Summary
Elektrofysiologische reacties van olfactorische sensorische neuronen aan geurstoffen kan worden gemeten bij insecten met behulp van enkele sensillum opnames. In deze video artikel zullen we laten zien hoe je een sensillum opnamen in de antennes van de azijn fly uit te voeren (
Abstract
Het gevoel van geur is van essentieel belang voor insecten te vinden voedsel, partners, roofdieren, en ovipositie plaatsen 3. Insect olfactorische sensorische neuronen (OSNs) zijn ingesloten in de sensorische haren genaamd sensilla, die het oppervlak van de reukorganen te dekken. Het oppervlak van elk sensillum is bedekt met kleine poriën, waardoor geurstoffen passeren en oplossen in een vloeistof genaamd lymfe sensillum, die de sensorische dendrieten van de OSNs gehuisvest in een bepaalde sensillum baadt. De OSN dendrieten express geurstof receptor (OR) eiwitten, die bij insecten functioneren als geur-gated ionkanalen 4, 5. De interactie van geurstoffen met de OR of stijgingen of dalingen van de basale vuursnelheid van de OSN. Deze neuronale activiteit in de vorm van actiepotentialen belichaamt de eerste voorstelling van de kwaliteit, intensiteit, en temporele kenmerken van de geurstof 6, 7.
Gezien de gemakkelijke toegang tot deze zintuiglijke haren, is het mogelijk om extracellulaire opnames van enkele OSNs uit te voeren door de invoering van een registratie-elektrode in de sensillum lymfe, terwijl de referentie-elektrode wordt geplaatst in de lymfe van het oog of het lichaam van het insect. In Drosophila, sensilla huis tussen een en vier OSNs, maar elke OSN geeft meestal een karakteristieke piek amplitude. Spike sorteer-technieken maken het mogelijk om stekelige reacties toewijzen aan de individuele OSNs. Deze single sensillum opname (SSR) techniek bewaakt het verschil in potentiaal tussen de sensillum lymfe en de referentie-elektrode als elektrische pieken die worden gegenereerd door de receptor activiteit op OSNs 1, 2, 8. Veranderingen in het aantal pieken in reactie op de geurstof vertegenwoordigen de cellulaire basis van geur codering bij insecten. We beschrijven hier de bereidingswijze die momenteel worden gebruikt in ons lab te SSR te voeren op Drosophila melanogaster en Anopheles gambiae, en laten zien vertegenwoordiger sporen geïnduceerd door de geurstoffen in een sensillum-specifieke wijze.
Protocol
1. Geur verdunningen
- De meeste geurstoffen zijn oplosbaar in paraffine olie. Echter, DMSO of ethanol ook worden gebruikt als alternatief oplosmiddel voor bepaalde geuren. Bereid geschikte verdunningen (bijv. 1:10 volume: volume, v: v) uit zuivere geurstoffen in glazen flesjes. De meeste geur verdunningen zijn stabiel bij kamertemperatuur, maar voor zeer vluchtige stoffen is het beter te werken verdunningen te maken op een wekelijkse basis. Elke sensillum reageert op de verschillende geuren in een andere concentratie bereik. Voor Drosophila, een nuttige look-up tabel voor de juiste concentraties te gebruiken met een bepaalde sensillum kan worden gevonden in zes, zeven.
Voor de video-experiment gebruiken we paraffine olie als oplosmiddel-controle en methylacetaat (10 -6 v: v in paraffine-olie) en 1-octen-3-ol (10 -7 v: v in paraffine-olie) voor Drosophila en Anopheles opnames, respectievelijk. - Met behulp van een schaar, knip de chromatografie papier in 3 mm x 5 cm strips, zodat ze passen binnen pasteurpipetten.
- Pipetteer 30 pi van de gewenste geur op een filtreerpapier strip en plaats deze in de glazen pipet. Snij ~ 3 cm van de luchtleiding buizen en het in het open uiteinde van de pipet te voegen, te sluiten met een connector. De connector wordt gebruikt om de pipet die vervolgens zal worden bevestigd aan de lucht-lijn slang van een luchtpomp wanneer het tijd is om de geur te leveren tijdens het experiment afdichting.
2. Geur leveringssysteem
- Met behulp van een kleine boor, snij een 10 ml plastic serologische pipet (bijvoorbeeld bij de 4 ml markering) en maak twee gaten (bijvoorbeeld bij de -1,5 en -0,5 ml mL tekens), die zal worden gebruikt om de pipetten met de geuren vast te houden. Plaats een 200 pi pipettip in het prikkeldraad koppeling en de invoering van de koppeling in het stompe uiteinde van de pipet van 10 ml. De pipet wordt gebruikt als onderdeel van de levering voor geurstoffen.
- Bevestig de tube op een magnetische voet met een pipet klem en plaats het in de buurt van de microscoop.
3. Slijpen elektroden
- Te slijpen elektroden, bereiden een 0,5 M oplossing van kaliumhydroxide (KOH) en filter het aan fijne deeltjes (bijvoorbeeld met een 45 um filter) te verwijderen. Neem een 20 ml spuit en maak een klein gaatje (~ 2 mm diameter) met behulp van een naald op de muur dicht bij de punt (~ 1 cm van de punt), waarin de elektrische draad is geplaatst (Figuur 1A).
- Vul de spuit met 0,5 M KOH, en klem hem op een stand onder de microscoop, zodat het pinnetje in het gezichtsveld (figuur 1B, C). Steek de elektrische draad in het kleine gat in de muur spuit (Figuur 1B) en zorg ervoor dat de draad niet direct voor de ingang van de spuit. Sluit deze draad aan de kathode van een DC-voeding (bv. Wild Heerbrugg MTR32, zie methoden), of een pool van een AC-voeding (bv. Wild Heerbrugg-LEP 990.018). Bevestig de elektrode houder as op de handleiding micromanipulator aan de rechterkant van de microscoop, en sluit een elektrische kabel aan de basis van de elektrode houder as met een krokodil clip. Sluit de kabel aan de anode van de DC-voeding of de andere pool van de AC-voeding (figuur 1A).
- Steek de wolfraam draad (~ 5 cm lang) in de elektrode houder, en voeg het bij de elektrode houder as op de manipulator. Zet de voeding aan op 6 V, en steek het uiteinde van de draad in de spuit herhaaldelijk om het te slijpen, let daarbij goed op de punt onder de microscoop tijdens het proces (figuur 1C) monitor. Om een ideale elektrode voor het opnemen, plaats 90% van zijn lengte in de oplossing tot een min, en trek hem langzaam uit. Alleen dan plaatst u ~ 50% van de elektrode om verdere dun voor 30 s, en herhaal het aan het uiteinde van de draad aangescherpt (~ 10 keer) te krijgen.
De tip van de elektrode moet fijn genoeg om in de sensillum, maar niet zo fijn als om te buigen wanneer hij het in aanraking komt tijdens de opnames (stappen 6 en 7). Hoewel het kijken naar de elektrode onder de microscoop ontleden terwijl deze wordt verscherpt is een goede indicatie van de dikte, alleen maar te kijken naar het onder de microscoop opname bij een sterke vergroting zal een duidelijk idee of een bepaalde elektrode is geschikt voor het opnemen.
4. Insect prep: Drosophila antenne
- Bouwen van een fly aspirator. Knip een stuk luchtleiding slang lang genoeg is om comfortabel te hangen om je nek (ca. 90 - 120 cm). Snijd de punt van een 200 pi pipetpunt en plaats deze in een uiteinde van de buis. Aan de andere kant, de positie van een ~ 1,5 cm x 1,5 cm stuk gaas, zodat het creëert een fysieke barrière, maar niet voorkomen dat de lucht stroomt uit de buis. Snijd de punt van een 1 ml pipet tip en plaats het bredere uiteinde op de top van de buis opening, het blokkeren van de gaas ertussen. Dit gedeelte zal worden gebruikt op te halen en te manipuleren volwassen azijn vliegt (figuur 2).
- Neem een microscoop glijbaan en een stukje van tandheelkundige was ongeveer in het midden van de lange zijde. Op de top van het positiona dekking van glas een beetje schuin naar boven (~ 30), en zorg ervoor dat de was niet direct onder het bovenste deel, dat visualisatie van de azijn vlieg zou voorkomen onder de microscoop. Trek een glazen elektrode met de verticale puller. De tip moet dun en flexibel genoeg om te passen in tussen de tweede en derde antennaal segment, en houd de antenne stabiel voor de opnames. Plaats de glazen elektrode op een ander stuk van was en plaats deze op de zijkant van het deksel glas, ver genoeg dat wanneer de tip is verlaagd is de hoek van de dekking van glas (Figuur 3A) bereikt.
- Werken vanuit een fles of flacon van volwassen vliegen van de gewenste genotype, pick-up een volwassene azijn vliegen met behulp van de vlieg aspirator. Hoewel de vrouwtjes worden meestal gebruikt vanwege hun grotere omvang, kunnen mannen ook worden gebruikt. Plaats een 200 pi pipettip op de top van de 1 ml tip om de vliegen te vermijden ontsnappen. Blaas in de buis, zodat de vlieg is geduwd tegen het einde van de 200 pi pipetpunt. Trim het brede uiteinde van de pipet tip met het scheermes een paar millimeter afstand van de vlieg zelf, dan plaatst u een aantal wax om de vliegen te voorkomen dat steun uit. Onder een microscoop, knip weer bij het hoofd van de azijn vliegen, met aandacht niet op het dier schade. Met een kleine pipet tip, duw de was aan het vliegen kop kracht uit, zodat ongeveer de helft van de ogen extruderen van de punt (Figuur 3B). Zorg ervoor dat de benen niet naar buiten komen maar ook, of ze kunnen bewegen en interfereren met de opnames.
- Monteer de vlieg op een stuk van was, zijn hoofd naar boven, en plaats het op de dia in de voorkant van het deksel glas. Duw het hoofd tegen de hoek van het glas, zodat de antennes uit te breiden en rust op het glas. Laat de uiteinde van de glazen capillaire tussen de tweede en derde antennaal segment (figuur 3B).
- Verschillende delen van de antenne zal geven toegang tot verschillende sensilla types. Afhankelijk van bijzondere experimentele behoeften, zal de antenne moeten anders worden gericht op toegang tot verschillende types sensilla mogelijk te maken. Om op te nemen van grote basiconic sensilla zoals in ons voorbeeld, is de Arista naar beneden gedrukt op het glas (Figuur 3B).
5. Insect prep: Anopheles maxillaire palpen
- Met behulp van een elektrische afzuiger (figuur 2E), het verzamelen van 40-60 3-5 dagen oud muggen (gemengd mannen en vrouwen) in het kleine plastic kooi (figuur 2F). Muggen moeten zijn gefokt onder normale omstandigheden, dat wil zeggen in een insect couveuse of insectary bij 25-28 ° C met 70-80% luchtvochtigheid. Plaats de kleine plastic kooi met de dieren op het ijs voor ~ 15 min totdat ze worden verdoofd door koude. Nadat de dieren zijn gestopt verplaatsing, overdracht slechts 4-6 dieren naar het podium onder de microscoop op een bepaald moment, het bijhouden van de rest van de dieren op het ijs tijdens de procedures. Hoewel de vrouwtjes meestal gebruikt omwille van hun gevoeligheid voor CO 2, kunnen mannen ook worden gebruikt. Selecteer vrouwelijke of mannelijke muggen, te oordelen naar de structuur van hun antenne (veer-achtige bij vrouwen, filament-achtige bij mannen), en verwijder hun vleugels en poten met fijne tang om ze te immobiliseren. Houd ze in een klein plastic bekertje met een nat papier op de bodem, om te voorkomen dat drogen van.
- Leg twee stukken dubbelzijdige tape (~ 1 cm in lengte) evenwijdig aan elkaar (~ 1 cm uit elkaar), in het midden en aan de zijkant van de dia glas (Figuur 3C). Met behulp van fijne tang, plaats een mug op de centrale tape onder de microscoop ontleden, en zijwaarts draaien en vasthouden zijn lichaam en een oog op de band. Pas de positie van de maxillaire palpen, zodat beide palpen parallel uit te breiden op de tape (Figuur 3D). Bevestig de maxillaire palpen door het plaatsen van dunne snaren (bv. menselijke haren) zowel aan de basis en aan het uiteinde van de palpen (Figuur 3D). De kant tape wordt gebruikt als een opslagplaats voor dunne snaren, terwijl de centrale band moet worden vervangen na elke opname (figuur 3C).
6. Het opnemen van Drosophila melanogaster
- Plaats de schuif onder de microscoop (Figuur 4A) bij een lage vergroting en de positie van de antenne ongeveer in het midden van het gezichtsveld (FOV) (Figuur 4B). Laat het elektroden, zodat de referentie-elektrode is gelegen nabij het oog van de vlieg en de registratie-elektrode in de buurt van de antenne (Figuur 4C). Verhoog de vergroting en re-positie van de antenne in het midden van de FOV (Figuur 4D).
- Plaats de geur levering apparaat dicht bij het hoofd van de vlieg, wijzend naar de antenne.
- Bij een lage vergroting (figuur 4C), plaatst u de referentie-elektrode in het oog van de vlieg. Laat de registratie-elektrode op de top van de antenne, zonder te raken het oppervlak.
- Overschakelen naar een hoge vergrotingsfactor, de controle van de registratie-elektrode met de micromanipulator en plaats deze in een geselecteerde sensillum (Figuur 4D). Elk punt langs de sensillum lengte is goed voor het opnemen. Eenmaal binnen in de sensillum, kan de elektrode verder worden geduwd in (soms helemaal door)het verkrijgen van een betere signaal-ruisverhouding. Zodra de elektrode in de sensillum, kan de spontane activiteit van de cellen worden gedetecteerd.
7. Opname Anopheles gambiae
- Plaats het glaasje onder de microscoop bij een lage vergroting (10x) en de positie van de maxillaire palpen ongeveer in het midden van de FOV en de kop aan de bovenkant (figuur 4E). Draai het podium tot een van de palpen is in een rechte hoek met de registratie-elektrode.
- Stel de hoogte van de elektroden, zodat de referentie-elektrode is geplaatst net boven het oog van de mug en de registratie-elektrode in de buurt van de maxillaire palpen.
- Plaats de geur levering apparaat, zodat deze zo dicht mogelijk bij de palpen.
- Plaats de referentie-elektrode in het oog bij lagere vergroting (10x), en de overstap naar de hogere vergroting (100x), plaatst u de registratie-elektrode in de pen sensillum op de voeler (Figuur 4F). Zodra de elektrode in de sensillum, kan de spontane activiteit van de cellen worden gedetecteerd.
8. Representatieve resultaten
Afhankelijk van de sensillum en de kwaliteit van de opname, kan men onderscheiden verschillende aantallen van olfactorische neuronen binnen een enkel spoor. In de grote basiconic sensilla van Drosophila melanogaster, bijvoorbeeld, moet tussen de 2 en 4 cellen die verschillen in piek amplitude worden weergegeven tijdens de opname 9, 10.
In onze video-experiment, de Drosophila AB2 sensillum toont twee cellen, een A-cel (figuur 5, blauw spikes) en een B-cel (Figuur 5, groen spikes). Geen van beide cellen wordt geactiveerd tijdens het aanbrengen van paraffine olie (figuur 5A), terwijl slechts de A-cel reageert op de 10 -6 verdunning van methylacetaat (Figuur 5B).
In de bovenkaak voeler van de Anopheles gambiae, de gegroefde pin sensillum bevat drie cellen, maar slechts twee zijn gemakkelijk te onderscheiden (figuur 5C, blauw en groen spikes, respectievelijk). In de video-experiment laten we zien hoe de B-cel reageert op een 10 -7 verdunning van 1-octen-3-ol (Figuur 5D).
Figuur 1. Electrode slijper
(A) Algemeen beeld van de elektrode puntenslijper apparaat. (B) De spuit met 0,5 M KOH (links) wordt gebruikt om de elektrode (rechts) te scherpen. (C) Close-up van de elektrode punt naast de opening van de spuit.
Figuur 2. Hoe kan ik een vlieg aspirator en muggen aspirator voor te bereiden
(A) Uitgangsmateriaal:... Lucht lijn plastic buizen, twee knippen pipetpunten, en mesh (B) De vlieg aspirator als het eenmaal is voltooid (C) Detail van het einde dat wordt gebruikt om azijn vliegen te vangen (D) Detail van het andere uiteinde van de vlieg aspirator. (E) De elektrische aspirator voor muggen collectie bestaat uit een hoofdgedeelte en een afneembare plastic kooi. (F) De afneembare plastic kooi voor muggen.
Figuur 3. Het opstellen van een azijn vliegen (Drosophila melanogaster) en een malaria mug (Anopheles gambiae) voor het opnemen van
(A) Afbeelding van een azijn vlieg gemonteerd op de dia voor de positionering van het onder de microscoop. (B) Close-up van de azijn vlieg hoofd met de antenne op zijn plaats gehouden door de glazen capillaire. (C) Foto van een mug gemonteerd op van de dia. (D) Close-up van de mug hoofd met slurf en palpen plakken op de band.
Figuur 4. Opnemen van een azijn vliegen (Drosophila melanogaster) en een malaria mug (Anopheles gambiae)
(A) Zicht op de elektrofysiologie setup. (B) Close-up van de vlieg voorbereiding gemonteerd op de microscoop. Let op de desbetreffende positie van de registratie-elektrode (links), de geur levering systeem (midden pipet), en de registratie-elektrode (rechts). (C) Afbeelding van de vlieg onder de 10x doelstelling. (D) Afbeelding van de vlieg antenne onder het 100x objectief;. big basiconic sensilla (pijlen), afgewisseld onder de niet-zintuiglijke haren (pijlpunten) (E) 10x het oog op een mug gemonteerd voor het opnemen van (F) Hoge vergroting uitzicht op de mug taster en een pin sensillum (pijl). .
Figuur 5. Voorbeelden van opnamen van Drosophila melanogaster enAnopheles gambiae
(A) De AB2 sensillum van Drosophila melanogaster huizen twee sensorische neuronen,.. De A-cel (blauw spikes) en B-cel (groen spikes) (B) De A-en B-cellen tijdens het aanbrengen van 10 -6 methylacetaat (C) De peg sensillum van Anopheles gambiae huizen twee sensorische neuronen, de A-cel (blauw spikes) en B-cel (groen spikes) (D) Toepassing van 10 -7 1-octen-3-ol aan de pin sensillum..
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Olfactorische signalen worden gebruikt door organismen aan voedsel bronnen, mogelijke partners, en roofdieren te identificeren. Olfactorische sensorische neuronen (OSNs) zijn de eerste relais midden tussen externe stimuli en de hogere centra van de hersenen waar de informatie verder wordt verwerkt. In Drosophila melanogaster en Anopheles gambiae, OSNs zijn gemakkelijk bereikbaar en hun elektrische activiteit kan worden gecontroleerd, terwijl gestimuleerd door geur trekjes.
De single sensillum opname (SSR) techniek uitgelegd in deze video is op grote schaal gebruikt voor het opnemen van OSNs en hun elektrische reacties studie aan een groot aantal van de geurstoffen 6, 7. De deorphanization van olfactorische receptoren (OR) 6, 11 en het in kaart brengen van de ultraperifere regio's om specifieke locaties op de Drosophila antenne 9, 12, 13 heeft de SSR-techniek een krachtig hulpmiddel om de elektrofysiologische eigenschappen van bepaalde ultraperifere regio's te analyseren in vivo, als een eerste stap om te begrijpen hoe de externe olfactorische wereld wordt vertaald in elektrische signalen door middel van haar OSNs en uiteindelijk waargenomen door het dier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Type | Company | Catalog Number | Comments |
| Paraffin oil | Odors | Fluka | 76235 | |
| High purity odors (>98%) | Odors | Sigma-Aldrich | Methyl acetate #296996 1-octen-3-ol #74950 |
|
| Filter paper strips | Odors | Fisher Scientific | 05-714-1 | Chromatography paper |
| Connectors | Odors | Cole-Parmer | EW-06365-40 | 1/16x1/8" |
| Glass vials | Odors | Agilent Technologies | 5182-0556 | |
| Air line plastic tubing | Odor Delivery | Python Products | 500PAL | |
| 1 serological pipette | Odor Delivery | Corning | 4101 | 10 mL |
| Plastic tubing | Odor Delivery | Cole-Parmer | EW-06418-0 | 0.050"x0.090"OD |
| Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes | Odor Delivery | Fisher Scientific | 13-678-20A | 5-3/4 inches |
| Programmable stimulus controller | Odor Delivery | Syntech | CS-55 | |
| Anti-vibration table | Electrophysiology Equipment | TMC | 63533 | 36”Wx30”Dx29”H |
| Faraday cage | Electrophysiology Equipment | TMC | MI8133303 | |
| Inverted microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon Instruments | E600FN ECLIPSE | Recording microscope |
| 10x and 100x objectives | Electrophysiology Equipment | Nikon Instruments | 10x Plan Fluor 100x L Plan | |
| Dissecting microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon Instruments | EZ645 | electrode sharpening/insect prep microscope |
| Magnetic stands | Electrophysiology Equipment | Newport Corp. | MODEL 150 | |
| IDAC | Electrophysiology Equipment | Syntech | IDAC-4 | |
| Acquisition software | Electrophysiology Equipment | Syntech | Autospike | |
| 1 macromanipulator | Electrophysiology Equipment | Narishige International | MN-151 | Joystick manipulator Used for positioning reference electrode |
| 1 micromanipulator | Electrophysiology Equipment | EXFO | PCS-6000 | Used for positioning recording electrode |
| Crocodile clip | Electrophysiology Equipment | Pomona | AL-B-12-0 | |
| Electric cable | Electrophysiology Equipment | Pomona | B-36-0 | Test Cable Assembly |
| 2 electrode holders | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode |
| AC probe | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Universal single ended probe (10xAC) |
| Tungsten electrodes | Electrophysiology Equipment | Microprobes | M210 | straight tungsten rods, 0.005x3 |
| Potassium hydroxide | Electrophysiology Equipment | Sigma-Aldrich | 221473 | |
| Syringe | Electrophysiology Equipment | BD Biosciences | 301625 | 20 mL |
| Power supply | Electrophysiology Equipment | Wild Heerbrugg | e.g MTR32 | |
| Vertical puller | Insect prep | Narishige International | PB-7 | |
| Razor blade | Insect prep | VWR international | 55411-050 | |
| Dental wax | Insect prep | Patterson | 091-1503 | |
| Microscope slide | Insect prep | Fisher Scientific | 12-550A | |
| Cover glass | Insect prep | Fisher Scientific | 12-541A | 18X18 #1.5 |
| Polypropylene mesh | Insect prep | Small Parts, Inc. | CMP-0500-B | |
| Glass electrode | Insect prep | Frederick Haer and Co. | 27-32-0-075 | Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm |
| Double-sided tape (3M) | Insect prep | 3M | MMM6652P3436 | Double-sided tape (3M) |
| Forceps | Insect prep | Fine Science Tools | 021x0053 | Dumont #5 Mirror Finish Forceps |
| Small plastic cup | Insect prep | VWR international | 89009-662 | 7 x 5.7 (23/4 x 21/4) |
| Electric aspirator | Insect prep | Gempler’s | RHM200 |
References
- Boeckh, J. Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera). Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).
- Schneider, D., Hecker, E. Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes. Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).
- Touhara, K., Vosshall, L. B. Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors. Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).
- Sato, K. Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels. Nature. 452, 1002-1006 (2008).
- Wicher, D. Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels. Nature. 452, 1007-1011 (2008).
- Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna. Cell. 117, 965-979 (2004).
- Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
- Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. Insect olfactory receptors. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).
- de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. Odor coding in the Drosophila antenna. Neuron. 30, 537-552 (2001).
- Lu, T. Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae. Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).
- Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant. Nature. 427, 212-213 (2004).
- Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. olecular anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system. Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).
- Fishilevich, E., Vosshall, L. B. Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe. Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).
