Summary
Denne artikel præsenterer en manipulation til behandling af kronisk kompression af dorsalrotganglion hos rotter ved hjælp af Tuina-terapi sammen med en metode til evaluering af dens effektivitet baseret på smerteadfærd og histopatologiske resultater.
Abstract
Neuropatisk smerte er en udbredt tilstand, der rammer 6,9% -10% af befolkningen og skyldes nerveskader på grund af forskellige ætiologier, såsom lændehvirvelskiveherniation, rygmarvsstenose og intervertebral foramenstenose. Selvom Tuina, en traditionel kinesisk manuel terapi, har vist smertestillende virkninger i klinisk praksis til behandling af neuropatisk smerte, forbliver dets underliggende neurobiologiske mekanismer uklare. Dyremodeller er afgørende for at belyse de grundlæggende principper i Tuina. I denne undersøgelse foreslår vi en standardiseret Tuina-protokol til rotter med kompression af dorsalrodganglion (DRG), som involverer inducering af DRG-kompression ved at indsætte en rustfri stålstang i de intervertebrale foramen, udføre Tuina-manipulation med specifikke parametre for placering, intensitet og frekvens i et kontrolleret miljø og vurdere de adfærdsmæssige og histopatologiske resultater af Tuina-behandling. Denne artikel diskuterer også de potentielle kliniske implikationer og begrænsninger af undersøgelsen og foreslår retninger for fremtidig forskning på Tuina.
Introduction
I kliniske indstillinger er det almindeligt at observere neurologisk patologisk smerte forårsaget af nerverodskompression på grund af forskellige årsager. Den mest typiske form for denne neuropatiske smerte er lændehvirvelskiveherniation (LDH), som ofte er vedvarende, tilbagevendende og vanskelig at helbrede. Omkring 9% af verdens befolkning er berørt af LDH, hvilket fører til betydelige sociale og økonomiske byrder1. Forekomsten af denne type neuropatiske smerter stiger årligt med en tendens mod yngre patienter på grund af ændringer i menneskelig produktion og livsstil2. På trods af brugen af ikke-steroide smertestillende midler kan patienternes symptomer ikke lindres fuldstændigt. Som følge heraf har alternative terapier, såsom Tuina, til behandling af smerter forårsaget af LDH fået stigende opmærksomhed.
Tuina-terapi, en form for konservativ behandling af LDH, anbefales bredt i forskellige retningslinjer for klinisk praksis over hele verden til forebyggelse og behandling af lændesmerter 3,4. Forskning har vist, at Tuina kan reducere signifikant inflammatoriske faktorer såsom serum IL-6 og tumornekrosefaktor-alfa (TNF-α) niveauer hos LDH-patienter, samtidig med at patienternes smerte og lændehvirvelfunktionsnedsættelseforbedres 5. Den specifikke mekanisme bag Tuina-terapiens smertelindrende virkninger forbliver imidlertid uklar.
Dyremodeller er et værdifuldt værktøj til at studere neuropatisk smerte forårsaget af LDH6. De giver mulighed for adfærdsmæssige målinger for at evaluere effektiviteten af Tuina-terapi og give prøver af LDH's patologiske fysiologi. For eksempel kan prøver fra dorsalrodganglierne i låret tages for at verificere ændringer i dorsale rodganglionceller. Den kroniske kompression af Dorsal Root Ganglion (CCD) -modellen bruges almindeligvis til at evaluere LDH's patologiske fysiologi, da det forårsager skade på morfologien af dorsale rodganglionceller, der er i overensstemmelse med de patologiske ændringer, der ses i kliniske tilfælde af nervekompression forårsaget af diskusprolaps7.
Mange forskere har gennemført flere dyreforsøg på akupressur analgesi 8,9,10. Men når de implementerer akupressuroperationer på dyremodeller, efterligner de ofte menneskelig akupressur. Den terapeutiske virkning af akupressur påvirkes af faktorer som størrelsen, frekvensen og retningen af den påførte kraft11,12,13. Hvis eksperimentet mangler en samlet akupressurstandard, såsom kraft, frekvens og varighed af operationen, kan dette medføre en vis afvigelse i de eksperimentelle resultater. Denne artikel introducerer et sæt akupressurbehandlingsplaner baseret på CCD-rotters egenskaber og fremmer udviklingen af standardiserede akupressuroperationer i dyremodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dette arbejde blev udført på Pain Lab ved Neurobiology Institute ved Fudan University. Forsøgene blev godkendt og nøje overholdt retningslinjerne for beskyttelse af forsøgsdyr, der er oprettet af International Association for the Study of Pain (LASP) for alle kirurgiske procedurer og dyrehåndtering. Renkvalitets Sprague-Dawley (SD) rotter, bestående af 32 hanner mellem 40-50 dage gamle, med en gennemsnitsvægt på 220 ± 1,38 g, blev anvendt til denne undersøgelse. Disse rotter blev opnået fra Experimental Animal Center of Shanghai Academy of Life Sciences, Chinese Academy of Sciences. Dyrene blev passet ordentligt og anbragt i et dedikeret rum med uafhængig ventilation, reguleret temperatur (22 ± 1 °C) og fugtighed (40% -50%). Rotterne havde adgang til tilstrækkelig mad og vand i deres bure. Forsøgsdyrerummet fulgte en 12 timers lys-mørk cyklus for at opretholde regelmæssigheden af rotternes cirkadiske rytmer, og udpeget personale udskiftede regelmæssigt polstringen. Røntgenstrålen blev udført på radiologisk afdeling på Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, tilknyttet Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.
1. Undersøgelsesdeltagere og gruppering
- Tildel 32 rotter til fire grupper: naiv (kontrol), sham (skinoperation), CCD (kronisk dorsal rodganglionkompression) og CCD + Tuina (8 rotter / gruppe). Rotter havde fri adgang til mad og vand i dyrefaciliteter.
BEMÆRK: Naive rotter havde ingen intervention, mens sham-gruppen gennemgik den samme kirurgiske procedure som CCD-grupperotterne, men uden at efterlade en "L" -formet rustfri stålstang i L4 og L5 intervertebrale foramen. Rotter i CCD-gruppen gennemgik komplet kronisk dorsal rodganglion kompressionsmodeloperation. Rotter i CCD + Tuina-gruppen modtog tuina-behandling startende på den fjerde dag efter CCD-operationen.
2. Etablering af dyremodel
- Administrer isofluoran for at bedøve rotter. Når rotterne mister bevidstheden (ingen halesvirperefleks eller benfleksionsrefleks), barberes håret i det kirurgiske område ved hjælp af en barbermaskine.
BEMÆRK: Analgetiske lægemidler blev anvendt 15 minutter før operationen, og rotter blev injiceret subkutant med tramadol 20 mg / kg. - Fastgør rotten på en skumplade (se materialetabellen) og brug gummibånd til at fastgøre dens lemmer og fortænder. Tør det forberedte område af med en steril tilberedning af alkohol- og jodveksling i mindst 3 cyklusser.
- Indsæt den "L"-formede sonde (se materialetabel).
- Brug en saks til at lave et snit på 2-3 cm gennem huden, overfladisk fascia og dyb fascia lag for lag. Find først den forreste overlegne iliac rygsøjle, hvilket svarer til den femte lændehvirvelsøjle. Find derefter sekventielt den tredje og fjerde spinøse proces.
- Klem den spinøse proces med tandede tang og løft den for at lade saksen være tæt på højre side af den spinøse proces og skære musklen fastgjort til højre side af den spinøse proces.
- Derefter dissekeres musklen, der er fastgjort til den ydre overflade af rygsøjlen, indtil der er modstand mod højre side. Fremspringet er zygapophysial joint. På samme måde dissekerer du musklen og fascien på zygapophysialleddet.
BEMÆRK: Den tværgående proces, der peger på rottens hovedretning, berøres først i den nederste ydre front af zygapophysialleddet. Under den tværgående proces er den intervertebrale foramen, som er fyldt med nerverødder og omgivende blødt væv og normalt ikke er let at finde. - Brug først en "L" -formet sonde til at bestemme placeringen af de intervertebrale foramen, og brug derefter en "L" -formet rustfri stålstang (som skal laves med en diameter på 0,4 mm og en længde på 4 mm) for at indsætte den i de intervertebrale foramen.
- Hvis dorsalrodganglionen komprimeres med succes, vil rotten udvise et halesvirp og benbøjningsrefleks. Indsæt stangen i rustfrit stål i fjerde og femte lændehvirvelsøjle intervertebrale foramen. Derefter sutur (3-0, se tabel over materialer) muskler, fascia og hud lag for lag.
- Placer rotten i en termostatisk kasse, indtil den vågner op. Når du er vågnet, skal du observere, om funktionen af rottens højre bagben er normal. Hvis der trækkes, betyder det, at operationen har skadet motornerverne, og rotten skal kasseres. Hvis funktionen af højre bagben er normal, kan rotten bruges og placeres i et bur til fodring.
3. Tuina terapi
- Etabler et behageligt miljø: Før du starter Tuina-behandling, skal du akklimatisere rotten i fastholdelsen i 30 minutter for at give den mulighed for at tilpasse sig (figur 1). Denne enhed kan fuldt ud udsætte rottens lår og immobilisere det, hvilket letter Tuina-manøvrer (se materialetabel).
BEMÆRK: Temperaturen i behandlingsrummet skal holdes mellem 22-26 °C, og luftfugtigheden skal være mellem 40% -50%. - Standardisering af Tuina: Sørg for, at terapeuterne bærer trådløse fingerærmer, der kan overvåge trykket og frekvensen af Tuina og give feedbackdata i realtid. Først skal du øve Tuina med feedbackdataene for fingerærmerne, justere kraften til 5 N og frekvensen til 2 Hz. Udfør derefter de samme manøvrer på rotterne, idet du opretholder en ensartet kraft og frekvens under hele proceduren (figur 2).
BEMÆRK: Baseret på vores tidligere arbejde er den beregnede optimale trykkraft 5 N (se diskussionsafsnittet for detaljer). - Identificer akupunktet: Vælg gastrocnemius-musklen i højre bagben som Tuina-området af rotten ved krydset mellem de to hoveder af gastrocnemius-musklen, omtrent på stedet for BL5714.
- Udfør Tuina: Sørg for, at terapeuten vender mod det bageste aspekt af rottens lår og holder rottens højre bagben med deres højre overekstremitet. Placer tommelfingeren lodret på BL57-akupunktet, og sørg for, at underarmen og fingrene udøver kraft til at udføre rytmisk roterende bevægelse med lille rækkevidde, mens du anvender et tryk på 5 N (figur 3).
- Under behandlingen skal du sikre dig, at manipulationsfeedbackens kraft og frekvens svarer til de forudindstillede værdier. Start interventionen fra den fjerde dag efter operationen, med Tuina udført en gang dagligt i 15 minutter, kontinuerligt i 18 dage.
4. Adfærdstest for smerte
BEMÆRK: Adfærdstest blev udført før modellering, efter modellering, på interventionsdag 1, interventionsdag 3, interventionsdag 7, interventionsdag 14, interventionsdag 17 og interventionsdag 21.
- Udfør tærsklen for mekanisk stimuleringsrespons (poteudtagningstærskel, PWT) ved at følge nedenstående trin (figur 4).
- Brug von Frey-metoden til at teste responstærsklen for mekanisk stimulering i rotternes fødder. Placer rotterne i et gennemsigtigt hærdet glasrum, der måler 20 cm × 10 cm × 20 cm, som blev anbragt på et metaltrådstativ med 10 mm × 10 mm åbninger i en højde af 40 cm. Hold rumtemperaturen på 23 ± 2 °C og det omgivende miljø stille.
- Mål den mekaniske tilbagetrækningstærskel med elektroniske Von Frey-fibre (se materialetabel). Stimuler rottens fodcenter, indtil den bevæger sig mærkbart, såsom at hæve benet eller undgå det. Maskinen registrerer automatisk den maksimale trykværdi (N).
- Vent i 15 s eller mere, før du stimulerer den samme rotte igen. Hold hver stimulering under 5 s for at forhindre taktil sensibilisering i rottens poter. Prøven gentages fem gange, indtil de tre på hinanden følgende målinger afviger med mindre end 10 N.
- Udfør PWL (Paw Withdrawal Latency) som reaktion på termisk stimulering (figur 5).
- Vurder PWL ved hjælp af Hargreaves-metoden15,16. Placer rotterne i et lille kammer lavet af gennemsigtigt hærdet glas, der måler 20 cm x 10 cm x 20 cm, med et gennemsigtigt glaslåg med et udluftningshul. Det centrale område af glaslåget opvarmes til 45 °C ved hjælp af en varmeplade, indtil det når en stabil temperatur.
- I adfærdstestfasen skal rotterne akklimatiseres til adfærdslaboratoriet i mindst 2 timer hver dag for at minimere miljøpåvirkningernes indvirkning på testresultaterne.
- Før den formelle test skal du placere rotterne i adfærdslaboratoriet i 30 minutter for at give dem mulighed for at tilpasse sig miljøet og reducere interferens.
- Varmepladen opvarmes til 45 °C, og rottens bagben anbringes på varmepladen.
- Potetilbagetrækningslatensen (PWL) blev defineret som tiden fra starten af opvarmningen til udseendet af poteudtagningsrefleksen som reaktion på termisk stimulering. I hver test testes det samme bagben tre gange i træk og gennemsnitsværdien for at opnå responsforsinkelsen for det bagben. Efter testning skal du returnere rotterne til deres bur til fodring.
5. Perfusion
- Forberedelse: Forbered en 0,9% saltopløsning og en 4% paraformaldehydopløsning på forhånd. Saltopløsningen anbringes i en ovn, der er indstillet til en konstant temperatur på 37 °C, og paraformaldehydopløsningen opbevares i køleskab ved 4 °C til senere anvendelse.
- Udfør anæstesi og etabler adgang.
- Start med at injicere 25% urethan (0,6 ml / 100 g, se materialetabel) i rottens bughule for at fremkalde dyb anæstesi. Vent, indtil der ikke observeres nogen tå-, hornhinde- eller drejerefleks. Fastgør rotten på et skumbræt.
- Skær brystbenet med en saks og åbn huden og fascia lag for lag. Skær membranen og skær ribbenene af på begge sider for fuldt ud at udsætte hjertet. Adskil forsigtigt perikardiet. Adskil lungerne fra hjertet.
- Brug tang til at trække og udsætte aorta ved at trække hjertet mod sig selv. Juster nålen, venstre ventrikel og aorta i en lige linje og på samme vandrette plan. Indsæt derefter nålen fra venstre ventrikel i aorta, indtil nålen er synlig inde i aorta.
- Brug tang til at klemme aorta og nålen inde i aorta, og skær derefter venstre atrium op med en saks. På dette tidspunkt vil en stor mængde blod sprøjte ud af venstre atrium. Åbn ventilen til saltopløsningen, og tilslut saltvandsindsprøjtningen til perfus 37 °C saltopløsning, i alt ca. 150-200 ml.
- Når saltvandsperfusionen er afsluttet, skiftes til 4% paraformaldehydopløsningen og perfuseres med 4% paraformaldehydopløsning i alt ca. 400 ml ved 4 °C. Når du starter paraformaldehydperfusionen, skal du holde rottens fortænder med et par tang og trække dem fremad, mens du holder halen med den ene hånd og trækker den bagud, hvilket er fordelagtigt for fuldt ud at udvide rygsøjlen og øge de intervertebrale foramen for at lette DRG-prøveudtagning.
- Under perfusionen bliver rottens lever, mesenteri og større omentum gradvist bleg, indtil leveren bliver stiv. Sænk derefter strømningshastigheden og juster den til ca. 2 dråber i sekundet, indtil alt paraformaldehyd er perfuseret.
6. Dorsal rod ganglion samling
BEMÆRK: Efter perfusion skal du hurtigt afskære lændehvirvelsektionen af rotterygsøjlen. Find L5 og L4 intervertebrale foramen ved at forbinde de højeste punkter i iliac crest på begge sider til L5 lændehvirvelsøjlen ved hjælp af denne positioneringsmetode, og fjern dorsal rodganglion fra de intervertebrale foramen. Den specifikke indsamlingsmetode er som følger:
- Fra indgangen til rygmarvskanalen (thorax rygmarvskanal) skal du indsætte saksen i rygmarvskanalen og afskære lamina på begge sider, indtil alle laminae kan fjernes fuldstændigt og udsætte hele rygmarvskanalen.
BEMÆRK: Pas på ikke at beskadige rygmarven og nerverødderne uden for rygmarvskanalen, når du skærer laminerne. - Fjern forsigtigt rygmarven og det bageste langsgående ledbånd. Adskil dura mater, der er fastgjort til det indre hul i de intervertebrale foramen.
- Brug oftalmiske tang til at klemme og trække rygrodsganglionen ud, som er formet som en perle og lidt gullig.
BEMÆRK: På grund af skrøbelighed og dårlig sejhed i nervevæv er det nødvendigt at forstå styrken og trækretningen, når du trækker dorsalrotganglionen ud og ikke bruger brutal kraft. - Når du trækker dorsalrotganglionen ud, skal du sørge for at rengøre det omgivende bløde væv, herunder dura mater og arachnoid, på forhånd for at lette den glatte trækning af dorsalrotganglionen.
- Placer dorsalrotganglionen på absorberende papir, skær axonen af med et blad, og rengør blodkarrene på overfladen af dorsalrotganglionen.
- Efter trimning afvejes dorsalrodsganglionen og nedsænkes i en 4% paraformaldehydopløsning med en koncentration på 4% og en temperatur på 4 °C i tilstrækkelig tid, sædvanligvis ca. 2-4 timer, hvorefter dorsalrodsganglionen overføres til 10%, 20% og 30% PB saccharoseopløsning (4 °C), der er forberedt på forhånd til trinvis dehydrering.
7. Kryosektionering
- Start med at placere dorsalrodsganglionen i en 0,01 M PBS-opløsning. Ryst dem i 10 minutter, og vask derefter saccharoseopløsningen væk. Trim forsigtigt axonfibrene i begge segmenter af dorsalrotganglierne. Rengør kryosektionsmaskinens frysehoved, og tilsæt den optimale skæretemperaturblanding (OCT) til det (se materialetabellen).
- Placer frysehovedet på overfladen af en metalskal, der indeholder flydende nitrogen, vent, indtil vævet er frosset, fjern det og trim det fladt. Derefter placeres frysehovedet på bunden af skiveren. Tykkelsen af dorsale rodganglier skiver skal være 15 mm. Arranger de tynde snit i en trækasse i rækkefølge og opbevar dem i et køleskab på -20 °C væk fra lys.
8. Hæmatoxylin og Eosin farvning
- Placer sektionerne 2 min i xylen, og dehydrer dem i en række alkoholer, herunder 100%, 95%, 80% og 70%, i 2 minutter hver. Anbring derefter sektionerne 2 min i destilleret vand, 1 min i hæmatoxylin, udfør 5 min skylning af ledningsvand, og udfør differentiering i 1% saltvandsalkoholopløsning i 30 s efterfulgt af 30 s i mættet lithiumcarbonat.
- Derefter placeres skiverne 2 min hver i destilleret vand og ledningsvand, 5 min i eosinopløsning (0,5%), en 1 min hurtig skylning i destilleret vand, to runder på 2 min hver i 95% og 100% alkohol, 30 s i 100% xylen med tilsat natriumbicarbonat, tre runder på 3 min hver i xylen og endelig, forsegling med neutral balsam (se materialetabel).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tuina-terapi kan hjælpe med at reducere rotters mekaniske og termiske stimuleringstærskler forårsaget af CCD-modellering
Efter 17 dages behandling med Tuina blev der observeret en signifikant forskel i PWT-tærskler mellem CCD-rotterne, der fik Tuina-behandling, og den ubehandlede CCD-gruppe (P = 0,021, <0,05) (figur 6 og tabel 1).
Rotterne i CCD-gruppen, der modtog Tuina-behandling, viste forbedring i smertetærsklen fra begyndelsen af behandlingen, og der blev fundet en signifikant forskel i termisk smertetærskel mellem CCD-gruppen og gruppen, der modtog Tuina-behandling fra dag 14 efter modellering (P = 0,0047, 0,0056, 0,0049 < 0,01) (figur 7 og tabel 2).
Anvendelsen af Tuina-terapi forbedrede ikke cellenekrose forårsaget af CCD-modellen
Baseret på HE-farvningen af dorsalrodsganglierne havde CCD-gruppen af rotter, der blev udsat for fysisk kompression med en "L" -formet rustfri stålstang, pådraget sig cellemembranskader og apoptose (figur 8). I modsætning hertil havde kontrolgruppen af rotter pænt definerede kanter, intakte neuronkonturer og fuldcellelegemer (figur 9). I CCD + Tuina-gruppen var nogle neuronkonturer i dorsalrodsganglierne hos rotter ufuldstændige (figur 10).
Figur 1: Fastholdelse til rotter. Det er et hjemmelavet apparat fremstillet af Tongji University, som effektivt kan immobilisere rotterne og fuldt ud udsætte deres bagben. Sølvskruen styrer pladen, der holder rottens hale og fastholder rotten. Den sorte skrue justerer enheden til rottens længde. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Brug af trådløse fingerærmer til måling af taktil kraft. En enhed, der måler og viser kraften og frekvensen af fingertrykket, giver feedback i realtid om intensiteten og frekvensen under Tuina-manipulation. a) Trykføler og transmissionsudstyr. b) Måling af fingertryk. c) Den kraft, der måles under Tuina-manipulation. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Kropsposition og akupunktplacering for rotte Tuina. Rottefastholderen kan fuldstændigt afsløre BL57's position. Lemmerne tager sammen med tommelfingeren fat i rottens underekstremiteter for at fastgøre den på plads, så rotten kan samarbejde stille under behandlingen. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4. Pote tilbagetrækning tærskel test. Dette er en test til måling af smerteadfærd hos rotter. Det indebærer mekanisk stimulering af deres fødder og måling af deres potetilbagetrækningsforsinkelse. a) viser apparatet, og b) viser, hvordan det blev manipuleret på musen under forsøget. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: Pote tilbagetrækning latenstid test. Denne opsætning måler rotternes smertetærskel ved deres følsomhed over for den varme, der genereres af en spotlight. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 6: Resultater af prøven for tilbagetrækning af poter. Målinger er repræsenteret ved hjælp af den gennemsnitlige plus eller minus standardfejl (
). Resultaterne af den mekaniske stimulus-inducerede bagbensrefleksreflekstærskeltest på forskellige stadier for hver gruppe rotter. Der blev observeret signifikante forskelle (P < 0,05) mellem CCD + Tuina og CCD-modelgrupperne fra dag 17 og fremefter. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 7: Resultater af poteudtagningslatenstesten. Målinger er repræsenteret ved hjælp af den gennemsnitlige plus eller minus standardfejl (). Resultater af tærskeltest af varmestimuleringsinduceret bentilbagetrækningsrefleks i forskellige stadier af rotter i hver gruppe. Der blev observeret signifikante forskelle mellem CCD + Tuina-gruppen og CCD-modelgruppen fra den syvende dag (P < 0,05). Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 8: Mikroskopisk observation af dorsale rodganglionneuroner i CCD-gruppen (længdesnit). Dette billede blev opnået ved at scanne den HE-farvede prøve af dorsalrodganglionen. Den røde ellipse i figuren indikerer, at nogle neuroner gennemgår nekrose. Dette indikerer, at CCD-modellen har forårsaget skade på neuronerne i dorsalrodsganglionen. Skalabjælke = 50 μm. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 9. Mikroskopisk observation af dorsale rodganglionneuroner i den naive gruppe (langsgående snit og tværsnit). Som vist i ovenstående figur er (a) et længdesnit, og (b) er et tværgående snit. Der er ikke noget CCD-gruppetomganglier i det område, hvor den blanke gruppe af rotters dorsale rodganglier er samlet. Neuronerne er kontinuerlige og kompakte, og cellelegemerne er fyldt. Satellitgliacellerne er placeret mellem neuronerne. Skalabjælke: (a),50 μm; (b), 100 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 10: Mikroskopisk observation af dorsale rodganglionneuroner i CCD + Tuina-gruppen (tværsnit). Neuronerne er kontinuerlige, og der er et celleopløsningsfænomen. Dette indikerer, at massage terapi på kort sigt ikke var i stand til at forbedre cellenekrose (rød ellipse) forårsaget af CCD-modellen. Skalabjælke = 100 μm. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 11: Tuina trykprøvning. Rotter med minimale hvæsende flugtreflekskompressionsværdier varierer i størrelse, der spænder fra 5 N til 25 N. Abscissen repræsenterer graden af tryk, mens ordinaten repræsenterer antallet af rotter. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 12: Røntgenbilleder af CCD-rotter. Validering af CCD-fabrikation ved hjælp af røntgenbilleddannelse af rottemodeller. a) viser røntgenbilledet taget i lodret plan, og b) viser røntgenbilledet taget i sagittalplanet. De to forskellige tværsnitsrøntgenstråler giver et klarere billede af placeringen af den "L"-formede rustfri stålstang. Klik her for at se en større version af denne figur.
| N | Før modellering | D1 | D3 | D7 | D14 | D17 | D21 | |
| Naiv | 8 | 18.1±1.4 | 16.8+1.5 | 16.8±1.5 | 18.6±1.7 | 16.8±1.5 | 15.6±1.8 | 16.8±1.5 |
| Sham | 8 | 18.0±1.7 | 18.6±1.7 | 16.0±1.3 | 17.6±1.7 | 16.8±1.5 | 18.9±1.7 | 16.8±1.5 |
| CCD | 8 | 17.7±1.1 | 10.7±2.8# | 10.0±1.5 | 4.4±2.2 | 3.8±1.7 | 4.1±2.4 | 3.8±2.5 |
| CCD + Tuina | 8 | 18.9±1.7 | 9.8±2.3# | 8.3±1.4 | 4.8±1.2 | 5.8±2.0 | 7.2±1.8* | 7.5±1.8* |
| #Sammenligning før og D1-modellering, s<0.05. | ||||||||
| *Sammenligning mellem CCD-gruppe og CCD+Tuina-gruppe, s<0,05. | ||||||||
Tabel 1: Tærskel for tilbagetrækning af poter, PWT (, s). Sammenligning før og D1-modellering, #p < 0,05. Sammenligning mellem CCD-gruppen og CCD + Tuina-gruppen, *p < 0,05.
| N | Før modellering | D1 | D3 | D7 | D14 | D17 | D21 | |
| Naiv | 8 | 11.9±1.2 | 12.0±1.6 | 12.2±1.9 | 12.4±1.1 | 12.2±1.9 | 12.0±1.4 | 12.0±1.4 |
| Sham | 8 | 11.9±1.2 | 11.6±1.5 | 12.2±1.9 | 11.6±1.5 | 12.2±0.9 | 11.6±1.5 | 11.6±1.5 |
| CCD | 8 | 10.8±1.1 | 8.9±0.7# | 7.9±0.8 | 7.7±0.5 | 7.8±1.0 | 7.7±0.8 | 7.7±0.8 |
| CCD + Tuina | 8 | 11.3±1.5 | 9.1±0.6# | 8.0±0.7 | 8.3±0.7* | 8,9±0,6* | 9.1±0.7* | 9.2±0.9* |
| #Sammenligning før og D1 modellering, p < 0,05. | ||||||||
| Sammenligning mellem CCD-gruppe og CCD + Tuina-gruppe, * p < 0,05. | ||||||||
Tabel 2: Pote tilbagetrækning latenstid, PWL (, s). Sammenligning før og D1-modellering, #p < 0,05. Sammenligning mellem CCD-gruppen og CCD + Tuina-gruppen, * p < 0,05.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vores forskningsgruppe har gennemført relevante undersøgelser af parametrene for Tuina-manipulation i det tidlige stadium. For det første er det vigtigt at indstille kraftintensiteten til Tuina-manipulation. I klinisk Tuina justerer praktiserende læger kraftintensiteten i henhold til deres erfaring og patienternes subjektive følelser og opnår den bedste Tuina-effekt gennem kommunikation. Dette er dog ikke muligt i dyreforsøg. I dyreforsøg bruges en "responstærskel" til at definere intensiteten af Tuina-manipulation. Disse bedømmer, om den anvendte Tuina-kraft er passende baseret på dyrets instinktive reaktion. Randall17 brugte denne metode til at studere smerteadfærd i rottebetændelsesmodeller. Forskellen er, at Randall opererede i det lokale inflammationsområde, mens dette eksperiment opererede i ikke-skadeområdet. Kraftig Tuina-manipulation får rotter til at producere skrig og undslippe reflekser. Indstillingen af denne tunge kraftintensitet bestemmer, at den formelle Tuina-kraftintensitet er mindre end denne tunge kraftintensitet. Baseret på fordelingen af maksimale skrig og flugtrefleks presseværdier på 150 rotter mellem 5-25 N, med en middel- og standardafvigelse på 9,93 og 3,018 (figur 11), beregnede vores tidligere arbejde den optimale trykkraftværdi til at være 5 N. For det andet beskrives driftsfrekvensen af Tuina-metoden i Science of Tuina som 120-160 gange / min18. Derfor blev Tuina-frekvensen i dette eksperiment sat til 2 Hz.
CCD-modellen er en kirurgisk model, der kan være traumatisk, da den kræver eksponering for ledprocessen og intervertebrale foramen. Derfor har rotter brug for 1-3 dage for at komme sig efter operationen. Ifølge både litteraturen og foreløbige eksperimentelle data har rotternes smerteadfærd tendens til at være stabil på den fjerde dag efter operationen. Dette giver en gunstig tid til at observere den smertestillende virkning af Tuina-intervention. Imidlertid kan langvarig Tuina ikke være gavnlig for den smertestillende virkning af rotter og kan føre til vævsskade. Denne undersøgelse sammenlignede de smertestillende virkninger af Tuina og æltning i 5, 15 og 30 minutter og valgte i sidste ende 15 minutter som den optimale varighed af interventionen.
Denne metode har begrænsninger, da kun en del af de kliniske operationer blev brugt til at vælge manipulationer og kropsdele. BL57 (Chengshan) ligger i triceps surae hos rotter, og den er innerveret af dorsalrodsganglierne i L4 og L519. Fordi triceps surae musklerne er tykke og egnede til Tuina, kan massering af dette område have en direkte indvirkning på dorsalrodsganglierne i L4 og L5 i rottelændehvirvlerne, der bruges til eksperimentel prøveudtagning.
Under støbeprocessen skal man sikre nøjagtig indsættelse af den "L" -formede rustfri stålstang i den intervertebrale foramina af L4 og L5 i CCD-smertemodellen ved at udføre røntgenverifikation. Før røntgenbilledet blev taget, administrerede vi intraperitoneal 25% varighedsanæstesi (0,6 ml / 100 g) for at bedøve rotterne. Røntgenstrålen bekræftede den vellykkede indsættelse af den "L" formede rustfri stålstang i den intervertebrale foramina af L4 og L5 (figur 12).
Samlet set fokuserede denne undersøgelse på at observere Tuina-behandlingsoperationer og evaluere de terapeutiske virkninger af Tuina på CCD-rotter. Holdet gennemførte et dyreforsøg for at undersøge, hvordan man indstiller Tuina-parametre, vælger passende dele og bestemmer passende behandlingstider. Dette giver en standardiseret og reproducerbar dyremodel interventionsdemonstration til fremtidig forskning i den smertestillende virkning af Tuina.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af ShanghaiCritical Clinical Specialties ConstructionProject (Grant Number: Shslczdzk04001); Shanghai Science and Technology Commissions sejlprogram (bevillingsnummer: 22YF1444300); Projekter inden for budgettet forShanghai University of Traditional ChineseMedicine (tilskudsnummer: 2021LK091).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| "L" stainless steel rod (4 mm long and 0.4 mm in diameter) | hand-made | / | For CCD models making |
| ALMEMO admeasuring apparatus | ahlborn | 2450-1 | Mechanical Withdrawal Threshold test |
| Constant temperature slicer CM-1900 | Leica | 1491950C1US | For specimen production |
| Disinfectant (iodine) 100 mL/bottle | LIRCON/Shandong Lilkang | / | For disinfection |
| Disposable sterile syringe 5 mL | Shanghai Misha Wa Medical Industry | / | For injection |
| Electron microscope CX-31 | Olympus, Japan | BJ002318 | For specimen observation |
| Finger pressure recordings | Suzhou Changxian Optoelectronic Technology | CX1003w | For Tuina manipulation |
| Foam board (35 cm x 20 cm) | hand-made | / | It is our homemade apparatus for fixing rats |
| MERSILK W2512 | Johnson & Johnson | / | For tissue suture |
| Neutral balsam | Sinopharm Chemical Reagent | 10004160 | For specimen production |
| paraformaldehyde | China National Chemical Reagent | / | For specimen production |
| Pentobarbital sodium | Sigma-Aldrich | P3761 | For anesthesia of rat |
| Plantar Test Apparatus (Hargreaves Method) for Mice and Rats | IITC Life Science | / | Paw Withdrawal Latency |
| Precision electronic scale for experiment JY3002 | Shanghai Precision Scientific Instrument | / | Weighing of rat |
| Rat hair clipper | Philips | HP6341/00 | Shaving of rat fur |
| Restrainer for rats | Tongji University (self-made) | / | It is a homemade apparatus made by Tongji University, which can effectively immobilize the rats and fully expose their hind limbs. |
| Tissue-Tek O.C.T. Compound | SAKURA | 4583 | For specimen production |
| Uratan | China National Chemical Reagent | / | For anesthesia of rat |
| X-ray detector XR-600 | Dongguan Kaso Electronic Technology | / | Examination of CCD models |
| xylene | Shanghai Sinopharm Group | 100092 | For specimen production |
References
- Vos, T., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
- Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J.
- Stochkendahl, M. J., et al. National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy. European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).
- Bostelmann, R., Steiger, H. J. Comment on "An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy". The Spine Journal. 14 (9), 2273 (2014).
- Tang, J., et al. Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs. Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).
- Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain. Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).
- Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).
- Zhao, X. -y, et al. Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc. Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).
- Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on "Taking Tenderness as Acupoints" theory. Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).
- Long, B. -cal, et al. Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism. Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).
- Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017. Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).
- Au, D. W. H., et al. Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis. Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).
- Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial. Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).
- Wu, S., et al. Neural interconnection between acupoint "Chéngshān (BL57)" and sciatic nerve in the rat. World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).
- Banik, R. K., Kabadi, R. A. A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception. Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio-protocol. 7 (16), e2506 (2017).
- Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
- Yan, J. -t Science of Tuina. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).
- Himes, B. T., Tessler, A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).
