant au moins 15 minutes à 121 oC, 15 psi. Retirer les blancs à l’aide de gants résistants à la chaleur et laisser refroidir. Couvrir et conserver à 4 oC jusqu’à ce que les tubes aient atteint la température ambiante ou au toucher. 4. Cultivation de l’organisme cible Inoculer la « solution0» avec une seule colonie à partir d’une plaque précédemment striée ou 50 l d’un stock congelé. Laissez le temps à l’organisme cible de se répliquer en plaçant la « solution0» inoculée dans un incubateur de 37 oC pendant la nuit en secouant (si nécessaire). (Remarque : Le flacon doit être recouvert pour éviter la contamination. Si l’organisme cible est aérobie, utilisez de la gaze stérile et des bouchons de coton pour prévenir la contamination. Si l’évaluation des régions de la colonne Winogradsky, il suffit de retirer 1 gramme de chaque zone désirée (aérobie et anaérobie aux fins de cette étude) et de suspendre à nouveau en T1 avant de passer à l’étape 5.3. 5. Dilution en série Obtenir le flacon étiqueté « bouillon nutritif » de l’incubateur et secouer vigoureusement. Pipet 1 mL de “solution0″dans le tube à essai étiqueté T1. Vortex T1. Si vous évaluez les explantations Winogradsky, pesez 1 gramme de la zone désirée et ajoutez-la à T1 avant le vortex. (Remarque : 1 mL est utilisé ici pour la simplicité – des volumes plus petits ou plus grands de diluant peuvent également être utilisés). Retirer 1 ml du tube à essai T1 et l’ajouter au tube à essai T2. Vortex T2. Retirer 1 ml du tube à essai T2 et l’ajouter au tube à essai T3. Vortex T3. Retirer 1 ml du tube à essai T3 et l’ajouter au tube à essai T4. Vortex T4. Retirer 1 ml du tube à essai T4 et l’ajouter au tube à essai T5. Vortex T5. Retirer 1 ml du tube à essai T5 et l’ajouter au tube à essai T6. Vortex T6. Retirer 1 ml du tube à essai T6 et l’ajouter au tube à essai T7. Vortex T7. Retirer 1 ml du tube à essai T7 et l’ajouter au tube à essai T8. Vortex T8. Retirer 1 ml du tube à essai T8 et l’ajouter au tube à essai T9. Vortex T9. Retirer 1 mL du tube à essai T9 et l’ajouter au tube à essai T10. 6. Spread Plating Pipet 100 l d’un échantillon dilué de T1 directement sur un plat de pétri. Cette étape peut être, mais n’a pas besoin d’être, répétée pour chaque tube. Obtenir une tige d’épandage stérile et jetable ou une flamme stériliser une tige de diffusion de verre. Dans le sens des aiguilles d’une montre/dans le sens inverse des aiguilles d’une montre, faites glisser la partie horizontale de la tige de propagation pour répartir également l’échantillon dans la boîte de Pétri. Répétez l’opération pour chaque zone de la colonne Winogradsky qui doit être évaluée. Incuber les plaques dans un incubateur à 37 oC pendant 24 heures. Pour les organismes anaérobies, utilisez une chambre anaérobie. 7. Streaking Sélectionnez une dilution appropriée de votre organisme cible. Par exemple, la solution4 donnera une dilution 1/10,000e de votre concentration initiale. En règle générale, les dilutions de 1/1 000e (T3/Solution), de 1/1 000 000e (T6/Solution6) et de 1/1 000 000 000e (T9/Solution9) sont évaluées pour énumérer les microbes. À l’aide d’une boucle d’isolation jetable en plastique stérile ou d’une boucle d’inoculation métallique réutilisable qui est sous le feu depuis au moins 10 secondes, plongez dans la solution désirée à partir de l’étape 5. Les boucles isolantes calibrées doivent transférer 0,01 ml. (Attention : Ne laissez pas la boucle en flammes contacter les bactéries immédiatement après avoir retiré de la chaleur) Soulevez légèrement le couvercle de la boîte de Pétri d’un côté de sorte que seule la boucle inoculation puisse accéder à l’agar. Glissez la boucle inoculée sur le dessus des médias d’une manière zig-zag en prenant soin de ne pas compromettre l’agar. Baisser le couvercle de la boîte. Utilisez une nouvelle boucle d’isolation jetable ou re-stérilisez votre boucle réutilisable. Faites pivoter la plaque d’environ 1/3rd (118 degrés) et réduisez la fréquence des mouvements en zigzag. Encore une fois, utilisez une nouvelle boucle jetable ou re-stériliser une boucle métallique avant de tourner une dernière fois et de réduire la fréquence en zigzag une fois de plus. Baisser le couvercle de la boîte. Répéter les étapes 7.2 – 7.6 jusqu’à ce qu’au moins trois boîtes de Pétri aient été stries pour trois dilutions différentes, à l’aide d’une nouvelle boucle jetable ou en réflammant une boucle réutilisable (Figure 2). Placer les boîtes de Pétri striées dans un incubateur à 37 oC pendant la nuit. Pour les organismes anaérobies, utilisez une chambre anérobique. 8. Analyse des données et résultats Les cultures ont été récoltées dans les zones oxiques et anoxiques d’une colonne Winogradsky de 7 jours. Ces zones conviennent respectivement aux anaeves hétérotrophes et oxydantes du fer. Les explants de colonnes ont été dilués en série avant de strier ou de se propager sur les plaques lb-agar. Streaking a révélé une population mixte de chacune des zones Winogradsky évaluée. Les plaques d’étalement ont produit des résultats similaires. Pour calculer l’UFC/mL ou l’UC/g, moyenne du nombre de colonies comptées à partir de trois plaques. Multipliez le nombre moyen de colonies par le facteur de dilution et divisez par la quantité indiquée. Par exemple, si une moyenne de 65 colonies était comptée sur des plaques inoculées avec 0,1 ml de solution6 (T6), la formule décrite précédemment équivaudrait à 650 000 000 CFU/mL. Les colonies isolées peuvent maintenant être choisies dans chaque plaque pour être utilisées dans des essais d’enrichissement afin de déterminer l’identité de l’espèce.

Applications and Summary

Bacterial enumeration and strain isolation by plating requires manageable concentrations of target organisms. Successful plating is therefore contingent upon serial dilution. As such, the aforementioned techniques remain the cornerstone of microbiological examination and experimentation. Though simple by design, dilution factors and plating technique can be modified to by the experimenter to bolster outcomes without compromising the integrity of each method. Plotting the four phases of bacterial growth can be helpful when characterizing desired microbes. These phases, lag, log, stationary, and death, are marked by changes in bacterial replication. The lag phase features slow growth due to physiological adaptation, the log phase is the period of maximum proliferation featuring an exponential rise in viable cells, stationary phase is then reached due to environmental limitations and accumulations of toxins, before the death phase where cell counts begin to fall. This can be accomplished by serially diluting (or 1-step diluting to avoid confusion) Solution0 every hour for a total of 8 hours, beginning at Time0 (Solution0 should be returned to a shaking incubator after each dilution). Calculate the log10 of CFU/ml for a single diluent of Time0 and plot on the Y-axis. Repeat this calculation for the sample Time1 (make sure calculate CFU/mL using the same dilution factor as Time0). Repeat until each time (Time1-Time8) are plotted on the X-axis.

References

  1. Allen, M.E., Gyure, R.A. (2013) An Undergraduate Laboratory Activity Demonstrating Bacteriophage Specificity. Journal of Microbial Biological Education 14: 84-92.
  2. Ben-David, A., Davidson, C.E. (2014) Estimation Method for Serial Dilution Experiments. Journal of Microbiological Methods 107:214-221.
  3. Goldman, E., Green, L.H. (2008) Practical Handbook of Microbiology.
  4. Koch, R. (1883) New Research Methods for Detection of Microcosms in Soil, Air and Water.
  5. Lederberg, J., Lederberg, E.M. (1952) Replica Plating and Indirect Selection of Bacterial Mutants. Journal of Bacteriology 63:399-406
  6. Pepper, I., Gerba, C., Ikner, L. (2019) Bacterial Growth Curve Analysis and its Environmental Changes. JoVE Science Education Database. Environmental Microbiology.
  7. Sanders., E.R. (2012) Aseptic Laboratory Technique: Plating Methods. JoVE 63:e3063.

Transcript

Sometimes, in order to identify and study bacteria we first need to isolate and enrich them from a sample. For example, samples obtained from a Winogradsky Column are mixed, meaning they contain multiple species or strains of bacteria, so studying an individual bacterium or enumerating the different kinds present can be challenging. To this end, serial dilution and plating techniques are typically employed to reliably quantify bacterial load and isolate individual colonies.

Serial dilution is a process through which the concentration of an organism, bacteria in this example, is systematically reduced through successive resuspension in fixed volumes of liquid diluent. Usually the volume of the diluent is a multiple of 10 to facilitate logarithmic reduction of the sample organism. For example, one gram of sediment is first removed from the Winogradsky zone of interest and added to 10 milliliters of an appropriate liquid medium. Then, one milliliter of this first dilution is added to another tube containing nine milliliters of medium. The process can be repeated until several different concentrations of bacteria have been prepared. Serial dilution is the key to enumeration of bacteria in this example, since mixed samples from a Winogradsky Column contain an unknown, often large, number of bacteria.

Next, streak plating and spread plating enable the isolation and enumeration of bacteria within a sample, respectively. Streaking is accomplished by introducing a diluted sample to one section of the solid medium supplemented with nutrient, which is divided into thirds. This inoculum is then spread over each third of the plate in a zig-zag pattern. As different sections of the plate are streaked, crossing from the previous sample only once, the sample is spread more thinly. This means that you may only need to streak from one dilution to achieve individual colonies in the later sections. After incubation, the streaked plates allow for observations of colony morphology, information that can help differentiate between different bacterial species.

Alternatively, if the main goal is the enumeration of the bacteria in the sample spread plating may be used. In spread plating, an aliquot of a single sample is spread evenly over the entire surface of solid medium. Typically, because we don’t know the bacterial numbers in the mixed sample, a spread plate is made for each of the dilutions or a representative sample of them. After incubation, enumeration can be performed using these spread plates. Any plates with colony counts fewer than 30 should be discarded, since small counts are subject to greater error. Similarly, any counts over 300 should be discarded because colony crowding and overlapping can lead to underestimation of colony count. If the colony counts of each of these remaining dishes is recorded and multiplied by the dilution factor, and then divided by the volume plated, this yields the colony forming units, or CFUs, per milliliter of suspension. In this video, you will learn how to qualitatively and quantitatively evaluate a sample containing a known bacterium, and the microbial communities contained in various regions of a Winogradsky Column via serial dilution, spread plating, and streak plating.

First, put on any appropriate personal protective equipment including a lab coat, gloves, and goggles. Next, sterilize the workspace with 70% ethanol and wipe down the surface. Next, gather two 500 milliliter Erlenmeyer flasks and label one broth and the other agar. To prepare LB agar solution, mix approximately 6.25 grams of LB agar, three grams of technical agar, and 250 milliliters of distilled water in the flask labeled agar.

Then, prepare LB broth by combining 2. 5 grams of LB media and 100 milliliters of distilled water in the flask labeled broth. After autoclaving the flasks, use a heat resistant glove to remove the flasks from the autoclave and place them in a 40 to 50 degree Celsius water bath. Once the flasks are 50 degrees Celsius, carefully prepare three 100 milliliter aliquots of the broth solution and label each aliquot solution zero. Next, gather 10 sterile petri dishes and label them with the date, name, type of media used, and the Winogradsky Column zone that the organisms will be harvested from. Pipette 15 milliliters of agar from the agar flask into each petri dish. Then, use the pipette tip to remove any bubbles, replace the plate lids, and allow them to solidify on the bench top overnight.

The next day, wipe down the bench top with 70% ethanol. Next, label 10 20 milliliter test tubes T1 through T10 and place them in a rack. Pipette nine milliliters of .45% saline into each tube. Now, cover each of the 10 test tubes loosely with their caps and transfer them to an autoclave-compatible test tube rack. After the cycle is complete, remove the saline blanks using heat resistant gloves and allow them to cool. Store the tubes at room temperature until they have reached approximately 22 degrees Celsius.

To cultivate a known target organism, E. coli in this example, inoculate 100 milliliters of solution zero with a single colony from a previously streaked plate. Then, cover the tube and incubate it over night at 37 degrees Celsius. To evaluate the regions of a Winogradsky Column, add approximately one gram of material from the aerobic zone to T1 and resuspend by vortexing. Then, repeat this process with one gram of material from the anaerobic zone.

Remove the tube containing solution zero inoculated with E. coli from the incubator and shake it. Then, pipette one milliliter of the solution into a T1 test tube and vortex to mix. Remove one milliliter of solution from T1 and transfer it to T2, vortexing to mix. Repeat this process through tube T10. To evaluate the aerobic and anaerobic zones of the Winogradsky Column, remove one milliliter of solution from each of the previously prepared T1 tubes and transfer it to the appropriate T2 tubes. Then, continue the serial dilutions through the T10 tubes as previously demonstrated.

To spread plate, pipette 100 microliters of the diluted sample from each T3 tube on to the corresponding petri dish. Then, use a sterile spreading rod to gently distribute the sample on to the petri dish and replace the plate lid. Repeat this process for the T6 and T9 dilutions, as previously demonstrated. Incubate the plates containing aerobic organisms in a 37 degree Celsius incubator for 24 hours. Incubate the plates containing anaerobic organisms in an anaerobic chamber set to 37 degrees Celsius for 24 hours. The next day remove the T3, T6, and T9 dilution plates from the incubator and the anaerobic chamber and transfer them to the bench top. Working with one plate at a time, glide a sterile inoculating loop across the top of the media in a zig-zag pattern. Then, replace the petri dish lid. Next, rotate the plate by 1/3 and sterilize the loop to reduce the frequency of the previously made zig-zag pattern. Again, after sterilizing the loop, rotate the plate by 1/3, reduce the frequency of the zig-zag pattern one last time, and replace the lid. Repeat this streaking method for the remaining plates, as previously shown. Then, place the streaked plates containing aerobic organisms in a 37 degree Celsius incubator overnight and the streaked plates containing anaerobic organisms in an anaerobic chamber set to 37 degrees Celsius overnight.

Cultures were harvested from the aerobic and anaerobic zones of a seven day Winogradsky Column. Then, the cultures were serially diluted prior to streaking and spreading on LB agar plates. Streaking revealed a mixed population from each of the evaluated Winogradsky zones, and the spread plates produced similar results. A plate streaked from a mixed population will result in bacterial colonies of different shapes, sizes, textures, and colors. In contrast, the streaked and spread plates containing the known organism, E. coli, demonstrated a homologous population. Generally, it is best to calculate CFUs per milliliter using the average colony count of three plates spread with the same sample and dilution factor. Multiply the average number of colonies by the dilution factor and divide by the amount aliquoted. Finally, isolated colonies chosen from each plate can be used in further enrichment assays to determine species identity.

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JoVE Science Education Database. JoVE Science Education. Serial Dilutions and Plating: Microbial Enumeration. JoVE, Cambridge, MA, (2023).