Summary
Den nåværende protokollen skisserer trinnene for justering in vivo synlig-lys optisk koherens tomografi fibergrafi (vis-OCTF) bilder med ex vivo konfokale bilder av samme mus retina med det formål å verifisere observert retinal ganglion celle aksonbunt morfologi i in vivo bilder.
Abstract
I de senere år har in vivo retinal imaging, som gir ikke-invasiv, sanntid og langsgående informasjon om biologiske systemer og prosesser, blitt brukt i økende grad for å oppnå en objektiv vurdering av nevrale skader i øyesykdommer. Ex vivo konfokal avbildning av samme netthinne er ofte nødvendig for å validere in vivo-funnene , spesielt i dyreforsøk. I denne studien demonstrerte vi en metode for å justere et ex vivo konfokalt bilde av musehinnen med sine in vivo-bilder . En ny klinisk klar bildebehandlingsteknologi kalt synlig lys optisk koherens tomografi fibergrafi (vis-OCTF) ble brukt til å skaffe in vivo bilder av musehinnen. Vi utførte deretter konfokal avbildning av samme netthinne som "gullstandarden" for å validere in vivo vis-OCTF-bildene. Denne studien muliggjør ikke bare videre undersøkelse av molekylære og cellulære mekanismer, men etablerer også et grunnlag for en sensitiv og objektiv evaluering av nevrale skader in vivo.
Introduction
Retinal ganglionceller (RGC) spiller en kritisk rolle i visuell informasjonsbehandling, mottar synaptiske innganger gjennom deres dendritiske trær i det indre plexiforme laget (IPL) og overfører informasjonen via deres axoner i retinal nervefiberlaget (RNFL) til hjernen 1,2,3,4. Ved syke tilstander som glaukom kan tidlig RGC-degenerasjon resultere i subtile endringer i RNFL, ganglioncellelaget (GCL), IPL og optisk nerve hos både pasienter og gnagermodeller 5,6,7,8,9. Tidlig påvisning av disse morfologiske endringene i RGC er derfor avgjørende for rettidig intervensjon for å forhindre RGC og synstap.
Vi har nylig utviklet en ny klinisk klar bildebehandlingsteknologi kalt synlig lys optisk koherenstomografi (vis-OCT) for å tilfredsstille behovet for in vivo-overvåking av RGC-skade. Vis-OCT forbedret den aksiale oppløsningen og nådde 1,3 μm i netthinnen10,11, noe som muliggjorde visualisering av individuelle RGC-aksonbunter i RNFL. Deretter ble vis-OCT fibergrafi (vis-OCTF) etablert for å spore og kvantifisere RGC-skade på enkeltaksonbuntnivå i mus11,12,13. Imidlertid er ex vivo konfokal avbildning av samme netthinne som gullstandarden ofte nødvendig for å validere in vivo-funnene. Derfor vil denne studien demonstrere hvordan man justerer in vivo-bilder tatt av vis-OCTF med ex vivo konfokale bilder av samme musenetthinne. Protokollen tar sikte på å validere in vivo-funnene ved ex vivo konfokal avbildning og etablere et grunnlag for å undersøke molekylære og cellulære endringer som ligger til grunn for RGC-skade ved syke tilstander.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreprosedyrer ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee ved University of Virginia og i samsvar med retningslinjene for bruk av dyr fra National Institute of Health (NIH). Se materialfortegnelsen for detaljer relatert til alle materialer, reagenser og instrumenter som brukes i denne protokollen.
1. In vivo vis-OCT-avbildning
- Vis-OCT-systemet
- Se for deg musens øyne ved hjelp av et lite dyr vis-OCT-system som bruker en superkontinuum lyskilde, som gir synlig lysbelysning mellom 480 nm og 650 nm. Sørg for at strømhendelsen på hornhinnen er 1 mW og bruk en A-linjehastighet på 25 kHz og en integrasjonstid på 39,3 μs per A-linje.
- Sørg for at spektraldeteksjonsområdet til spektrometeret er mellom 508 nm og 613 nm, noe som gir en aksial oppløsning på 1, 3 μm i netthinnen. Det totale bildevolumet er ca. 700 μm (x) x 700 μm (y) x 1 500 μm (z). Den laterale oppløsningen er mellom 4,5 μm i sentrum av synsfeltet og 8,7 μm ved 350 μm fra sentrum11,13.
- Mus anestesi
- Bedøv mus med C57BL/6 bakgrunn og begge kjønn med en intraperitoneal injeksjon av ketamin (114 mg / kg) og xylazin (17 mg / kg) cocktail og utvide pupillene ved hjelp av 1% tropikamiddråper. Bekreft tilstrekkelig bedøvelse ved tap av pedalrefleks etter en fast tåklemme.
- Under avbildning, hold musen varm ved hjelp av en infrarød varmelampe. Etter hvert bildeoppkjøp, bruk kunstige tårer for å forhindre dehydrering av hornhinnen.
- Plassering av musen for avbildning
- Plasser den bedøvede musen på dyreholderen og hold musen på plass ved hjelp av to borrelåsstropper.
MERK: Dyreholderen tillater bevegelse i tre dimensjoner (vertikal justering, fin horisontal justering, samt tonehøyde og yaw justeringer) for å plassere laseren i musens øye.
- Plasser den bedøvede musen på dyreholderen og hold musen på plass ved hjelp av to borrelåsstropper.
- Justere bildeparametere
- Slå på datamaskinen og åpne den refererte programvaren, som automatisk slår på laseren.
- Juster dyreholderen til laseren er stabil og sentrert i musens øye. Visualiser den bakre delen av øyet gjennom en En Face forhåndsvisning i programvaregrensesnittet, synsfeltet (FOV) av overfladisk vaskulær plexus, og en B-scan, tverrsnittet av netthinnen i FOV.
- Skaff deg et vis-OCT-volum ved å klikke på Hent-knappen på programvaregrensesnittet etter å ha utført mindre justeringer av det optiske fokuset, som består av 512 A-linjer/B-skanning og 512 B-skanninger/volum.
MERK: Denne prosessen tar ~ 10.5 s. Bildeopptak styres av en innebygd kvalitetsindeks (QI) estimator for å sikre at bilder under en forhåndsbestemt terskel (QI < 45) ikke inkluderes.- For hver mus, skaff deg fire vis-OCT-volumer fra samme øye. Juster optisk nervehode (ONH) i hvert av de fire hjørnene i FOV for å dekke forskjellige områder av netthinnen.
MERK: Slik plassering minimerer retinalkurvaturen, noe som maksimerer RNFL-refleksjonen gjennom hele FOV. Det tar ~1 min å flytte øyet mellom hvert oppkjøp (figur 1A,B).
- For hver mus, skaff deg fire vis-OCT-volumer fra samme øye. Juster optisk nervehode (ONH) i hvert av de fire hjørnene i FOV for å dekke forskjellige områder av netthinnen.
- Vis-OCTF analyse
MERK: MATLAB brukes til å utføre bildeanalyse.- For å generere vis-OCT-fibergrammer fra vis-OCT-volumet, bruk en intensitetsbasert terskelmetode (MATLAB-kodelinje 808) for å oppdage overflaten av netthinnen.
MERK: Disse linjene bruker imjustation-funksjonen til å justere intensitetsverdiene til bscan. [0,0087 0,08]-argumentet som sendes til IMADJUST angir intensitetsområdet som skal tilordnes hele det dynamiske området for utdatabildet. - Beskjær RNFL ved å velge den første ~ 16 μm i dybden. Se Matlab kodelinje 782.
MERK: Den typiske in vivo RNFL-tykkelsen i en voksen C57BL/6-mus av villtype er ~14 μm og kan variere mellom forskjellige segmenteringsmetoder13. - Endre banene til RAW-filen (linje 9), Filer for rekonstruksjon (linje 11) og filnavn (linje 15), klikk Kjør og vent til OCT-bildet analyseres med MATLAB-koden. Beregn gjennomsnittlig intensitetsprojeksjon langs aksial (z) retning (MATLAB kodelinjer 905-908) for å generere fibergrambildet sammensatt av RGC aksonbunter og omkringliggende vaskulatur. Montasje de fire bildene etter fibergrambehandling for hver FOV ved å justere blodkarene med en grafikkredigerer etter eget valg, som dekker ~ 1,2 x 1,2 mm totalt. RAW-filene lagres vanligvis i mappen: Halo Data, under datoen for OCT-avbildning (f.eks. 0606 Opticent).
MERK: MATLAB-kodene er tilgjengelige i tilleggsfil 1.
- For å generere vis-OCT-fibergrammer fra vis-OCT-volumet, bruk en intensitetsbasert terskelmetode (MATLAB-kodelinje 808) for å oppdage overflaten av netthinnen.
2. Ex vivo konfokal avbildning
- Aktiv dødshjelp fra mus
- Etter å ha samlet vis-OCT-data, avlive musene med en blanding av pentobarbitalnatrium (390 mg / ml) og fenytoinnatrium (50 mg / ml). Fenytoinnatrium fungerer ved å forsterke effekten av pentobarbitalnatrium, som har blitt mye brukt i gnagereutanasi14,15. Bruk 0,2 ml/20 g av den fortynnede blandingen (156 mg/ml) og perfus med 20 ml fosfatbufret saltvann (PBS) og deretter 20 ml 4 % paraformaldehyd (PFA) i PBS16,17.
- Øyedisseksjon og orientering
- Enucleate øynene og lage et merke på den tidlige siden for å indikere orienteringen.
- Etter forsiktig fjerning av det fremre kammeret, den okulære linsen, glasslegemet, og fest øyekoppene i PFA i 30 minutter.
- Vask øyekoppene med PBS i 30 min, og sett PBS-oppløsningen 3x på plass under vask. Vask deretter med 0,5 % Triton X-100 i PBS (pH 7,5) i 30 min.
- Inkuber øyekoppene i blokkerende buffer (5 % eselserum med 2,5 % bovint serumalbumin og 0,5 % Triton X-100 i Tris-bufret saltvann [pH 7,5]) i 2 timer ved romtemperatur.
- Immunfarging
MERK: Øyekoppene er nå klare til å bli farget med de primære antistoffene av mus anti-Tuj1 for å oppdage RGC aksonbunter og rotte anti-ICAM-2 for å oppdage blodkar.- Inkuber øyekoppene over natten med de primære antistoffene, mus anti-Tuj1 (1:200 i blokkeringsbuffer) og rotte anti-ICAM-2 (1:500 i blokkeringsbuffer), ved 4 ° C.
- Vask øyekoppene 3-5x i 1 time hver gang, med en fosfatbufret saltoppløsning inneholdende 0,5% Triton X-100 (PBST) for å minimere bakgrunnen og fjerne eventuelle ubundne antistoffer.
- Etter vask, inkuber øyekoppene over natten med sekundære antistoffer, esel anti-mus Immunoglobulin G konjugert til Alexa Fluor 488 fargestoff (grønn fluorescens) og esel anti-rotte IgG konjugert til Alexa Fluor 594 fargestoff (rød fluorescens), alle fortynnet 1:1000 i blokkeringsbuffer, ved 4 ° C.
- Neste dag, vask øyekoppene 3-5x i 1 time hver med PBST for å minimere bakgrunnen og fjerne ubundet antistoff.
- Overfør øyekoppene til en petriskål med PBS før det flate festet.
- Flatmontert netthinne
- Etter immunfargingsprosessen, isoler retinas fra øyekoppene under mikroskopet.
- Klipp netthinnene i fire blader og flatmonter dem med RGC-laget vendt oppover. La merket på den tidlige siden festet til netthinnen for å indikere orientering.
- Dekkslipp netthinnene med monteringsmedium13,18. Forsegl lysbildene med neglelakk13,18,19.
- Konfokal avbildning
MERK: Bildebehandlingen av konfokale bilder ble utført ved hjelp av ZEN-mikroskopiprogramvare.- Slå på konfokalmikroskopet, og under lokaliseringsmodus finner du området av interesse ved hjelp av mikroskopets okular.
- I hentingsmodus konfigurerer du fliser slik at de dekker hele netthinnen og z-stakkstykker for å dekke alle lag med informasjon. Bilde minst 25 fliser over hele netthinnen for å dekke det totale volumet på 5,99 mm (x) x 5,88 mm (y) x 30 μm (z) ved en pikselstørrelse på 1,24 μm/piksel.
- Projisere Z-stack-skivene for å lage todimensjonale konfokalmikroskopibilder (figur 1C,D)11,13,19,20,21.
3. Justering av in vivo- og ex vivo-bilder
- Etter å ha behandlet fibergrammet, lager du et sammensatt bilde som inneholder de fire bildene som er oppnådd fra hver mus ved å justere alle blodkarene med en grafikkredigerer etter eget valg.
MERK: I gjennomsnitt er det endelige sammensatte bildet omtrent 1,2 mm (x) x 1,2 mm (y), som vist i figur 1B. - Bruk optisk nervehode (ONH) og mønsteret av blodkar som landemerker for å justere komposittfibergrammet. Oppnå in vivo og ex vivo justering ved å overlappe blodkarmønsteret til de sammensatte OCT-bildene med de konfokale bildene av samme retina farget med ICAM-2.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Det sammensatte vis-OCT-fibergrammet sammenlignes med det tilsvarende konfokale bildet av flatmontert retina immunfarget med Tuj-1 for RGC-aksoner (figur 1D, topppanel). Aksonbunter avbildet av vis-OCTF kan matches med Tu-j1-merkede aksonbunter på konfokalbildet. Blodkar viser vanligvis gjenkjennelige forgreningsstrukturer sammenlignet med omkringliggende aksonbunter i fibergrambilder, som kan matches med ICAM-2-merkede blodkar på konfokalbildet (figur 1D, nederste panel).
Side-ved-side-sammenligning mellom ex vivo konfokalmikroskopi og in vivo vis-OCT viste identiske RGC-aksonbuntnettverk og omkringliggende retinal vaskulatur. Vær oppmerksom på at konfokalbildet kanskje ikke samsvarer perfekt med in vivo-bildene , spesielt i den perifere regionen. Dette er fordi netthinnen har blitt flatmontert på lysbildet. Samlet sett validerer disse resultatene evnen til vis-OCT-fibergrafi til å løse to tilstøtende RGC-aksonbunter med varierende størrelser in vivo.
Figur 1: Skjematisk illustrasjon av justeringen av in vivo-bilde med ex vivo-bildet av samme musenetthinne. (A) Skjematisk fremstilling av smådyr vis-OCT system avbildning av et museøye; (B) Justering av de fire bildene ervervet fra samme øye med synsnervehodet plassert i de fire hjørnene av synsfeltet; (C) Skjematisk fremstilling av retina disseksjon (venstre), retina flatmontert med sporet orientering (midten), og retina blir avbildet ved konfokal mikroskopi (høyre); (D) Sammenligning av vis-OCT fibergrafi og konfokalmikroskopi RGC aksonbuntbilder (øverste panel), og in vivo En-Face med ex vivo konfokalmikroskopibilde av immunfarget for blodkar (nederste panel). De fire bildene er fra samme øye. Gule skalastenger = 100 μm. Tall (1-11) i panel D representerer hver blodåre. Forkortelser: ONH = synsnervehode; vis-OCTF = synlig-lys optisk koherens tomografi fibergrafi; RGC = retinal ganglioncelle; S = overlegen; I = dårligere; T = temporal; N = nasal. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Tilleggsfil 1: MATLAB-koder for bildeanalyse. Klikk her for å laste ned denne filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det er to trinn i denne protokollen som krever oppmerksomhet. For det første er det nødvendig å sikre at dyret er under dyp anestesi og at øynene er fullt utvidet før vis-OCT avbildning. Hvis musene ikke er tilstrekkelig bedøvet, kan deres raske pust føre til ustabile bevegelser av ansiktsbildene, noe som kan påvirke kvaliteten på fibergrammet negativt. Videre kan utilstrekkelig utvidelse også ha en negativ innvirkning på bildekvaliteten, siden iris kan hindre lyset og hindre det i å nå netthinnen. For det andre er det viktig å markere venstre eller høyre øye, så vel som den tidlige siden av øyet, etter perfusjon, men før du fjerner øyebollet fra musens øyehule. Siden den flatmonterte netthinnen vender oppover med RNFL på det overfladiske laget, vil merking av den tidlige siden muliggjøre riktig orientering av den flatmonterte netthinnen.
En av fordelene er at protokollen kan brukes på forskjellige musemodeller av øyesykdommer, som retinal iskemi og diabetisk retinopati, så lenge de fremre øynene er klare for optisk bildebehandling. En begrensning av denne metoden er imidlertid at selv om netthinnen er riktig fiksert for immunfarging og konfokal avbildning, kan aksonbuntmorfologien endres. Dette skjer på grunn av feiloperasjoner under retinadisseksjon, noe som kan forårsake brudd i aksonbuntene. I tillegg, mens netthinnen er buede bolleformede strukturer når de avbildes in vivo, blir de flatt på lysbilder for konfokal avbildning. Som et resultat kan det være ufullstendig overlapping mellom in vivo vis-OCT-bilder og ex vivo konfokale bilder av den perifere netthinnen.
For feilsøking: Denne teknikken inneholder hovedsakelig to deler. For det første, for vis-OCT-delen, kan kvaliteten på museøyet i stor grad påvirke suksessen med å anskaffe klare fibergrammer. Derfor ble kunstige tårer konstant påført musens øye for å holde det fuktig og lyst. Musens kroppsposisjon ble også finjustert for å få laseren til å skinne så vinkelrett på netthinnen som mulig. Disse tiltakene sikret sammen bildekvaliteten. For det andre, for retinadisseksjonsdelen, fant vi at å kutte av sclera som omgir netthinnen, i stedet for å rive den av, var avgjørende for å opprettholde integriteten til ONH-strukturen. Når sclera ble revet av med tang, dukket ONH opp som et rettferdig stort mørkt hull under konfokal mikroskopi, med netthinnen vev mangler fra midten. Å opprettholde en komplett ONH-struktur er avgjørende for in vivo- og ex vivo-justeringer .
Oppsummert har vi etablert vis-OCTF for direkte å kvantifisere og spore endringer på enkeltaksonbuntnivå in vivo11,12,13. Denne protokollen gir instruksjoner for justering av in vivo vis-OCTF og ex vivo konfokal avbildning av de samme netthinnene. Disse studiene legger grunnlaget for å etablere en objektiv evaluering av nevrale skader hos mennesker, noe som kan forbedre DrDeramus-diagnosen og behandlingen betydelig i fremtiden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Chang, S., Ingen; Xu, W., Ingen; Fan, W., Ingen; McDaniel, JA, ingen; DA Miller, Ingen; M. Grannonico, Ingen; M. Liu, Ingen; X. Liu, Ingen; H.F. Zhang har økonomiske interesser i Opticent Health, som ikke støttet dette arbeidet.
Acknowledgments
Denne studien støttes av DrDeramus Research Foundation Shaffer Grant, 4-CA Cavalier Collaborative Award, R01EY029121, R01EY035088 og Knights Templar Eye Foundation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Halo 100 | Opticent Health, Evanston, IL | ||
| Zeiss LSM800 microscope | Carl Zeiss | ||
| Drugs and antibodies | |||
| 4% paraformaldehyde (PFA) | Santz Cruz Biotechnology, SC-281692 | 1-2 drops | |
| Bovine serum albumin powder | Fisher Scientific, BP9706-100 | 1:10 | |
| Donkey anti Mouse Alexa Fluor 488 dye | Thermo Fisher Scientific, Cat# A-21202 | 1:1,000 | |
| Donkey anti rat Alexa Fluor 594 dye | Thermo Fisher Scientific, Cat# A-21209 | 1:1,000 | |
| Euthasol (a mixture of pentobarbital sodium (390 mg/mL) and phenytoin sodium (50 mg/mL)) | Covetrus, NDC 11695-4860-1 | 15.6 mg/mL | |
| Ketamine | Covetrus, NADA043304 | 114 mg/kg | |
| Mouse anti-Tuj1 | A gift from Anthony J. Spano, University of Virginia | 1:200 | |
| Normal donkey serum(NDS) | Millipore Sigma, S30-100 mL | 1:100 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS, 10x), pH 7.4 (Contains 1370 mM NaCl, 27 mM KCl, 80 mM Na2HPO4, and 20 mM KH2PO4) |
Thermo Fisher Scientific, Cat# J62036.K3 | 1:10 | |
| Rat anti-ICAM-2 | BD Pharmingen, Cat#553325 | 1:500 | |
| Tropicamide drops | Covetrus, NDC17478-102-12 | ||
| Triton X-100 (Reagent Grade) |
VWR, CAS: 9002-93-1 | 1:20 | |
| Vectashield mounting medium | Vector Laboratories Inc. H2000-10 | ||
| Xylazine | Covetrus, NDC59399-110-20 | 17 mg/kg |
References
- Sernagor, E., Eglen, S. J., Wong, R. O. Development of retinal ganglion cell structure and function. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 139-174 (2001).
- Sanes, J. R., Masland, R. H. The types of retinal ganglion cells: current status and implications for neuronal classification. Annual Review of Neuroscience. 38, 221-246 (2015).
- Seabrook, T. A., Burbridge, T. J., Crair, M. C., Huberman, A. D. Architecture, function, and assembly of the mouse visual system. Annual Review of Neuroscience. 40, 499-538 (2017).
- Cang, J., Savier, E., Barchini, J., Liu, X. Visual function, organization, and development of the mouse superior colliculus. Annual Review of Vision Science. 4, 239-262 (2018).
- Quigley, H. A. Understanding glaucomatous optic neuropathy: the synergy between clinical observation and investigation. Annual Review of Vision Science. 2, 235-254 (2016).
- Whitmore, A. V., Libby, R. T., John, S. W. Glaucoma: thinking in new ways-a role for autonomous axonal self-destruction and other compartmentalised processes. Progress in Retinal and Eye Research. 24 (6), 639-662 (2005).
- Syc-Mazurek, S. B., Libby, R. T. Axon injury signaling and compartmentalized injury response in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 73, 100769 (2019).
- Puyang, Z., Chen, H., Liu, X. Subtype-dependent morphological and functional degeneration of retinal ganglion cells in mouse models of experimental glaucoma. Journal of Nature and Science. 1 (5), (2015).
- Tatham, A. J., Medeiros, F. A. Detecting structural progression in glaucoma with optical coherence tomography. Ophthalmology. 124, S57-S65 (2017).
- Shu, X., Beckmann, L., Zhang, H. Visible-light optical coherence tomography: a review. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-14 (2017).
- Miller, D. A., et al. Visible-light optical coherence tomography fibergraphy for quantitative imaging of retinal ganglion cell axon bundles. Translational Vision Science and Technology. 9 (11), (2020).
- Beckmann, L., et al. In vivo imaging of the inner retinal layer structure in mice after eye-opening using visible-light optical coherence tomography. Experimental Eye Research. 211, 108756 (2021).
- Grannonico, M., et al. Global and regional damages in retinal ganglion cell axon bundles monitored non-invasively by visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Journal of Neuroscience. 41 (49), 10179-10193 (2021).
- Allen-Worthington, K. H., Brice, A. K., Marx, J. O., Hankenson, F. C. Intraperitoneal Injection of Ethanol for the Euthanasia of Laboratory Mice (Mus musculus) and Rats (Rattus norvegicus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 769-778 (2015).
- Boivin, G. P., Bottomley, M. A., Schiml, P. A., Goss, L., Grobe, N. Physiologic, Behavioral, and Histologic Responses to Various Euthanasia Methods in C57BL/6NTac Male Mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (1), 69-78 (2017).
- Chen, H., et al. Progressive degeneration of retinal and superior collicular functions in mice with sustained ocular hypertension. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 56 (3), 1971-1984 (2015).
- Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension to characterize visual defects. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 78 (78), (2013).
- Gao, J., et al. Differential effects of experimental glaucoma on intrinsically photosensitive retinal ganglion cells in mice. Journal of Comparative Neurology. 530 (9), 1494-1506 (2022).
- Thomson, B. R., et al. Angiopoietin-1 knockout mice as a genetic model of open-angle glaucoma. Translational Vision Science and Technology. 9 (4), (2020).
- Feng, L., et al. Sustained ocular hypertension induces dendritic degeneration of mouse retinal ganglion cells that depends on cell type and location. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (2), 1106-1117 (2013).
- Grannonico, M., et al. Longitudinal analysis of retinal ganglion cell damage at individual axon bundle level in mice using visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Translational Vision Science and Technology. 12 (5), (2023).
