Summary
Gründliche präklinische Testung von Medikamenten, die in das zentrale Nervensystem wirken oft mit der Beurteilung und den Vergleich von Medikament Bioverteilung in Verbindung mit bestimmten Arten der Verabreichung. Hier sind drei gängige Methoden der systemischen Verabreichung (intravenös, intraperitoneal, und mündlich) sowie eine Methode für die lokale Zustellung (Konvektion-Enhanced Delivery) bei Mäusen nachgewiesen.
Abstract
Gründliche präklinische Testung des zentralen Nervensystems (ZNS)-Therapeutika enthält eine Betrachtung der Verabreichungswege und Agenten Bioverteilung bei der Beurteilung der therapeutischen Wirksamkeit. Zwischen den beiden großen Klassifikationen der Verwaltung, sind lokale vs systemische, systemische Verabreichung Ansätze oft bevorzugt wegen der Verwaltung zu vereinfachen. Allerdings kann die systemische Verabreichung in suboptimal Wirkstoffkonzentration in das ZNS erzielten Ergebnis und führen zu falschen Schlussfolgerungen hinsichtlich Agent Wirksamkeit. Local Drug-Delivery-Methoden sind invasiv, kann aber erforderlich sein, um therapeutische ZNS-Medikamenten zu erreichen. Hier zeigen wir die richtige Technik für drei Routen von systemischen Drug Delivery: intravenöse Injektion, intraperitoneale Injektion und orale Gabe. Darüber hinaus zeigen wir eine Methode zur lokalen Übermittlung an das Gehirn: Konvektion-Enhanced Delivery (CED). Die Verwendung von Fluoreszenz-markierten Verbindungen ist für In-vivo-Bildgebung und Überprüfung der ordnungsgemäßen Drug Administration enthalten. Die Methoden werden anhand von Mausmodellen, kann aber leicht für die Verwendung in Ratten angepasst werden.
Protocol
1. Systemische Delivery Methods
Obwohl die systemische Verabreichung von Medikamenten ist nicht der effizienteste Ansatz für die Erreichung hoher Wirkstoffkonzentrationen im ZNS, sind systemische Lieferungen bequem und von den Patienten gut akzeptiert. Hier zeigen wir Ihnen, geeignete Verfahren für drei routinemäßig eingesetzt systemische Verabreichung Ansätze: intravenöse Injektion, intraperitoneale Injektion und orale Gabe.
A. intravenöse Injektion (Schwanzvene Injection)
- Vor Beginn des Verfahrens sollte das Körpergewicht jede Maus aufgezeichnet werden. Wie bei allen präklinischen Studien sollte das Körpergewicht regelmäßig überwacht werden (zweimal pro Woche oder mehr), um potenzielle Toxizität von Medikamenten zu beurteilen. Nicht mehr als 1% der Maus das Körpergewicht in Volumen sollte ein einziges Mal injiziert werden. Zum Beispiel sollte nicht mehr als 0,2 ml Flüssigkeit in einer 20g-Maus injiziert werden. Alle Flüssigkeiten intravenös injiziert sollte durch eine geeignete Methode sterilisiert werden.
- Die Maus sollte für 5-10 Minuten entweder mit einem Heizkissen oder eine Wärmelampe, die Schwanzvene erweitern erwärmt werden. Bei Verwendung einer Wärmelampe, überwachen die Maus jederzeit Hyperthermie zu vermeiden.
- Die Maus ist eine Haltevorrichtung, die mit der Maus hemmt dabei den Zugriff auf die Schwanzvene (siehe Video) übertragen. In der Maus tail gibt es vier sichtbaren Gefäße: Die Gefäße auf der Rücken-und Seitenflächen sind Adern, und das Schiff auf der Bauchseite ist eine Arterie. Für den Zugriff auf die Schwanzvene, ist der Schwanz der Maus auf die distale Spitze gehalten, und um 90 Grad gedreht, so dass die Vene nach oben zeigt. Die Einstichstelle wird mit einem Alkoholtupfer gereinigt und 28g Insulinspritze eingelegt ist, abgeschrägte Seite nach oben in die Vene (siehe Video). Wenn die Nadel richtig in die Vene gelegt, sollte sie frei und ohne Druck bewegen. Spritzen Sie das Arzneimittel mit gleichmäßigem Druck über 5-10 Sekunden. Wenn eine Blase erscheint auf dem Schluss-, Brems injiziert, da dies bedeutet, dass die Nadel nicht mehr in die Vene.
- Nach der Injektion sanften Druck auf die Injektionsstelle, bis die Blutung aufhört. Dies dauert in der Regel 30-60 Sekunden. Überwachen Sie die Maus für 5-10 Minuten nach der Injektion, um sicherzustellen, dass es keine weiteren Blutungen.
B. intraperitoneale Injektion
- Vor Beginn der Injektion soll das Medikament in eine Spritze an einer 28g Nadel geladen werden. Stellen Sie sicher, dass es Raum in der Spritze zum Zeichnen Sie den Kolben vor der Injektion (z. B. wenn Injektion 200 ul, stellen Sie sicher, dass die Spritze Kapazität 300μL oder höher).
- Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig von seinem Schwanz und legen Sie es auf eine strukturierte Oberfläche, so dass die Maus etwas zu greifen hat. Ein Käfig Deckel ist in der Regel ausreichend. Lassen Sie die Maus an den Körper dehnen und dann mit Ihrer nicht dominanten Hand, fassen Sie die Haut auf dem Rücken der Maus, wobei darauf zu leicht Prise so viel Haut wie möglich zwischen Daumen und Zeigefinger und Mittelfinger (siehe Video). Drehen Sie die Maus um, so dass der Bauch der Maus nach oben zeigt. Wenn die Maus frei bewegen können den Kopf, lassen Sie den Griff und versuchen Sie es erneut, um so zu verhindern, dass während der Injektion gebissen.
- Mit Ihrer dominanten Hand, nehmen Sie die Spritze und die Nadel in einem 30 Grad-Winkel in den linken unteren Quadranten der Maus (siehe Video). Halten Sie die Maus leicht invertiert wird dazu beitragen, die Organe entfernt von der Injektionsstelle. Um sicherzustellen, dass die Nadel in die intraperitoneale Raum ist, zurückziehen auf den Spritzenkolben. Wenn keine Flüssigkeit oder Blut erscheint in der Spritze, dann wird die Nadel nicht in den intraperitonealen Raum und sollte entfernt werden. Wenn keine Flüssigkeit in die Spritze gesaugt wird, dann spritzen die Spritze Inhalte mit gleichmäßigem Druck über 1-5 Sekunden und lassen Sie die Maustaste.
- Überwachen Sie die Maus für 5-10 Minuten nach der Injektion, um sicherzustellen, dass die Maus zu normaler Aktivität zurück.
C. orale Gabe
- Vor Beginn der Injektion, und das Gewicht der Maus. Die maximale Lautstärke, die durch orale Gabe geliefert werden kann, ist 10 ml pro Kilogramm Körpergewicht. Zum Beispiel würde das maximale Volumen für ein 20g-Maus werden 200 ul. Der Versuch, größere Volumina zu injizieren kann in Rückfluss Dadurch wird die dazu führen können unvollständig Drug Delivery. Wenn es notwendig ist, um größere Volumina als oben angegeben zu verwalten, können so viele wie drei Dosen über 24 Stunden verabreicht werden.
- Um zu vermeiden, Punktion der Speiseröhre, ist es wichtig, die Länge der Sonde Nadel für jede Maus zu messen. Halten Sie ein 18g Kugelspitze gebogene Sonde Nadel an der letzten Rippe der Maus, und markieren Sie dann die Länge an der Spitze der Maus den Kopf mit einem Permanent-Marker (siehe Video). Während der Magensonde, wird diese Marke ein Haltepunkt, wie Sie die Nadel in den Mund einführen der Maus verschoben werden.
- Restrain der Maus mit den gleichen Handgriff für eine intraperitoneale Injektion. Legen Sie die Sonde Nadel in den Mund, über die Zunge, und ADVAnce die Nadel durch den Rachen. Stecken Sie nicht die Nadel hinter dem Anhalten zu markieren. Die Nadel sollte reibungslos ablaufen ohne Druck (siehe Video). Wenn Sie Druck begegnen, zu stoppen und ziehen Sie die Nadel zu vermeiden Einspritzen von Fluid in die Lunge.
- Mit der Nadel in Stelle, drücken Sie den Kolben über 1-5 Sekunden und entfernen Sie dann die Nadel im gleichen Winkel, dass es eingefügt wurde. Überwachen Sie die Maus für 5-10 Minuten, aufmerksam auf Anzeichen von Atemnot, die zeigen, dass Flüssigkeit in der Lunge gemacht hat, kann.
2. Local Delivery
Akute Konvektion-Enhanced Lieferung
A. Probe Construction
Ein Rückfluss-resistente CED Kanüle für Nager ist noch nicht im Handel erhältlich. Hier zeigen wir Ihnen eine Methode zur Kanüle Konstruktion, die von einer Methode zuerst von Krauze et al (Krauze 2005) beschrieben angepasst wurde.
- Die Kanüle besteht aus drei Teilen (Abbildung 1): 100 um Durchmesser Kieselsäure Schläuche, durch die der Infusionslösung fließt, eine starre Metall-Nadel für die strukturelle Unterstützung und flexible Teflon-Schlauch für das Laden der Infusionslösung.
- Um die starre Metall-Nadel, mit einer offenen Flamme, die aus Kunststoff auf einem Surflo IV-Katheter (24g Mandrin) schmelzen und mit einer Pinzette entfernen Sie die Nadel aus Metall. Der Rest des Katheters kann verworfen werden. Cut eine Länge von Silica-Schlauch (OD 0.163mm), etwas länger als die Metall-Nadel, mit einem Single-Rasierklinge. Die Rolle der Silica-Schlauch in einen kleinen Tropfen Cyanacrylat enthält, schnell wirkende Kleber (zB Krazy Glue), wobei darauf geachtet, keine Kleber an den Enden der Röhre zu bekommen. Legen Sie die Silica-Schlauch in der Metall-Nadel und lassen Sie für 5 Minuten trocknen lassen.
- Nach dem Trocknen sollte die Silica-Schlauch fest mit der Nadel befestigt werden. Die Enden der Kieselsäure entfernt werden sollen, so dass 2mm von Silica-Schlauch ragt aus dem spitzen Ende der Nadel und 3mm von Silica-Schlauch ragt aus dem flachen Ende (siehe Video).
- Schneiden Sie einen Teil der Teflon-Schlauch 20 cm in der Länge. Rollen Sie die Metall-Nadel in einen kleinen Tropfen Kleber wieder dabei nicht zum Aufkleben auf die Enden der Silica-Schlauch zu bekommen, da dies die Kanüle verstopfen. Legen Sie die Nadel in die Teflon-Schlauch bis zu einer Tiefe von 1 cm. Lassen Sie für 1 Minute trocken. Mit einer Heißklebepistole, einen Tropfen Heißkleber auf die Verbindung zwischen dem Metall-Nadel und die Teflon-Schlauch (siehe Video). Stellen Sie sicher, dass das gesamte Gelenk von allen Seiten bedeckt ist und lassen Sie für mindestens 1 Stunde trocknen lassen. Kanülen kann bis zu einer Woche im Voraus möglich und bei Raumtemperatur gelagert.
B. Infusion Procedure
- Zur Vorbereitung der OP-Bereich, sollten alle Oberflächen mit einem Desinfektionsmittel, wie eine 2% ige Chlorhexidin-Lösung besprüht werden. Sterile OP-Handschuhe sollten während des Verfahrens zu tragen. Die Flächen werden dann mit einem saugfähigen Tüchern abgedeckt. Folgendes sollte in den OP-Bereich platziert werden:
- Heizkissen für Maus Körpertemperatur aufrecht zu erhalten
- Zwei kleine Petrischalen, eine mit 3% Wasserstoffperoxid und einem Gehalt von 2% Chlorhexidin
- Sterile Gaze und Wattestäbchen
- Sterile Einweg-Skalpelle (Number 21)
- Sterile Nadeln 22g
- Maus stereotaktischen Rahmen
- Controlled Rate Spritzenpumpe
- Autoklaviert Mäusehaut Hefter, Heftklammern und Enthefter
- Zum Einrichten der CED Kanüle, fügen Sie eine 1-ml-Spritze mit dem Teflon-Schlauch mit einem Satz von Kunststoff-Spritze Adapter. Die Kanüle sollte der stereotaktischen Rahmen befestigt werden, so dass es senkrecht auf der chirurgischen Oberfläche (siehe Video). Zur Desinfektion der Kanüle, füllen Sie die 1-ml-Spritze mit 70% Ethanol und drücken Sie den Kolben auf die Ethanol durch die Kanüle laufen. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit einer sterilen Kochsalzlösung, und auf eventuelle Lecks um die Kanüle Gelenke. Zur Desinfektion der Außenseite der Kanüle vorsichtig mit einem 70% igem Ethanol wischen wischen.
- Füllen Sie die Kanüle mit steriler Kochsalzlösung und dann zurück ziehen auf Spritze, so dass eine kleine Luftblase in die Kanüle gezogen wird. Diese Luftblase wird der Infusionslösung aus der Kochsalzlösung in die Kanüle zu trennen. Dann tendieren, Ihre Infusionslösung (siehe Video). Die Spritze an die Spritzenpumpe und Pumpe entlüften durch kurzes Laufenlassen der Kanüle.
- Sedate der Maus mit einem injizierten Anästhetikums und bereiten die Haut durch Abtupfen mehrmals (5-10 Sekunden) mit einem Stück steriler Gaze eingetaucht in die 2% Chlorhexidin-Lösung. Ophthalmic Salbe sollte die Maus aufgetragen werden, um ausreichende Feuchtigkeit während des Verfahrens aufrecht zu erhalten. Mit einem sterilen Skalpell, erstellen Sie eine sagittale Schnittführung entlang der Mittellinie des Schädels, etwa 1,5 cm lang (siehe Video). Der Schädel Oberfläche wird dann gereinigt mit einem Wattestäbchen in eine 3% ige Wasserstoffperoxid-Lösung getränkt. Achten Sie darauf, zu vermeiden, Wasserstoffperoxid in den Augen der Maus. Die Naht Linien des Schädels sollte an dieser Stelle deutlich: wenn sie nicht sichtbar sind, sanft Tupfer den Schädel mit einem fresh Wattestäbchen in 3% Wasserstoffperoxid-Lösung getränkt.
- Identifizieren Sie die Bregma (Abbildung 2) und messen Sie dann 2mm nach rechts und 1mm posterior dieser Struktur, um die Infusion Site zu suchen. Mit dem sterilen 22g Nadel, sanft erstellen ein Loch in den Schädel an dieser Stelle durch Drehen der Nadel gegen den Schädel (siehe Video). Vermeiden Sie zwingen die Nadel nach unten gegen den Schädel.
- An diesem Punkt sollte die Maus in der stereotaktischen Rahmen platziert werden und beginnen Erhalt eingeatmet Betäubung (siehe Video). Verwalten der Narkose auf einem niedrigen Niveau (1%) und sorgfältig überwachen die Maus für Veränderungen in der Atemfrequenz, die Anpassung der Narkose entsprechend.
- Position der Kanüle über den Schädel Loch und senken Sie dann 3 mm unterhalb der Kopfoberfläche. Beginnen Sie die Infusion mit den folgenden Raten und Laufzeiten:
0,1 ul / min für 5 Minuten 
0,2 ul / min für 5 Minuten 0,5 ul / min für 5 Minuten 0,8 ul / min für 7,5 Minuten OFF für 1 Minute - Am Ende der Infusion langsam entfernen Sie die Kanüle und Tupfer des Schädels mit 3% Wasserstoffperoxid. Bewerben sterile Knochenwachs, um das Loch (siehe Video). Mit einer Pinzette, ziehen die Haut zusammen über den Schädel und heften sich zu schließen. Buprenorphin sollte für post-operative Schmerzlinderung verabreicht werden.
- Überwachen Sie die Maus nach der Operation, bis er das Bewusstsein wiedererlangt und Mobilität. Aufgrund der Länge des Verfahrens, kann es bis zu einer Stunde für die Maus, um volle Aktivität wiederzugewinnen. Während dieser Zeit die Maus Käfig auf einem Heizkissen zu vermeiden, Hypothermie und nicht Haus der Erholung Maus mit anderen aktiven Mäusen.
- Hautklammern sollten entfernt werden eine Woche nach der Operation.
C. In Vivo Imaging
Fluoreszenzmarkierten Infusionslösung kann nach CED Verwaltung abgebildet werden, und können auf Veränderungen in der Signalintensität sowie Signal Lage überwacht werden. In der Regel ist es am besten 2-3 Stunden nach der Infusion zu Bild warten, um damit die Maus, um aus der Infusion zu erholen.
- Für Anästhesie während der Bildgebung, verwenden Sie ein niedriges Niveau eines inhalativen Narkosemittel. Bewegen Sie die Maus, dorsale Seite nach oben in einem bildgebenden Station (zB IVIS Lumina, Caliper Life Sciences, Alameda, CA). Mit einem entsprechenden Filter-Einstellung für die Fluor, dass belichtet wird, erwerben Sie ein Bild. Für CED sollte eine erfolgreiche Infusion zeigen das meiste Material in das Gehirn in der Nähe der Injektionsstelle (Abbildung 3).
3. Repräsentative Ergebnisse
Ein Mangel an Nebenwirkung der Gabe von Therapie ist ein wichtiger Indikator für eine erfolgreiche Injektion. Zum Beispiel folgende Schwanzvene Injektion sollte es keine Veränderung im Aussehen (zB Größe, Farbe) des Schwanzes werden. Eine Blase oder Blase folgenden Schwanzvene Injektion würde bedeuten, subkutane, anstatt intravenös, Lieferung der Therapie. Für intraperitoneale Injektionen, kann eine Beule auf der Haut oder Verfärbung des Bauches zeigen subkutane Injektion oder Schäden an inneren Strukturen. In orale Gabe, arbeitete eine Maus mit Atmen oder Husten kann darauf hindeuten, dass Flüssigkeit in die Lunge injiziert wurde, anstatt in den Magen.
Für CED ist die neurologische Funktion für die Beurteilung der erfolgreichen Verwaltung der Therapie wichtig. Eine Maus, die ausstellenden Anfälle oder Hemiparese ist, kann eine falsche Infusion erhalten haben. Wenn eine fluoreszierende Infusionslösung verwendet wird, kann in-vivo-Bildgebung zur Beurteilung der erfolgreichen Verwaltung (Abbildung 3) angewendet werden. Wenn die Infusionslösung nicht an der Injektionsstelle lokalisierte, wurde die Infusion nicht erfolgreich.
Abbildung 1: CED Kanüle und OP-Set-up. Die Grundelemente der Konvektion-enhanced Lieferung OP-Set-up gezeigt. Eine Mikroinjektion Pumpe (A) ist es, die Infusionskanüle beigefügt (B, gezeigt oben vergrößert). Ein stereotaktischen Rahmen (C) wird verwendet, um die Sonde Position. Dieses Bild enthält keine Heiz-und Anästhesie-Utensilien auch während des Verfahrens verwendet.
Abbildung 2: Maus Schädel Nahtlinien. Der CED Infusionsstelle (roter Stern) kann durch die Identifizierung der Schnittpunkt der sagittalen und koronaren Nähte (Bregma) und dann die Messung 2mm lateral und 1mm hinteren Teil des Bregma liegen.
Abbildung 3: Repräsentative Ergebnisse aus Erfolgreiche CED. Liposomes mit weit rot fluoreszierenden Farbstoff markiert wurden in das Gehirn der Maus mit CED infundiert und abgebildet in vivo und ex vivo. Eine erfolgreiche Infusion zeigt ein Fluoreszenz-Signal lokalisiert an den Ort der Infusion sowohl in vivo (A) und ex vivo (B). Das Signal sollte die Infusion Hemisphäre ohne Leckage in der kontralateralen Hemisphäre lokalisiert werden.
Abbildung 4: Repräsentative Image of Erfolgreiche CED in den Rat Hirnstamm. Fluoreszenzmarkierten Liposomen wurden in der Ratte Hirnstamm infundiert. Bei Ratten können so viel wie 20 &mgr; l infundiert werden. Die erhöhte Dicke der Ratte Schädel und Tiefe der Injektion in vivo-Bildgebung ausgeschlossen, aber richtige Infusion Lage könnte durch Ex-vivo-Bildgebung des Gehirns seziert überprüft werden.
Discussion
Präklinische Beurteilung der Wirksamkeit eines therapeutischen Wirkstoffs muss berücksichtigt pharmakologischen Eigenschaften des Erregers und das Zielgewebe des Interesses zu nehmen. Während systemische Methoden der Verwaltung im Allgemeinen sind leicht und von den Patienten besser vertragen, die Selektivität der Blut-Hirn-Schranke erfordert häufig lokale Auslieferung der Therapie zur Behandlung von ZNS-Erkrankungen. CED: Hier haben wir eine Methode zur direkten Abgabe an das Gehirn nachgewiesen. Andere Formen der lokalen Übermittlung an das Gehirn sind direkte Verabreichung an den Liquor, intratumorale Bolus-Injektion, und ventrikuläre Injektion. Für diese Verfahren ist Diffusionsfähigkeit von therapeutischen entscheidender Bedeutung, mit einer schlechten Diffusionsgrenzstrombereich der Region der Berichterstattung auf wenige Millimeter an der Injektionsstelle (Jain 1989, Bobo 1994). Im Gegensatz dazu nutzt CED positive Druck auf den Bereich der Verteilung von Medikamenten (Bobo 1994) zu erhöhen, während noch Therapien ermöglichen gezielt auf bestimmte neuroanatomische Strukturen. In unserem Labor haben wir erfolgreich durchgeführt in den Hirnstamm sowie in den caudatus Putamen bei Nagetieren (Abbildung 4) CED.
Die Fähigkeit zur Durchführung CED in Nagermodellen immer wichtiger geworden in Verbindung mit zunehmenden Interesse an der Maximierung therapeutische Wirksamkeit bei der Behandlung von verschiedenen Arten von ZNS-Erkrankungen. CED lassen sich eine Vielzahl von Wirkstoffen, einschliesslich gereinigte Proteine, Medikamente aus kleinen Molekülen und Viren (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007) zu liefern. Das Spektrum der Krankheiten, die mit CED behandelt werden können, gehören Krebserkrankungen des zentralen Nervensystems (Yamashita 2007) sowie neurodegenerativen Erkrankungen wie Morbus Parkinson (Gill 2003). Da CED Forschung weiter ausgebaut wird, die Notwendigkeit in-vivo-Bildgebung von CED-Therapie verabreicht wird ähnlich zu. Während die Fluoreszenz-Bildgebung zeigte sich hier wahrscheinlich nicht durch den menschlichen Schädel zu sehen, sind andere Methoden unter Verwendung von Co-Infusion von MRI-Kontrastmitteln (Dickinson 2008) das Interesse für die Beurteilung der Anwendbarkeit für die Überwachung der Infusionen bei Patienten mit ZNS-Erkrankung.
Disclosures
Alle Verfahren gezeigt, hier wurden von der UCSF Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt.
Acknowledgments
NS65819 (CDJ, TO), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, TO), CIRM DR1-01426
Wir möchten Raquel Santos für die technische Unterstützung danken.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2% Chlorhexidine | Fisher Scientific | NC9756995 | AKA Nolvasan” |
| 20g Needle | BD Biosciences | 305175 | |
| 28g Needle (with syringe) | Fisher Scientific | 22-004-270 | AKA Insulin Syringe |
| 3% Hydrogen Peroxide | Fisher Scientific | H312P-4 | Store away from light |
| Cotton Swabs | Fisher Scientific | 23-400-100 | Autoclave before use |
| Cyanoacrylate-based Adhesive | Fisher Scientific | NC9592632 | AKA Krazy Glue” |
| Disposable Scalpels | Feather Safety Razor Co, Ltd. | 2975 | No. 21 |
| Gauze | Fisher Scientific | 22028563 | Autoclave before use |
| Heating Pad | Dunlap | HP950 | |
| I.V. Catheter | Fisher Scientific | 14-841-20 | |
| Infusion Pump | BASi | MD-1000, MD-1001 | |
| Living Image Software | Caliper Life Sciences | Contact for Quote | |
| Ophthalmic Ointment | Cardinal Health | 1272830 | AKA Akwa Tears” |
| Plastic Syringe Adaptors | Upchurch Scientific | P-604, P-200NX, P-215X, P-630 | Fits on Luer Lock Syringes |
| Silica Tubing | Polymicro Technologies | 2000020 | |
| Skin Stapler, Staples, Remover | Stoelting Co. | 59020 | |
| Stereotaxic Frame | Stoelting Co. | 51725 | |
| Teflon Tubing | Upchurch Scientific | 1520 | |
| Xenogen Lumina | Caliper Life Sciences | Contact for Quote |
References
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