Summary
Cet article présente une manipulation pour traiter la compression chronique du ganglion de la racine dorsale chez le rat à l’aide d’une thérapie Tuina, ainsi qu’une méthode d’évaluation de son efficacité basée sur le comportement de la douleur et les résultats histopathologiques.
Abstract
La douleur neuropathique est une affection répandue qui touche 6,9 à 10 % de la population et résulte de lésions nerveuses dues à diverses étiologies, telles que la hernie discale lombaire, la sténose du canal rachidien et la sténose du foramen intervertébral. Bien que le Tuina, une thérapie manuelle traditionnelle chinoise, ait montré des effets analgésiques dans la pratique clinique pour le traitement de la douleur neuropathique, ses mécanismes neurobiologiques sous-jacents restent flous. Les modèles animaux sont essentiels pour élucider les principes de base du Tuina. Dans cette étude, nous proposons un protocole standardisé de Tuina pour les rats avec compression du ganglion de la racine dorsale (DRG), qui consiste à induire une compression DRG en insérant une tige en acier inoxydable dans le foramen intervertébral, en effectuant une manipulation de Tuina avec des paramètres spécifiques de localisation, d’intensité et de fréquence dans un environnement contrôlé, et en évaluant les résultats comportementaux et histopathologiques du traitement Tuina. Cet article discute également des implications cliniques potentielles et des limites de l’étude et suggère des orientations pour les recherches futures sur Tuina.
Introduction
En milieu clinique, il est fréquent d’observer des douleurs neurologiques pathologiques causées par la compression des racines nerveuses pour diverses raisons. La forme la plus typique de cette douleur neuropathique est la hernie discale lombaire (LDH), qui est souvent persistante, récurrente et difficile à guérir. Environ 9 % de la population mondiale est touchée par la LDH, ce qui entraîne des charges sociales et économiques importantes1. L’incidence de ce type de douleur neuropathique augmente chaque année, avec une tendance vers des patients plus jeunes, en raison des changements dans la production humaine et le mode de vie2. Malgré l’utilisation d’analgésiques non stéroïdiens, les symptômes des patients ne peuvent pas être complètement soulagés. En conséquence, les thérapies alternatives, telles que le Tuina, pour traiter la douleur causée par la LDH ont attiré de plus en plus l’attention.
La thérapie par Tuina, une forme de traitement conservateur de la LDH, est largement recommandée dans divers guides de pratique clinique dans le monde entier pour prévenir et traiter les douleurs lombaires 3,4. La recherche a montré que le Tuina peut réduire considérablement les facteurs inflammatoires tels que les taux sériques d’IL-6 et de facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α) chez les patients atteints de LDH tout en améliorant la douleur et l’altération de la fonction lombairedes patients 5. Cependant, le mécanisme spécifique derrière les effets analgésiques de la thérapie Tuina reste incertain.
Les modèles animaux sont un outil précieux pour l’étude des douleurs neuropathiques causées par la LDH6. Ils permettent d’effectuer des mesures comportementales pour évaluer l’efficacité de la thérapie Tuina et fournissent des échantillons de la physiologie pathologique de la LDH. Par exemple, des échantillons des ganglions de la racine dorsale de la cuisse peuvent être prélevés pour vérifier les changements dans les cellules ganglionnaires de la racine dorsale. La compression chronique du modèle de ganglion de la racine dorsale (CCD) est couramment utilisée pour évaluer la physiologie pathologique de la LDH, car elle provoque des dommages à la morphologie des cellules ganglionnaires de la racine dorsale qui sont compatibles avec les changements pathologiques observés dans les cas cliniques de compression nerveuse causée par une hernie discale7.
De nombreux chercheurs ont mené plusieurs expériences sur des animaux sur l’analgésie par acupression 8,9,10. Cependant, lors de la mise en œuvre d’opérations d’acupression sur des modèles animaux, ils imitent souvent l’acupression humaine. L’effet thérapeutique de l’acupression est affecté par des facteurs tels que la taille, la fréquence et la direction de la force appliquée11,12,13. Si l’expérience ne dispose pas d’une norme d’acupression unifiée, telle que la force, la fréquence et la durée de l’opération, cela peut entraîner un écart dans les résultats expérimentaux. Cet article présente un ensemble de plans de traitement d’acupression basés sur les caractéristiques des rats CCD et favorise le développement d’opérations d’acupression standardisées dans des modèles animaux.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Ce travail a été réalisé au Laboratoire de la douleur de l’Institut de neurobiologie de l’Université Fudan. Les expériences ont été approuvées et strictement respectées les directives pour la protection des animaux de laboratoire établies par l’Association internationale pour l’étude de la douleur (LASP) pour toutes les interventions chirurgicales et la manipulation des animaux. Des rats Sprague-Dawley (SD) de qualité propre, composés de 32 mâles âgés de 40 à 50 jours, d’un poids moyen de 220 ± 1,38 g, ont été utilisés pour la présente étude. Ces rats ont été obtenus auprès du Centre d’expérimentation animale de l’Académie des sciences de la vie de Shanghai, Académie chinoise des sciences. Les animaux ont été correctement soignés et logés dans une pièce dédiée avec une ventilation indépendante, une température régulée (22 ± 1 °C) et une humidité (40%-50%). Les rats avaient accès à de la nourriture et de l’eau adéquates dans leurs cages. La salle des animaux de laboratoire a suivi un cycle lumière-obscurité de 12 heures pour maintenir la régularité des rythmes circadiens des rats, et le personnel désigné a régulièrement remplacé le rembourrage. La radiographie a été réalisée au département de radiologie de l’hôpital de médecine traditionnelle chinoise et occidentale intégrée de Yueyang, affilié à l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai.
1. Participants à l’étude et regroupement
- Assignez 32 rats en quatre groupes : naïf (contrôle), simulacre (opération fictive), CCD (compression ganglionnaire chronique de la racine dorsale) et CCD + Tuina (8 rats/groupe). Les rats avaient libre accès à la nourriture et à l’eau dans les animaleries.
REMARQUE : Les rats naïfs n’ont pas eu d’intervention, tandis que le groupe fictif a subi la même intervention chirurgicale que les rats du groupe CCD, mais sans laisser une tige en acier inoxydable en forme de « L » dans le foramen intervertébral L4 et L5. Les rats du groupe CCD ont subi une chirurgie chronique complète de compression ganglionnaire de la racine dorsale. Les rats du groupe CCD + Tuina ont reçu une thérapie par tuina à partir du quatrième jour après la chirurgie CCD.
2. Etablir un modèle animal
- Administrer de l’isofluorane pour anesthésier les rats. Une fois que les rats ont perdu conscience (pas de réflexe de mouvement de la queue ou de flexion des jambes), rasez les poils de la zone chirurgicale à l’aide d’un rasoir.
REMARQUE : Des analgésiques ont été appliqués 15 minutes avant la chirurgie et des rats ont été injectés par voie sous-cutanée avec du tramadol 20 mg / kg. - Fixez le rat sur une planche de mousse (voir le tableau des matériaux) et utilisez des élastiques pour fixer ses membres et ses incisives. Essuyez la zone préparée avec une préparation stérile d’une alternance d’alcool et d’iode pendant au moins 3 cycles.
- Insérez la sonde en forme de « L » (voir le tableau des matériaux).
- Utilisez des ciseaux pour faire une incision de 2 à 3 cm à travers la peau, le fascia superficiel et le fascia profond couche par couche. Tout d’abord, localisez l’épine iliaque antéro-supérieure, qui correspond à la cinquième colonne lombaire. Ensuite, localisez séquentiellement les troisième et quatrième apophyses épineuses.
- Serrez l’apophyse épineuse avec une pince dentée et soulevez-la pour permettre aux ciseaux d’être près du côté droit de l’apophyse épineuse et coupez le muscle attaché au côté droit de l’apophyse épineuse.
- Ensuite, disséquez sans ménagement le muscle attaché à la surface externe de la plaque vertébrale jusqu’à ce qu’il y ait une résistance du côté droit. La saillie est l’articulation zygapophysaire. De même, disséquez carrément le muscle et le fascia de l’articulation zygapophysaire.
REMARQUE : L’apophyse transversale pointant vers la direction de la tête du rat sera touchée en premier dans la partie inférieure de l’avant externe de l’articulation zygapophysaire. Sous l’apophyse transverse se trouve le foramen intervertébral, qui est rempli de racines nerveuses et de tissus mous environnants et n’est généralement pas facile à trouver. - Tout d’abord, utilisez une sonde en forme de « L » pour déterminer la position du foramen intervertébral, puis utilisez une tige en acier inoxydable en forme de « L » (qui doit être fabriquée avec un diamètre de 0,4 mm et une longueur de 4 mm) pour l’insérer dans le foramen intervertébral.
- Si le ganglion de la racine dorsale est comprimé avec succès, le rat présentera un mouvement de la queue et un réflexe de flexion des pattes. Insérez la tige en acier inoxydable dans les quatrième et cinquième foramens intervertébraux lombaires. Ensuite, suturez (3-0, voir le tableau des matériaux) le muscle, le fascia et la peau couche par couche.
- Placez le rat dans une boîte thermostatique jusqu’à ce qu’il se réveille. Après le réveil, observez si la fonction du membre postérieur droit du rat est normale. S’il y a traînage, cela signifie que l’opération a blessé les nerfs moteurs et que le rat doit être jeté. Si la fonction du membre postérieur droit est normale, le rat peut être utilisé et placé dans une cage pour se nourrir.
3. Thérapie Tuina
- Établissez un environnement confortable : avant de commencer le traitement par Tuina, acclimatez le rat dans la contention pendant 30 minutes pour lui permettre de s’adapter (Figure 1). Cet appareil permet d’exposer complètement la cuisse du rat et de l’immobiliser, facilitant ainsi les manœuvres de Tuina (voir Tableau des matériaux).
REMARQUE : La température dans la salle de traitement doit être maintenue entre 22 et 26 °C et l’humidité doit être comprise entre 40 % et 50 %. - Standardisation du Tuina : s’assurer que les thérapeutes portent des manchons sans fil capables de surveiller la pression et la fréquence du Tuina et de fournir des données de rétroaction en temps réel. Tout d’abord, pratiquez le Tuina avec les données de rétroaction des manchons de doigts, en ajustant la force à 5 N et la fréquence à 2 Hz. Ensuite, effectuez les mêmes manœuvres sur les rats, en maintenant une force et une fréquence constantes tout au long de la procédure (Figure 2).
REMARQUE : Sur la base de nos travaux précédents, la force de pression optimale calculée est de 5 N (voir la section Discussion pour plus de détails). - Identifiez le point d’acupuncture : sélectionnez le muscle gastrocnémien du membre postérieur droit comme zone Tuina du rat, à la jonction des deux têtes du muscle gastrocnémien, approximativement à l’emplacement de BL5714.
- Effectuer le Tuina : assurez-vous que le thérapeute fait face à la face postérieure de la cuisse du rat et tient le membre postérieur droit du rat avec son membre supérieur droit. Positionnez le pouce verticalement sur le point d’acupuncture BL57 et assurez-vous que l’avant-bras et les doigts exercent une force pour effectuer un mouvement rotatif rythmique à petite portée tout en appliquant une pression de 5 N (Figure 3).
- Pendant le traitement, assurez-vous que la force et la fréquence de la rétroaction de manipulation correspondent aux valeurs prédéfinies. Initier l’intervention à partir du quatrième jour après la chirurgie, avec Tuina effectué une fois par jour pendant 15 min, en continu pendant 18 jours.
4. Tests comportementaux pour la douleur
REMARQUE : Des tests comportementaux ont été effectués avant la modélisation, après la modélisation, le jour d’intervention 1, le jour d’intervention 3, le jour d’intervention 7, le jour d’intervention 14, le jour d’intervention 17 et le jour d’intervention 21.
- Effectuez le seuil de réponse à la stimulation mécanique (seuil de retrait de la patte, PWT) en suivant les étapes ci-dessous (Figure 4).
- Utilisez la méthode de von Frey pour tester le seuil de réponse de la stimulation mécanique dans les pattes des rats. Placez les rats dans un compartiment en verre trempé transparent mesurant 20 cm × 10 cm × 20 cm, qui a été placé sur un support grillagé métallique avec des ouvertures de 10 mm × 10 mm à une hauteur de 40 cm. Maintenez la température ambiante entre 23 ± 2 °C et l’environnement environnant calme.
- Mesurez le seuil de retrait mécanique avec des fibres électroniques de Von Frey (voir tableau des matériaux). Stimulez le centre de la patte du rat jusqu’à ce qu’il bouge sensiblement, par exemple en levant la patte ou en l’évitant. La machine enregistre automatiquement la valeur de pression maximale (N).
- Attendez 15 s ou plus avant de stimuler à nouveau le même rat. Gardez chaque stimulation en dessous de 5 s pour éviter la sensibilisation tactile dans les pattes du rat. Répétez le test cinq fois jusqu’à ce que les trois mesures consécutives diffèrent de moins de 10 N.
- Effectuez une latence de retrait des pattes (PWL) en réponse à une stimulation thermique (Figure 5).
- Évaluer la PWL à l’aide de la méthode Hargreaves15,16. Placez les rats dans une petite chambre en verre trempé transparent, mesurant 20 cm x 10 cm x 20 cm, avec un couvercle en verre transparent avec un trou d’aération. Chauffez la zone centrale du couvercle en verre à 45 °C à l’aide d’une plaque chauffante jusqu’à ce qu’elle atteigne une température stable.
- Pendant la phase de test comportemental, acclimatez les rats au laboratoire comportemental pendant au moins 2 heures chaque jour afin de minimiser l’impact des facteurs environnementaux sur les résultats des tests.
- Avant les tests formels, placez les rats dans le laboratoire comportemental pendant 30 minutes pour leur permettre de s’adapter à l’environnement et de réduire les interférences.
- Chauffez la plaque chauffante à 45 °C et placez les membres postérieurs du rat sur la plaque chauffante.
- La latence de retrait de la patte (PWL) a été définie comme le temps écoulé entre le début de l’échauffement et l’apparition du réflexe de retrait de la patte en réponse à la stimulation thermique. Dans chaque test, testez le même membre postérieur trois fois de suite et la valeur moyenne pour obtenir la latence de réponse de ce membre postérieur. Après les tests, remettez les rats dans leurs cages pour les nourrir.
5. Perfusion
- Préparation : préparer à l’avance une solution saline à 0,9 % et une solution de paraformaldéhyde à 4 %. Placez la solution saline dans un four réglé à une température constante de 37 °C et conservez la solution de paraformaldéhyde au réfrigérateur à 4 °C pour une utilisation ultérieure.
- Effectuer l’anesthésie et établir l’accès.
- Commencez par injecter 25 % d’uréthane (0,6 mL/100 g, voir le tableau des matériaux) dans la cavité abdominale du rat pour induire une anesthésie profonde. Attendez jusqu’à ce qu’aucun réflexe d’orteil, de cornée ou de rotation ne soit observé. Fixez le rat sur une planche en mousse.
- Coupez le thorax avec des ciseaux et ouvrez la peau et le fascia couche par couche. Coupez le diaphragme et coupez les côtes des deux côtés pour exposer complètement le cœur. Séparez soigneusement le péricarde. Séparez les poumons du cœur.
- Utilisez des pinces pour tirer et exposer l’aorte en tirant le cœur vers soi. Alignez l’aiguille, le ventricule gauche et l’aorte en ligne droite et sur le même plan horizontal. Insérez ensuite l’aiguille du ventricule gauche dans l’aorte jusqu’à ce que l’aiguille soit visible à l’intérieur de l’aorte.
- Utilisez une pince pour serrer l’aorte et l’aiguille à l’intérieur de l’aorte, puis coupez l’oreillette gauche avec des ciseaux. À ce moment-là, une grande quantité de sang jaillira de l’oreillette gauche. Ouvrez la vanne de la solution saline et connectez l’injection de solution saline à une solution saline perfusée à 37 °C, pour un total d’environ 150 à 200 mL.
- Une fois la perfusion saline terminée, passer à la solution de paraformaldéhyde à 4 % et perfuser avec une solution de paraformaldéhyde à 4 % pour un total d’environ 400 mL à 4 °C. Au début de la perfusion de paraformaldéhyde, tenez les dents de devant du rat avec une pince et tirez-les vers l’avant, tout en tenant la queue d’une main et en la tirant vers l’arrière, ce qui est avantageux pour étendre complètement la colonne vertébrale et augmenter le foramen intervertébral pour faciliter le prélèvement DRG.
- Pendant la perfusion, le foie, le mésentère et le grand épiploon du rat pâlissent progressivement jusqu’à ce que le foie devienne rigide. Ensuite, ralentissez le débit et ajustez-le à environ 2 gouttes par seconde jusqu’à ce que tout le paraformaldéhyde soit perfusé.
6. Collecte des ganglions de la racine dorsale
REMARQUE : Après la perfusion, coupez rapidement la section lombaire de la colonne vertébrale du rat. Localisez les foramens intervertébraux L5 et L4 en reliant les points les plus élevés de la crête iliaque des deux côtés à l’apophyse épineuse lombaire L5 à l’aide de cette méthode de positionnement, et retirez le ganglion de la racine dorsale du foramen intervertébral. La méthode de collecte spécifique est la suivante :
- À partir de l’entrée du canal rachidien (canal rachidien thoracique), insérez les ciseaux dans le canal rachidien et coupez la lame des deux côtés jusqu’à ce que toutes les lames puissent être complètement retirées, exposant ainsi tout le canal rachidien.
REMARQUE : Veillez à ne pas endommager la moelle épinière et les racines nerveuses à l’extérieur du canal rachidien lorsque vous coupez les lames. - Retirez délicatement la moelle épinière et le ligament longitudinal postérieur. Séparez la dure-mère attachée au trou interne du foramen intervertébral.
- Utilisez une pince ophtalmique pour serrer et retirer le ganglion de la racine dorsale, qui a la forme d’une perle et est légèrement jaunâtre.
REMARQUE : En raison de la fragilité et de la faible ténacité du tissu nerveux, il est nécessaire de saisir la force et la direction de traction lors de l’extraction du ganglion de la racine dorsale et de ne pas utiliser la force brute. - Lorsque vous retirez le ganglion de la racine dorsale, assurez-vous de nettoyer à l’avance les tissus mous environnants, y compris la dure-mère et l’arachnoïde, pour faciliter la traction en douceur du ganglion de la racine dorsale.
- Placez le ganglion de la racine dorsale sur du papier absorbant, coupez l’axone avec une lame et nettoyez les vaisseaux sanguins à la surface du ganglion de la racine dorsale.
- Après la coupe, pesez le ganglion de la racine dorsale et plongez-le dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % avec une concentration de 4 % et une température de 4 °C pendant un temps suffisant, généralement environ 2 à 4 h, puis transférez le ganglion de la racine dorsale dans une solution de saccharose PB à 10 %, 20 % et 30 % (4 °C) préparée à l’avance pour une déshydratation progressive.
7. Cryosection
- Commencez par placer le ganglion de la racine dorsale dans une solution de PBS à 0,01 M. Secouez-les pendant 10 min, puis rincez la solution de saccharose. Coupez soigneusement les fibres axonales des deux segments des ganglions de la racine dorsale. Nettoyez la tête de congélation de la machine de cryosectionnement et ajoutez-y le composé de température de coupe optimale (OCT) (voir le tableau des matériaux).
- Placez la tête de congélation sur la surface d’une coque métallique contenant de l’azote liquide, attendez que le tissu soit gelé, retirez-le et coupez-le à plat. Après cela, placez la tête de congélation sur la base de la trancheuse. L’épaisseur des tranches des ganglions de la racine dorsale doit être de 15 mm. Disposez les fines tranches dans une boîte en bois dans l’ordre et conservez-les au réfrigérateur à -20 °C, à l’abri de la lumière.
8. Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine
- Placez les sections 2 min dans du xylène, et déshydratez-les dans une série d’alcools, y compris 100%, 95%, 80% et 70%, pendant 2 min chacune. Placez ensuite les sections 2 min dans de l’eau distillée, 1 min dans de l’hématoxyline, effectuez 5 min de rinçage à l’eau du robinet et effectuez la différenciation dans une solution d’alcool salin à 1% pendant 30 s, suivie de 30 s dans du carbonate de lithium saturé.
- Ensuite, placez les tranches 2 min chacune dans de l’eau distillée et de l’eau du robinet, 5 min dans une solution d’éosine (0,5%), un rinçage rapide de 1 min dans de l’eau distillée, deux séries de 2 min chacune dans de l’alcool à 95% et 100%, 30 s dans du xylène 100% additionné de bicarbonate de sodium, trois séries de 3 min chacune dans du xylène, et enfin, sceller avec du baume neutre (voir le tableau des matériaux).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
La thérapie Tuina peut aider à réduire les seuils de stimulation mécanique et thermique des rats causés par la modélisation CCD
Après 17 jours de traitement par Tuina, une différence significative a été observée dans les seuils de TPP entre les rats CCD recevant un traitement par Tuina et le groupe CCD non traité (P = 0,021, <0,05) (Figure 6 et Tableau 1).
Les rats du groupe CCD recevant un traitement par Tuina ont montré une amélioration du seuil de douleur dès le début du traitement, et une différence significative dans le seuil de douleur thermique a été constatée entre le groupe CCD et le groupe recevant un traitement par Tuina à partir du 14e jour après la modélisation (P = 0,0047, 0,0056, 0,0049 < 0,01) (Figure 7 et Tableau 2).
L’application de la thérapie Tuina n’a pas amélioré la nécrose cellulaire causée par le modèle CCD
D’après la coloration HE des ganglions de la racine dorsale, le groupe de rats CCD, qui a été soumis à une compression physique avec une tige en acier inoxydable en forme de « L », a subi des dommages à la membrane cellulaire et une apoptose (Figure 8). En revanche, le groupe témoin de rats avait des bords bien définis, des contours de neurones intacts et des corps cellulaires complets (Figure 9). Dans le groupe CCD + Tuina, certains contours des neurones dans les ganglions de la racine dorsale des rats étaient incomplets (Figure 10).
Figure 1 : Dispositif de contention pour rats. Il s’agit d’un appareil artisanal fabriqué par l’Université de Tongji, qui peut immobiliser efficacement les rats et exposer complètement leurs membres postérieurs. La vis argentée contrôle le déflecteur qui maintient la queue du rat et retient le rat. La vis noire ajuste l’appareil à la longueur du rat. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Port de manchons de doigt de mesure de force tactile sans fil. Un appareil qui mesure et affiche la force et la fréquence de la pression des doigts fournit un retour en temps réel sur l’intensité et la fréquence pendant la manipulation du Tuina. a) Capteur de pression et équipement de transmission. b) Mesures de la pression au doigt. (c) La force mesurée lors de la manipulation du Tuina. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Position du corps et emplacement du point d’acupuncture chez le rat Tuina. Le dispositif de retenue pour rats peut exposer complètement la position du BL57. Les membres, ainsi que le pouce, saisissent les membres inférieurs du rat pour le fixer en place afin que le rat puisse coopérer tranquillement pendant le traitement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 4. Test du seuil de retrait de la patte. Il s’agit d’un test pour mesurer le comportement de la douleur chez les rats. Il s’agit de stimuler mécaniquement leurs pieds et de mesurer leur latence de retrait des pattes. (a) montre l’appareil, et (b) montre comment il a été manipulé sur la souris pendant l’expérience. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Test de latence de retrait de la patte. Cette configuration mesure le seuil de douleur des rats par leur sensibilité à la chaleur générée par un projecteur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Résultats du test du seuil de retrait de la patte. Les mesures sont représentées à l’aide de l’erreur type moyenne plus ou moins (
). Résultats du test de seuil de seuil de retrait des membres postérieurs induit par un stimulus mécanique à différents stades pour chaque groupe de rats. Des différences significatives (P < 0,05) ont été observées entre les groupes CCD + Tuina et le modèle CCD à partir du 17e jour. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Résultats du test de latence de retrait des pattes. Les mesures sont représentées à l’aide de l’erreur type moyenne plus ou moins (). Résultats des tests de seuil du réflexe de retrait des jambes induit par la stimulation thermique à différents stades de rats dans chaque groupe. Des différences significatives ont été observées entre le groupe CCD + Tuina et le groupe modèle CCD à partir du septième jour (P < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Observation microscopique des neurones ganglionnaires de la racine dorsale dans le groupe CCD (coupe longitudinale). Cette image a été obtenue en scannant l’échantillon coloré à l’HE du ganglion de la racine dorsale. L’ellipse rouge sur la figure indique que certains neurones sont en cours de nécrose. Cela indique que le modèle CCD a causé des dommages aux neurones du ganglion de la racine dorsale. Barre d’échelle = 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 9. Observation microscopique des neurones ganglionnaires de la racine dorsale dans le groupe naïf (coupe longitudinale et coupe transversale). Comme le montre la figure ci-dessus, (a) est une coupe longitudinale et (b) est une section transversale. Il n’y a pas de phénomène de vacance de groupe CCD dans la zone où le groupe blanc des ganglions de la racine dorsale des rats est rassemblé. Les neurones sont continus et compacts, et les corps cellulaires sont remplis. Les cellules gliales satellites sont situées entre les neurones. Barre d’échelle : (a),50 μm ; (b), 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Observation microscopique des neurones ganglionnaires de la racine dorsale dans le groupe CCD + Tuina (coupe transversale). Les neurones sont continus, et il y a un phénomène de dissolution cellulaire. Cela indique qu’à court terme, la massothérapie n’a pas été en mesure d’améliorer la nécrose cellulaire (ellipse rouge) causée par le modèle CCD. Barre d’échelle = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 11 : Test de pression de Tuina. Les rats dont les valeurs minimales de compression du réflexe de sifflement et d’échappement varient en taille, allant de 5 N à 25 N. L’abscisse représente le degré de pression, tandis que l’ordonnée représente le nombre de rats. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : Images radiographiques de rats CCD. Validation de la fabrication de CCD à l’aide de l’imagerie par rayons X de modèles de rats. a) montre la radiographie prise dans le plan vertical, et b)montre la radiographie prise dans le plan sagittal. Les deux rayons X en coupe transversale permettent une vision plus claire de la position de la tige en acier inoxydable en forme de « L ». Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| N | Avant la modélisation | D1 | D3 | D7 | D14 | D17 | D21 | |
| Naïf | 8 | 18.1±1.4 | 16.8+1.5 | 16,8±1,5 | 18,6±1,7 | 16,8±1,5 | 15,6±1,8 | 16,8±1,5 |
| Feinte | 8 | 18,0 ± 1,7 | 18,6±1,7 | 16,0 ± 1,3 | 17,6±1,7 | 16,8±1,5 | 18,9±1,7 | 16,8±1,5 |
| CCD | 8 | 17.7±1.1 | 10.7±2.8# | 10,0 ± 1,5 | 4.4±2.2 | 3,8±1,7 | 4.1±2.4 | 3,8±2,5 |
| CCD + Tuina | 8 | 18,9±1,7 | 9.8±2.3# | 8.3±1.4 | 4.8±1.2 | 5.8±2.0 | 7,2±1,8* | 7,5±1,8* |
| #Comparaison avant et modélisation D1, p<0.05. | ||||||||
| *Comparaison entre le groupe CCD et le groupe CCD+Tuina, p<0,05. | ||||||||
Tableau 1 : Seuil de retrait des pattes, TPP (, s). Comparaison avant et modélisation D1, #p < 0,05. Comparaison entre le groupe CCD et le groupe CCD + Tuina, *p < 0,05.
| N | Avant la modélisation | D1 | D3 | D7 | D14 | D17 | D21 | |
| Naïf | 8 | 11.9±1.2 | 12,0 ± 1,6 | 12,2±1,9 | 12.4±1.1 | 12,2±1,9 | 12,0±1,4 | 12,0±1,4 |
| Feinte | 8 | 11.9±1.2 | 11,6±1,5 | 12,2±1,9 | 11,6±1,5 | 12,2±0,9 | 11,6±1,5 | 11,6±1,5 |
| CCD | 8 | 10.8±1.1 | 8.9±0.7# | 7,9±0,8 | 7,7±0,5 | 7.8±1.0 | 7,7±0,8 | 7,7±0,8 |
| CCD + Tuina | 8 | 11.3±1.5 | 9.1±0.6# | 8,0 ± 0,7 | 8,3±0,7* | 8,9±0,6* | 9,1 ± 0,7* | 9,2±0,9* |
| #Comparaison avant et modélisation D1, p < 0,05. | ||||||||
| Comparaison entre le groupe CCD et le groupe CCD+Tuina,*p < 0,05. | ||||||||
Tableau 2 : Latence de retrait des pattes, PWL (, s). Comparaison avant et modélisation D1, #p < 0,05. Comparaison entre le groupe CCD et le groupe CCD + Tuina,*p < 0,05.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Notre groupe de recherche a mené des études pertinentes sur les paramètres de la manipulation du Tuina à un stade précoce. Tout d’abord, il est important de régler l’intensité de la force pour la manipulation du Tuina. Dans le Tuina clinique, les praticiens ajustent l’intensité de la force en fonction de leur expérience et des sentiments subjectifs des patients, obtenant le meilleur effet Tuina grâce à la communication. Cependant, cela n’est pas possible dans l’expérimentation animale. Dans les expériences sur les animaux, un « seuil de réponse » est utilisé pour définir l’intensité de la manipulation du Tuina. Ceux-ci jugent si la force Tuina appliquée est appropriée en fonction de la réponse instinctive de l’animal. Randall17 a utilisé cette méthode pour étudier le comportement de la douleur dans des modèles d’inflammation chez le rat. La différence est que Randall a opéré dans la zone d’inflammation locale, tandis que cette expérience a fonctionné dans la zone de non-blessure. Une manipulation lourde du Tuina incitera les rats à produire des cris et à échapper à leurs réflexes. Le réglage de cette intensité de force forte détermine que l’intensité formelle de la force Tuina est inférieure à cette intensité de force lourde. Sur la base de la distribution des valeurs maximales de pression du cri et du réflexe d’échappement de 150 rats entre 5 et 25 N, avec une moyenne et un écart-type de 9,93 et 3,018 (Figure 11), nos travaux précédents ont calculé que la valeur optimale de la force de pression était de 5 N. Deuxièmement, la fréquence de fonctionnement de la méthode Tuina est décrite dans la Science du Tuina comme étant de 120 à 160 fois/min18. Par conséquent, la fréquence Tuina dans cette expérience a été fixée à 2 Hz.
Le modèle CCD est un modèle chirurgical qui peut être traumatisant, car il nécessite une exposition au processus articulaire et au foramen intervertébral. Par conséquent, les rats ont besoin de 1 à 3 jours pour récupérer après la chirurgie. Selon la littérature et les données expérimentales préliminaires, le comportement douloureux des rats a tendance à être stable le quatrième jour après la chirurgie. Cela fournit un moment favorable pour observer l’effet analgésique de l’intervention de Tuina. Cependant, le Tuina prolongé peut ne pas être bénéfique pour l’effet analgésique des rats et pourrait entraîner des lésions tissulaires. Cette étude a comparé les effets analgésiques du Tuina et du pétrissage pendant 5, 15 et 30 minutes, et a finalement choisi 15 minutes comme durée optimale de l’intervention.
Cette méthode a des limites, car seule une partie des opérations cliniques a été utilisée pour sélectionner les manipulations et les parties du corps. BL57 (Chengshan) est situé dans les triceps des rats, et il est innervé par les ganglions de la racine dorsale de L4 et L519. Étant donné que les muscles triceps surae sont épais et adaptés au Tuina, le massage de cette zone peut avoir un impact direct sur les ganglions de la racine dorsale de L4 et L5 dans les vertèbres lombaires de rat qui sont utilisées pour l’échantillonnage expérimental.
Au cours du processus de moulage, il faut s’assurer de l’insertion précise de la tige en acier inoxydable en forme de « L » dans les foramens intervertébraux de L4 et L5 dans le modèle de douleur CCD en effectuant une vérification par rayons X. Avant la prise de la radiographie, nous avons administré une anesthésie intrapéritonéale d’une durée de 25 % (0,6 mL/100 g) pour anesthésier les rats. La radiographie a confirmé l’insertion réussie de la tige en acier inoxydable en forme de « L » dans les foramens intervertébraux de L4 et L5 (figure 12).
Dans l’ensemble, cette étude s’est concentrée sur l’observation des opérations de traitement du Tuina et l’évaluation des effets thérapeutiques du Tuina sur les rats CCD. L’équipe a mené une expérience sur les animaux pour explorer comment définir les paramètres du Tuina, sélectionner les pièces appropriées et déterminer les temps de traitement appropriés. Cela fournit une démonstration standardisée et reproductible d’une intervention sur modèle animal pour les recherches futures sur l’effet analgésique du Tuina.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par le projet de construction de spécialités cliniques critiques de Shanghai(numéro de subvention : Shslczdzk04001) ; le programme de voile de la Commission des sciences et de la technologie de Shanghai (numéro de subvention : 22YF1444300) ; Projets dans le cadre du budget de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai(Numéro de subvention : 2021LK091).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| "L" stainless steel rod (4 mm long and 0.4 mm in diameter) | hand-made | / | For CCD models making |
| ALMEMO admeasuring apparatus | ahlborn | 2450-1 | Mechanical Withdrawal Threshold test |
| Constant temperature slicer CM-1900 | Leica | 1491950C1US | For specimen production |
| Disinfectant (iodine) 100 mL/bottle | LIRCON/Shandong Lilkang | / | For disinfection |
| Disposable sterile syringe 5 mL | Shanghai Misha Wa Medical Industry | / | For injection |
| Electron microscope CX-31 | Olympus, Japan | BJ002318 | For specimen observation |
| Finger pressure recordings | Suzhou Changxian Optoelectronic Technology | CX1003w | For Tuina manipulation |
| Foam board (35 cm x 20 cm) | hand-made | / | It is our homemade apparatus for fixing rats |
| MERSILK W2512 | Johnson & Johnson | / | For tissue suture |
| Neutral balsam | Sinopharm Chemical Reagent | 10004160 | For specimen production |
| paraformaldehyde | China National Chemical Reagent | / | For specimen production |
| Pentobarbital sodium | Sigma-Aldrich | P3761 | For anesthesia of rat |
| Plantar Test Apparatus (Hargreaves Method) for Mice and Rats | IITC Life Science | / | Paw Withdrawal Latency |
| Precision electronic scale for experiment JY3002 | Shanghai Precision Scientific Instrument | / | Weighing of rat |
| Rat hair clipper | Philips | HP6341/00 | Shaving of rat fur |
| Restrainer for rats | Tongji University (self-made) | / | It is a homemade apparatus made by Tongji University, which can effectively immobilize the rats and fully expose their hind limbs. |
| Tissue-Tek O.C.T. Compound | SAKURA | 4583 | For specimen production |
| Uratan | China National Chemical Reagent | / | For anesthesia of rat |
| X-ray detector XR-600 | Dongguan Kaso Electronic Technology | / | Examination of CCD models |
| xylene | Shanghai Sinopharm Group | 100092 | For specimen production |
References
- Vos, T., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
- Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J.
- Stochkendahl, M. J., et al. National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy. European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).
- Bostelmann, R., Steiger, H. J. Comment on "An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy". The Spine Journal. 14 (9), 2273 (2014).
- Tang, J., et al. Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs. Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).
- Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain. Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).
- Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).
- Zhao, X. -y, et al. Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc. Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).
- Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on "Taking Tenderness as Acupoints" theory. Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).
- Long, B. -cal, et al. Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism. Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).
- Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017. Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).
- Au, D. W. H., et al. Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis. Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).
- Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial. Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).
- Wu, S., et al. Neural interconnection between acupoint "Chéngshān (BL57)" and sciatic nerve in the rat. World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).
- Banik, R. K., Kabadi, R. A. A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception. Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio-protocol. 7 (16), e2506 (2017).
- Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
- Yan, J. -t Science of Tuina. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).
- Himes, B. T., Tessler, A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).
