Summary
I detta protokoll beskrivs stegen för att anpassa in vivo-bilder med optisk koherenstomografifibergrafi (vis-OCTF) i synligt ljus med ex vivo konfokala bilder av samma musnäthinna i syfte att verifiera den observerade morfologin för näthinnans gangliecellsaxonbunt i in vivo-bilderna.
Abstract
Under de senaste åren har in vivo retinal avbildning, som ger icke-invasiv, realtids- och longitudinell information om biologiska system och processer, i allt högre grad tillämpats för att få en objektiv bedömning av nervskador vid ögonsjukdomar. Ex vivo konfokal avbildning av samma näthinna är ofta nödvändig för att validera in vivo-fynden, särskilt i djurförsök. I denna studie demonstrerade vi en metod för att anpassa en ex vivo konfokalbild av musens näthinna med dess in vivo-bilder. En ny klinisk avbildningsteknik som kallas synligt ljus optisk koherenstomografi fibergrafi (vis-OCTF) användes för att ta in vivo-bilder av musens näthinna. Vi utförde sedan den konfokala avbildningen av samma näthinna som "guldstandarden" för att validera in vivo vis-OCTF-bilderna. Denna studie möjliggör inte bara ytterligare undersökning av de molekylära och cellulära mekanismerna utan etablerar också en grund för en känslig och objektiv utvärdering av nervskador in vivo.
Introduction
Retinala ganglieceller (RGC) spelar en avgörande roll i visuell informationsbearbetning, tar emot synaptiska intryck genom sina dendritiska träd i det inre plexiforma skiktet (IPL) och överför informationen via sina axoner i retinala nervfiberskiktet (RNFL) till hjärnan 1,2,3,4. Vid sjukdomstillstånd som glaukom kan tidig RGC-degeneration resultera i subtila förändringar i RNFL, gangliecelskiktet (GCL), IPL och synnerven hos både patienter och gnagarmodeller 5,6,7,8,9. Tidig upptäckt av dessa morfologiska förändringar i RGC är därför avgörande för att kunna ingripa i tid för att förhindra RGC och synförlust.
Vi har nyligen utvecklat en ny klinisk avbildningsteknik som kallas optisk koherenstomografi i synligt ljus (vis-OCT) för att tillgodose behovet av in vivo-övervakning av RGC-skador. Vis-OCT förbättrade den axiella upplösningen och nådde 1,3 μm i näthinnan10,11, vilket möjliggjorde visualisering av enskilda RGC-axonknippen i RNFL. Därefter etablerades vis-OCT-fibergrafi (vis-OCTF) för att spåra och kvantifiera RGC-skador på nivån för ett axonknippe i möss11,12,13. Ex vivo konfokalavbildning av samma näthinna som guldstandarden är dock ofta nödvändig för att validera in vivo-fynden. Därför kommer denna studie att visa hur man kan anpassa in vivo-bilder tagna av vis-OCTF med ex vivo konfokala bilder av samma musnäthinna. Protokollet syftar till att validera in vivo-fynden genom ex vivo konfokal avbildning och etablera en grund för att undersöka de molekylära och cellulära förändringar som ligger till grund för RGC-skador vid sjukdomstillstånd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurförsök godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee vid University of Virginia och överensstämde med riktlinjerna för användning av djur från National Institute of Health (NIH). Se materialtabellen för detaljer relaterade till alla material, reagenser och instrument som används i detta protokoll.
1. In vivo i förhållande till OCT-avbildning
- Vis-ULT-systemet
- Föreställ dig mössens ögon med hjälp av ett smådjurs-vis-OCT-system som använder en superkontinuumljuskälla, som ger synligt ljus mellan 480 nm och 650 nm. Se till att effektinfallet på hornhinnan är 1 mW och använd en A-linjehastighet på 25 kHz och en integrationstid på 39.3 μs per A-linje.
- Se till att spektrometerns spektrala detektionsområde är mellan 508 nm och 613 nm, vilket ger en axiell upplösning på 1.3 μm i näthinnan. Den totala bildvolymen är cirka 700 μm (x) x 700 μm (y) x 1 500 μm (z). Den laterala upplösningen är mellan 4,5 μm i mitten av synfältet och 8,7 μm vid 350 μm från mitten av synfältet11,13.
- Bedövning hos möss
- Bedöva möss med C57BL/6-bakgrund och endera könet med en intraperitoneal injektion av Ketamin (114 mg/kg) och Xylazin (17 mg/kg) cocktail och vidga deras pupiller med 1 % tropicamiddroppar. Bekräfta adekvat bedövning genom förlust av pedalreflex efter ett fast tånyp.
- Håll musen varm under avbildningen med hjälp av en infraröd värmelampa. Efter varje bildtagning, applicera konstgjorda tårar för att förhindra uttorkning av hornhinnan.
- Positionering av musen för avbildning
- Placera den bedövade musen på djurhållaren och håll musen på plats med hjälp av två kardborreband.
OBS: Djurhållaren tillåter rörelse i tre dimensioner (vertikal justering, fin horisontell justering, samt lutnings- och girjusteringar) för att placera lasern i musens öga.
- Placera den bedövade musen på djurhållaren och håll musen på plats med hjälp av två kardborreband.
- Justera bildparametrar
- Slå på datorn och öppna den refererade programvaran, som slår på lasern automatiskt.
- Justera djurhållaren tills lasern är stabil och centrerad i musens öga. Visualisera den bakre delen av ögat genom en En Face-förhandsvisning i programvarugränssnittet, synfältet (FOV) för den ytliga vaskulära plexus och en B-skanning, tvärsnittet av näthinnan inom FOV.
- Skaffa en vis-OCT-volym genom att klicka på knappen Hämta i programvarugränssnittet efter att ha utfört mindre justeringar av det optiska fokuset, som består av 512 A-linjer/B-skanning och 512 B-skanningar/volym.
OBS: Denna process tar ~10.5 s. Bildinsamlingen styrs av en inbyggd kvalitetsindexberäknare (QI) för att säkerställa att bilder under ett förutbestämt tröskelvärde (QI < 45) inte inkluderas.- För varje mus hämtar du fyra vis-OCT-volymer från samma öga. Rikta in synnervshuvudet (ONH) i vart och ett av de fyra hörnen i synfältet för att täcka olika områden på näthinnan.
OBS: En sådan placering minimerar näthinnans krökning, vilket maximerar RNFL-reflektans i hela synfältet. Det tar ~1 min att flytta ögat mellan varje bild (Figur 1A,B).
- För varje mus hämtar du fyra vis-OCT-volymer från samma öga. Rikta in synnervshuvudet (ONH) i vart och ett av de fyra hörnen i synfältet för att täcka olika områden på näthinnan.
- Vis-OCTF-analys
OBS: MATLAB används för att utföra bildanalys.- För att generera vis-OCT-fibergram från vis-OCT-volymen, använd en intensitetsbaserad tröskelmetod (MATLAB-kodrad 808) för att detektera näthinnans yta.
OBS: Dessa linjer använder imadjust-funktionen för att justera intensitetsvärdena för bscan. Argumentet [0.0087 0.08] som skickas till imadjust anger intensitetsintervallet som ska mappas till hela det dynamiska omfånget för utdatabilden. - Beskär RNFL genom att välja de första ~16 μm på djupet. Se Matlab-kodrad 782.
OBS: Den typiska RNFL-tjockleken in vivo i en vuxen vildtyp C57BL/6-mus är ~14 μm och kan variera mellan olika segmenteringsmetoder13. - Ändra sökvägarna till RAW-filen (rad 9), Filer för rekonstruktion (rad 11) och filnamn (rad 15), klicka på Kör och vänta på att OCT-bilden ska analyseras av MATLAB-koden. Beräkna medelintensitetsprojektionen längs den axiella (z) riktningen (MATLAB-kodlinjerna 905-908) för att generera fibergrambilden som består av RGC-axonbuntar och omgivande kärl. Montage de fyra bilderna efter fibergrambehandling för varje FOV genom att rikta in blodkärlen med en valfri grafikredigerare, som täcker ~1,2 x 1,2 mm totalt. RAW-filerna sparas vanligtvis i mappen: Halo Data, under datumet för OCT-avbildning (t.ex. 0606 Opticent).
MATLAB-koderna finns i tilläggsfil 1.
- För att generera vis-OCT-fibergram från vis-OCT-volymen, använd en intensitetsbaserad tröskelmetod (MATLAB-kodrad 808) för att detektera näthinnans yta.
2. Ex vivo konfokal avbildning
- Eutanasi på möss
- Efter att ha samlat in data från OCT, avliva mössen med en blandning av pentobarbitalnatrium (390 mg/ml) och fenytoinnatrium (50 mg/ml). Fenytoinnatrium fungerar genom att förstärka effekterna av pentobarbitalnatrium, som har använts i stor utsträckning vid avlivning av gnagare14,15. För varje mus, använd 0,2 ml/20 g av den utspädda blandningen (156 mg/ml) och perfundera med 20 ml fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) och sedan 20 ml 4 % paraformaldehyd (PFA) i PBS16,17.
- Ögondissektion och orientering
- Spetsa ögonen och gör ett märke på den temporala sidan för att indikera orienteringen.
- Efter att försiktigt ha tagit bort den främre kammaren, okulärlinsen, glaskroppen och fixera ögonmusslorna i PFA i 30 minuter.
- Tvätta ögonmusslorna med PBS i 30 minuter och byt ut PBS-lösningen 3 gånger under tvätten. Tvätta sedan med 0,5 % Triton X-100 i PBS (pH 7,5) i 30 min.
- Inkubera ögonmusslorna i blockerande buffert (5 % åsnesterum med 2,5 % bovint serumalbumin och 0,5 % Triton X-100 i Tris-buffrad koksaltlösning [pH 7,5]) i 2 timmar vid rumstemperatur.
- Immunfärgning
OBS: Ögonmusslorna är nu redo att färgas med de primära antikropparna av mus anti-Tuj1 för att detektera RGC-axonbuntar och råtta anti-ICAM-2 för att detektera blodkärl.- Inkubera ögonmusslorna över natten med de primära antikropparna, mus anti-Tuj1 (1:200 i blockerande buffert) och råtta anti-ICAM-2 (1:500 i blockerande buffert), vid 4 °C.
- Tvätta ögonmusslorna 3-5 gånger i 1 timme varje gång, med en fosfatbuffrad koksaltlösning som innehåller 0,5 % Triton X-100 (PBST) för att minimera bakgrunden och ta bort eventuella obundna antikroppar.
- Efter tvätt inkuberas ögonmusslorna över natten med de sekundära antikropparna, åsne-antimus Immunoglobulin G konjugerat till Alexa Fluor 488-färgämne (grön fluorescens) och åsne-anti-rått-IgG konjugerat till Alexa Fluor 594-färgämne (röd fluorescens), alla utspädda 1:1000 i blockerande buffert, vid 4 °C.
- Följande dag, tvätta ögonmusslorna 3-5 gånger i 1 timme vardera med PBST för att minimera bakgrunden och ta bort obundna antikroppar.
- Överför ögonmusslorna till en petriskål med PBS före det platta fästet.
- Platt monterad näthinna
- Efter immunfärgningsprocessen, isolera näthinnan från ögonmusslorna under mikroskopet.
- Skär näthinnan i fyra blad och montera dem platt med RGC-skiktet uppåt. Lämna märket på den temporala sidan fäst vid näthinnan för att indikera orientering.
- Täck näthinnan med monteringsmedium13,18. Försegla objektglasen med nagellack13,18,19.
- Konfokal avbildning
OBS: Bildbehandlingen av konfokala bilder utfördes med ZEN Microscopy Software.- Slå på konfokalmikroskopet och under lokaliseringsläge, hitta intresseområdet med hjälp av mikroskopets okular.
- I förvärvsläge ställer du in brickor för att täcka hela näthinnan och z-stackskivor för att täcka alla lager av information. Avbilda minst 25 rutor över hela näthinnan för att täcka den totala volymen på 5,99 mm (x) x 5,88 mm (y) x 30 μm (z) vid en pixelstorlek på 1,24 μm/pixel.
- Projicera Z-stackskivorna för att skapa tvådimensionella konfokalmikroskopibilder (Figur 1C,D)11,13,19,20,21.
3. Anpassning av in vivo- och ex vivo-bilder
- Efter att ha bearbetat fibergrammet, skapa en sammansatt bild som innehåller de fyra bilderna som tagits från varje mus genom att rikta in alla blodkärl med en valfri grafikredigerare.
OBS: I genomsnitt är den slutliga sammansatta bilden cirka 1.2 mm (x) x 1.2 mm (y), som visas i figur 1B. - Använd synnervshuvudet (ONH) och blodkärlens mönster som landmärken för att justera det sammansatta fibergrammet. Erhåll in vivo- och ex vivo-anpassningen genom att överlappa blodkärlsmönstret för de sammansatta OCT-bilderna med de konfokala bilderna av samma näthinna färgade med ICAM-2.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Det sammansatta vis-OCT-fibergrammet jämförs med motsvarande konfokalbild av platt monterad näthinna immunfärgad med Tuj-1 för RGC-axoner (figur 1D, övre panelen). Axonbuntar avbildade av vis-OCTF kan matchas med de Tu-j1-märkta axonbuntarna på konfokalbilden. Blodkärl uppvisar vanligtvis urskiljbara förgreningsstrukturer jämfört med omgivande axonbuntar i fibergrambilder, vilket kan matchas med de ICAM-2-märkta blodkärlen på konfokalbilden (Figur 1D, nedre panelen).
Jämförelse sida vid sida mellan ex vivo konfokalmikroskopi och in vivo vis-OCT avslöjade identiska RGC-axonknippenätverk och omgivande retinala vaskulaturer. Observera att den konfokala bilden kanske inte matchar perfekt med in vivo-bilderna , särskilt i den perifera regionen; Detta beror på att näthinnan har monterats platt på objektglaset. Sammantaget validerar dessa resultat förmågan hos vis-OCT-fibergrafi att lösa upp två intilliggande RGC-axonbuntar med varierande storlekar in vivo.
Figur 1: Schematisk illustration av in vivo-bildens inriktning mot ex vivo-bilden av samma musnäthinna. A) Schematisk bild av ett musöga i förhållande till systemet för smådjur i förhållande till ULT. B) Inriktning av de fyra bilder som tagits från samma öga med synnervshuvudet placerat i synfältets fyra hörn. (C) Schematisk representation av näthinnedissektion (vänster), näthinnan plattmonterad med spårad orientering (mitten) och näthinnan avbildad med konfokalmikroskopi (höger); (D) Jämförelse av kromataxonknippebilder med kromatografi och konfokalmikroskopi (övre panelen) och in vivo En-Face med ex vivo konfokalmikroskopibild av immunfärgade blodkärl (nedre panelen). De fyra bilderna är från samma öga. Gula skalstreck = 100 μm. Siffrorna (1-11) i panel D representerar blodkärlen. Förkortningar: ONH = synnervshuvud; vis-OCTF = optisk koherenstomografi i synligt ljus, fibergrafi; RGC = retinal gangliecell; S = överlägsen; I = sämre; T = tidsmässig; N = nasal. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Tilläggsfil 1: MATLAB-koder för bildanalys. Klicka här för att ladda ner den här filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det finns två steg i det här protokollet som kräver uppmärksamhet. För det första är det nödvändigt att se till att djuret är under djup bedövning och att ögonen är helt vidgade före ULT-avbildning. Om mössen inte är tillräckligt bedövade kan deras snabba andning leda till instabila rörelser i ansiktsbilderna , vilket kan påverka fibergrammets kvalitet negativt. Dessutom kan otillräcklig utvidgning också ha en negativ inverkan på bildkvaliteten eftersom iris kan hindra ljuset och hindra det från att nå näthinnan. För det andra är det viktigt att markera vänster eller höger öga, såväl som den temporala sidan av ögat, efter perfusion men innan du tar bort ögongloben från musens ögonhåla. Eftersom den plattmonterade näthinnan är vänd uppåt med RNFL på det ytliga skiktet, kommer markering av den temporala sidan att möjliggöra korrekt orientering av den plattmonterade näthinnan.
En av fördelarna är att protokollet kan tillämpas på olika musmodeller av ögonsjukdomar, såsom retinal ischemi och diabetisk retinopati, så länge de främre ögonen är fria för optisk avbildning. En begränsning med denna metod är dock att även om näthinnan är ordentligt fixerad för immunfärgning och konfokal avbildning, kan axonbuntens morfologi förändras. Detta inträffar på grund av feloperationer under näthinnedissektion, vilket kan orsaka bristningar i axonbuntarna. Dessutom, medan näthinnor är böjda skålformade strukturer när de avbildas in vivo, plattas de till på objektglas för konfokal avbildning. Som ett resultat av detta kan det finnas ofullständig överlappning mellan in vivo vis-OCT-bilder och ex vivo konfokala bilder av den perifera näthinnan.
För felsökning: denna teknik innehåller huvudsakligen två delar. För det första, för vis-OCT-delen, kan kvaliteten på musögat i hög grad påverka framgången med att skaffa klara fibergram. Därför applicerades konstgjorda tårar ständigt på musens öga för att hålla det fuktigt och ljust. Musens kroppsposition finjusterades också för att få lasern att lysa så vinkelrätt mot näthinnan som möjligt. Dessa åtgärder tillsammans säkerställde bildkvaliteten. För det andra, för näthinnedissektionsdelen, fann vi att det var avgörande att skära av sklera som omger näthinnan, snarare än att slita av den, för att upprätthålla integriteten hos ONH-strukturen. När skleran slets av med en pincett såg ONH ut som ett ganska stort mörkt hål under konfokalmikroskopi, med näthinnevävnad som saknades i mitten. Att upprätthålla en fullständig ONH-struktur är avgörande för in vivo- och ex vivo-anpassningar .
Sammanfattningsvis har vi etablerat gentemot OCTF för att direkt kvantifiera och spåra förändringar på nivån för ett axonknippe in vivo11,12,13. Detta protokoll ger instruktioner för att anpassa in vivo mot OCTF och ex vivo konfokal avbildning av samma näthinnor. Dessa studier lägger grunden för att etablera en objektiv utvärdering av nervskador hos människor, vilket avsevärt kan förbättra diagnos och behandling av glaukom i framtiden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Chang, S., Ingen; Xu, W., Ingen; , W., Ingen; McDaniel, J.A., Ingen; D.A. Miller, Ingen; M. Grannonico, Ingen; M. Liu, Ingen; X. Liu, Ingen; H.F. Zhang har ekonomiska intressen i Opticent Health, som inte stödde detta arbete.
Acknowledgments
Denna studie stöds av Glaucoma Research Foundation Shaffer Grant, 4-CA Cavalier Collaborative Award, R01EY029121, R01EY035088 och Knights Templar Eye Foundation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Halo 100 | Opticent Health, Evanston, IL | ||
| Zeiss LSM800 microscope | Carl Zeiss | ||
| Drugs and antibodies | |||
| 4% paraformaldehyde (PFA) | Santz Cruz Biotechnology, SC-281692 | 1-2 drops | |
| Bovine serum albumin powder | Fisher Scientific, BP9706-100 | 1:10 | |
| Donkey anti Mouse Alexa Fluor 488 dye | Thermo Fisher Scientific, Cat# A-21202 | 1:1,000 | |
| Donkey anti rat Alexa Fluor 594 dye | Thermo Fisher Scientific, Cat# A-21209 | 1:1,000 | |
| Euthasol (a mixture of pentobarbital sodium (390 mg/mL) and phenytoin sodium (50 mg/mL)) | Covetrus, NDC 11695-4860-1 | 15.6 mg/mL | |
| Ketamine | Covetrus, NADA043304 | 114 mg/kg | |
| Mouse anti-Tuj1 | A gift from Anthony J. Spano, University of Virginia | 1:200 | |
| Normal donkey serum(NDS) | Millipore Sigma, S30-100 mL | 1:100 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS, 10x), pH 7.4 (Contains 1370 mM NaCl, 27 mM KCl, 80 mM Na2HPO4, and 20 mM KH2PO4) |
Thermo Fisher Scientific, Cat# J62036.K3 | 1:10 | |
| Rat anti-ICAM-2 | BD Pharmingen, Cat#553325 | 1:500 | |
| Tropicamide drops | Covetrus, NDC17478-102-12 | ||
| Triton X-100 (Reagent Grade) |
VWR, CAS: 9002-93-1 | 1:20 | |
| Vectashield mounting medium | Vector Laboratories Inc. H2000-10 | ||
| Xylazine | Covetrus, NDC59399-110-20 | 17 mg/kg |
References
- Sernagor, E., Eglen, S. J., Wong, R. O. Development of retinal ganglion cell structure and function. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 139-174 (2001).
- Sanes, J. R., Masland, R. H. The types of retinal ganglion cells: current status and implications for neuronal classification. Annual Review of Neuroscience. 38, 221-246 (2015).
- Seabrook, T. A., Burbridge, T. J., Crair, M. C., Huberman, A. D. Architecture, function, and assembly of the mouse visual system. Annual Review of Neuroscience. 40, 499-538 (2017).
- Cang, J., Savier, E., Barchini, J., Liu, X. Visual function, organization, and development of the mouse superior colliculus. Annual Review of Vision Science. 4, 239-262 (2018).
- Quigley, H. A. Understanding glaucomatous optic neuropathy: the synergy between clinical observation and investigation. Annual Review of Vision Science. 2, 235-254 (2016).
- Whitmore, A. V., Libby, R. T., John, S. W. Glaucoma: thinking in new ways-a role for autonomous axonal self-destruction and other compartmentalised processes. Progress in Retinal and Eye Research. 24 (6), 639-662 (2005).
- Syc-Mazurek, S. B., Libby, R. T. Axon injury signaling and compartmentalized injury response in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 73, 100769 (2019).
- Puyang, Z., Chen, H., Liu, X. Subtype-dependent morphological and functional degeneration of retinal ganglion cells in mouse models of experimental glaucoma. Journal of Nature and Science. 1 (5), (2015).
- Tatham, A. J., Medeiros, F. A. Detecting structural progression in glaucoma with optical coherence tomography. Ophthalmology. 124, S57-S65 (2017).
- Shu, X., Beckmann, L., Zhang, H. Visible-light optical coherence tomography: a review. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-14 (2017).
- Miller, D. A., et al. Visible-light optical coherence tomography fibergraphy for quantitative imaging of retinal ganglion cell axon bundles. Translational Vision Science and Technology. 9 (11), (2020).
- Beckmann, L., et al. In vivo imaging of the inner retinal layer structure in mice after eye-opening using visible-light optical coherence tomography. Experimental Eye Research. 211, 108756 (2021).
- Grannonico, M., et al. Global and regional damages in retinal ganglion cell axon bundles monitored non-invasively by visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Journal of Neuroscience. 41 (49), 10179-10193 (2021).
- Allen-Worthington, K. H., Brice, A. K., Marx, J. O., Hankenson, F. C. Intraperitoneal Injection of Ethanol for the Euthanasia of Laboratory Mice (Mus musculus) and Rats (Rattus norvegicus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 769-778 (2015).
- Boivin, G. P., Bottomley, M. A., Schiml, P. A., Goss, L., Grobe, N. Physiologic, Behavioral, and Histologic Responses to Various Euthanasia Methods in C57BL/6NTac Male Mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (1), 69-78 (2017).
- Chen, H., et al. Progressive degeneration of retinal and superior collicular functions in mice with sustained ocular hypertension. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 56 (3), 1971-1984 (2015).
- Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension to characterize visual defects. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 78 (78), (2013).
- Gao, J., et al. Differential effects of experimental glaucoma on intrinsically photosensitive retinal ganglion cells in mice. Journal of Comparative Neurology. 530 (9), 1494-1506 (2022).
- Thomson, B. R., et al. Angiopoietin-1 knockout mice as a genetic model of open-angle glaucoma. Translational Vision Science and Technology. 9 (4), (2020).
- Feng, L., et al. Sustained ocular hypertension induces dendritic degeneration of mouse retinal ganglion cells that depends on cell type and location. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (2), 1106-1117 (2013).
- Grannonico, M., et al. Longitudinal analysis of retinal ganglion cell damage at individual axon bundle level in mice using visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Translational Vision Science and Technology. 12 (5), (2023).
