Summary
Mevcut protokol, in vivo görüntülerde gözlenen retinal ganglion hücre akson demeti morfolojisini doğrulamak amacıyla in vivo görünür ışık optik koherens tomografi fibergrafi (vis-OCTF) görüntülerini aynı fare retinasının ex vivo konfokal görüntüleriyle hizalama adımlarını özetlemektedir.
Abstract
Son yıllarda, biyolojik sistemler ve süreçler hakkında non-invaziv, gerçek zamanlı ve boylamsal bilgi sağlayan in vivo retinal görüntüleme, göz hastalıklarında nöral hasarın objektif bir değerlendirmesini elde etmek için giderek daha fazla uygulanmaktadır. Aynı retinanın ex vivo konfokal görüntülemesi, özellikle hayvan araştırmalarında in vivo bulguları doğrulamak için sıklıkla gereklidir. Bu çalışmada, fare retinasının ex vivo konfokal görüntüsünü in vivo görüntüleriyle hizalamak için bir yöntem gösterdik. Fare retinasının in vivo görüntülerini elde etmek için görünür ışık optik koherens tomografi fibergrafisi (vis-OCTF) adı verilen yeni bir klinik kullanıma hazır görüntüleme teknolojisi uygulandı. Daha sonra in vivo ve OCTF görüntülerini doğrulamak için "altın standart" ile aynı retinanın konfokal görüntülemesini gerçekleştirdik. Bu çalışma sadece moleküler ve hücresel mekanizmaların daha fazla araştırılmasını sağlamakla kalmaz, aynı zamanda in vivo nöral hasarın hassas ve objektif bir değerlendirmesi için bir temel oluşturur.
Introduction
Retinal ganglion hücreleri (RGC'ler) görsel bilgi işlemede kritik bir rol oynar, iç pleksiform tabakadaki (IPL) dendritik ağaçları aracılığıyla sinaptik girdiler alır ve bilgiyi retina sinir lifi tabakasındaki (RNFL) aksonları aracılığıyla beyne iletir 1,2,3,4. Glokom gibi hastalıklı durumlarda, erken RGC dejenerasyonu, hem hastalarda hem de kemirgen modellerindeRNFL, ganglion hücre tabakası (GCL), IPL ve optik sinirde ince değişikliklere neden olabilir 5,6,7,8,9. Bu nedenle, RGC'lerdeki bu morfolojik değişikliklerin erken tespiti, RGC ve görme kaybını önlemek için zamanında müdahale için gereklidir.
Yakın zamanda, RGC hasarının in vivo izlenmesi ihtiyacını karşılamak için görünür ışık optik koherens tomografi (vis-OCT) adı verilen yeni bir klinik kullanıma hazır görüntüleme teknolojisi geliştirdik. Vis-OCT, retinada 1.3 μm'ye ulaşarak eksenel çözünürlüğü iyileştirdi10,11 ve RNFL'deki bireysel RGC akson demetlerinin görüntülenmesine izin verdi. Daha sonra, farelerde tek akson demeti seviyesinde RGC hasarını izlemek ve ölçmek için vis-OCT fibergrafisi (vs-OCTF) kuruldu11,12,13. Bununla birlikte, in vivo bulguları doğrulamak için altın standart ile aynı retinanın ex vivo konfokal görüntülemesi genellikle gereklidir. Bu nedenle, bu çalışma, OCTF'ye karşı elde edilen in vivo görüntülerin, aynı fare retinasının ex vivo konfokal görüntüleri ile nasıl hizalanacağını gösterecektir. Protokol, ex vivo konfokal görüntüleme ile in vivo bulguları doğrulamayı ve hastalıklı durumlarda RGC hasarının altında yatan moleküler ve hücresel değişiklikleri incelemek için bir temel oluşturmayı amaçlamaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm hayvan prosedürleri, Virginia Üniversitesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı ve Ulusal Sağlık Enstitüsü'nün (NIH) Hayvanların Kullanımı kılavuzuna uygun hale getirildi. Bu protokolde kullanılan tüm malzemeler, reaktifler ve aletlerle ilgili ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın.
1. İn vivo vis-OCT görüntüleme
- Vis-OCT sistemi
- 480 nm ile 650 nm arasında görünür ışık aydınlatması sağlayan bir süper sürekli ışık kaynağı kullanan küçük bir hayvan vis-OCT sistemi kullanarak farelerin gözlerini görüntüleyin. Korneadaki güç olayının 1 mW olduğundan emin olun ve 25 kHz'lik bir A-hattı hızı ve A-hattı başına 39,3 μs'lik bir entegrasyon süresi kullanın.
- Spektrometrenin spektral algılama aralığının, retinada 1,3 μm'lik bir eksenel çözünürlük sağlayan 508 nm ile 613 nm arasında olduğundan emin olun. Toplam görüntüleme hacmi yaklaşık 700 μm (x) x 700 μm (y) x 1.500 μm (z) 'dir. Yanal çözünürlük, görüş alanının merkezinde 4.5 μm ile merkezden 8.7 μm'de 350 μm arasındadır11,13.
- Fare anestezisi
- C57BL / 6 arka planlı fareleri ve her iki cinsiyeti de intraperitoneal Ketamin (114 mg / kg) ve Ksilazin (17 mg / kg) kokteyli enjeksiyonu ile uyuşturun ve% 1 tropikamid damlaları kullanarak öğrencilerini genişletin. Sert bir ayak parmağı sıkışmasından sonra pedal refleksi kaybıyla yeterli anesteziyi onaylayın.
- Görüntüleme sırasında, kızılötesi bir ısı lambası kullanarak fareyi sıcak tutun. Her görüntü alımından sonra, kornea dehidrasyonunu önlemek için suni gözyaşı uygulayın.
- Görüntüleme için farenin konumlandırılması
- Anestezi uygulanmış fareyi hayvan tutucunun üzerine yerleştirin ve iki Velcro kayış yardımıyla fareyi yerinde tutun.
NOT: Hayvan tutucu, lazeri farenin gözüne yerleştirmek için üç boyutlu (dikey ayar, ince yatay ayarın yanı sıra eğim ve sapma ayarları) harekete izin verir.
- Anestezi uygulanmış fareyi hayvan tutucunun üzerine yerleştirin ve iki Velcro kayış yardımıyla fareyi yerinde tutun.
- Görüntüleme parametrelerinin ayarlanması
- Bilgisayarı açın ve lazeri otomatik olarak açacak olan referans yazılımı açın.
- Lazer sabit olana ve farenin gözüne ortalanana kadar hayvan tutucuyu ayarlayın. Yazılım arayüzündeki bir En Face önizlemesi, yüzeysel vasküler pleksusun görüş alanı (FOV) ve FOV içindeki retinanın kesiti olan bir B-taraması aracılığıyla gözün arka kısmını görselleştirin.
- 512 A-satır/B-tarama ve 512 B-tarama/hacimden oluşan optik odakta küçük ayarlamalar yaptıktan sonra yazılım arayüzündeki Acquire düğmesine tıklayarak bir OCT'ye karşı bir hacim elde edin.
NOT: Bu işlem ~10.5 sn sürer. Görüntü alımı, önceden belirlenmiş bir eşiğin (QI < 45) altındaki görüntülerin dahil edilmemesini sağlamak için yerleşik bir kalite indeksi (QI) tahmincisi tarafından yönlendirilir.- Her fare için, aynı gözden dört vis-OCT hacmi elde edin. Retinanın farklı alanlarını kapsayacak şekilde FOV'daki dört köşenin her birinde optik sinir başını (ONH) hizalayın.
NOT: Bu tür bir yerleştirme, FOV boyunca RNFL yansımasını en üst düzeye çıkaran retina eğriliğini en aza indirir. Her çekim arasında gözü yeniden konumlandırmak ~ 1 dakika sürer (Şekil 1A, B).
- Her fare için, aynı gözden dört vis-OCT hacmi elde edin. Retinanın farklı alanlarını kapsayacak şekilde FOV'daki dört köşenin her birinde optik sinir başını (ONH) hizalayın.
- Karşılaştırma-OCTF analizi
NOT: MATLAB, görüntü analizi yapmak için kullanılır.- Vis-OCT hacminden vis-OCT fibergramları oluşturmak için, retinanın yüzeyini tespit etmek için yoğunluğa dayalı bir eşik yöntemi (MATLAB kod satırı 808) kullanın.
NOT: Bu çizgiler, bscan'in yoğunluk değerlerini ayarlamak için imadjust işlevini kullanır. imadjust öğesine iletilen [0,0087 0,08] bağımsız değişkeni, çıktı görüntüsünün tam dinamik aralığına eşlenecek yoğunluk aralığını belirtir. - İlk ~16 μm derinliğini seçerek RNFL'yi kırpın. Bkz. Matlab kod satırı 782.
NOT: Yetişkin vahşi tip C57BL/6 faredeki tipik in vivo RSLT kalınlığı ~14 μm'dir ve farklı segmentasyon yöntemleriarasında değişebilir 13. - RAW dosyasının (satır 9), Yeniden yapılandırma dosyalarının (satır 11) ve dosya adının (satır 15) yollarını değiştirin, Çalıştır'a tıklayın ve OCT görüntüsünün MATLAB kodu tarafından analiz edilmesini bekleyin. RGC akson demetleri ve çevresindeki damar sisteminden oluşan fibergram görüntüsünü oluşturmak için eksenel (z) yönü (MATLAB kod satırları 905-908) boyunca ortalama yoğunluk projeksiyonunu hesaplayın. Toplamda ~1,2 x 1,2 mm'yi kapsayan, kan damarlarını tercih edilen bir grafik düzenleyiciyle hizalayarak her FOV için fibergram işlemeden sonra dört görüntüyü monte edin. RAW dosyaları genellikle şu klasöre kaydedilir: Halo Data, OCT görüntüleme tarihi altında (örneğin, 0606 Opticent).
NOT: MATLAB kodları Ek Dosya 1'de mevcuttur.
- Vis-OCT hacminden vis-OCT fibergramları oluşturmak için, retinanın yüzeyini tespit etmek için yoğunluğa dayalı bir eşik yöntemi (MATLAB kod satırı 808) kullanın.
2. Ex vivo konfokal görüntüleme
- Fare ötenazisi
- OCT verilerini elde ettikten sonra, fareleri bir pentobarbital sodyum (390 mg / mL) ve fenitoin sodyum (50 mg / mL) karışımı ile ötenazi yapın. Fenitoin sodyum, kemirgen ötenazisinde yaygın olarak uygulanan pentobarbital sodyumun etkilerini artırarak işlev görür14,15. Her fare için 0,2 mL/20 g seyreltilmiş karışım (156 mg/mL) kullanın ve 20 mL fosfat tamponlu salin (PBS) ve ardından PBS16,17'de 20 mL %4 paraformaldehit (PFA) ile perfüzasyon yapın.
- Göz diseksiyonu ve oryantasyonu
- Gözleri enüklee edin ve oryantasyonu belirtmek için temporal tarafta bir işaret yapın.
- Ön kamarayı dikkatlice çıkardıktan sonra, oküler lens, vitreus ve göz kapaklarını 30 dakika boyunca PFA'da sabitleyin.
- Vizör lastiğini PBS ile 30 dakika yıkayın ve yıkama sırasında PBS solüsyonunu 3 kez değiştirin. Daha sonra PBS'de (pH 7.5) %0.5 Triton X-100 ile 30 dakika yıkayınız.
- Göz kapaklarını oda sıcaklığında 2 saat boyunca bloke edici tamponda (%2.5 sığır serum albümini ve %0.5 Triton X-100 ile %0.5 eşek serumu) oda sıcaklığında 2 saat inkübe edin.
- İmmün boyama
NOT: Göz kapakları artık RGC akson demetlerini tespit etmek için fare anti-Tuj1'in ve kan damarlarını tespit etmek için sıçan anti-ICAM-2'nin birincil antikorları ile boyanmaya hazırdır.- Göz kaplarını 4 ° C'de birincil antikorlar, fare anti-Tuj1 (bloke tamponunda 1:200) ve sıçan anti-ICAM-2 (bloke tamponunda 1:500) ile gece boyunca inkübe edin.
- Arka planı en aza indirmek ve bağlanmamış antikoru çıkarmak için vizör lastiklerini her seferinde 1 saat boyunca 3-5x %0,5 Triton X-100 (PBST) içeren fosfat tamponlu bir salin solüsyonu ile yıkayın.
- Yıkadıktan sonra, göz kaplarını gece boyunca ikincil antikorlar, Alexa Fluor 488 boyasına (yeşil floresan) konjuge eşek anti-fare İmmünoglobulin G ve Alexa Fluor 594 boyasına (kırmızı floresan) konjuge eşek anti-sıçan IgG ile inkübe edin, hepsi 4 ° C'de bloke edici tamponda 1:1000 oranında seyreltilir.
- Ertesi gün, arka planı en aza indirmek ve bağlanmamış antikoru çıkarmak için göz kapaklarını 3-5x 1 saat boyunca PBST ile yıkayın.
- Düz montajdan önce vizör lastiğini PBS'nin bir Petri kabına aktarın.
- Düz monteli retina
- İmmün boyama işleminden sonra, retinaları mikroskop altında göz kapaklarından izole edin.
- Retinaları dört yaprağa kesin ve RGC tabakası yukarı bakacak şekilde düz bir şekilde monte edin. Oryantasyonu belirtmek için retinaya bağlı temporal tarafta işareti bırakın.
- Retinaları montaj ortamı13,18 ile örtün. Slaytları oje13,18,19 ile kapatın.
- Konfokal görüntüleme
NOT: Konfokal görüntülerin görüntü işlemesi ZEN Mikroskopi Yazılımı kullanılarak gerçekleştirilmiştir.- Konfokal mikroskobu açın ve Konum modunda, mikroskobun göz merceğini kullanarak ilgilendiğiniz alanı bulun.
- Alım modunda, tüm retinayı kaplayacak döşemeler ve tüm bilgi katmanlarını kapsayacak şekilde z-yığını dilimleri ayarlayın. 1,24 μm/piksel piksel boyutunda 5,99 mm (x) x 5,88 mm (y) x 30 μm (z) toplam hacmi kapsayacak şekilde tüm retina boyunca en az 25 karo görüntüleyin.
- İki boyutlu en yüz konfokal mikroskopi görüntüleri oluşturmak için Z-yığını dilimlerini yansıtın (Şekil 1C,D)11,13,19,20,21.
3. İn vivo ve ex vivo görüntülerin hizalanması
- Fibergramı işledikten sonra, tüm kan damarlarını tercih edilen bir grafik düzenleyiciyle hizalayarak her fareden elde edilen dört görüntüyü içeren bileşik bir görüntü oluşturun.
NOT: Ortalama olarak, nihai bileşik görüntü, Şekil 1B'de gösterildiği gibi yaklaşık 1,2 mm (x) x 1,2 mm (y) boyutlarındadır. - Kompozit fibergramı hizalamak için optik sinir başını (ONH) ve kan damarlarının modelini yer işaretleri olarak kullanın. Kompozit OCT görüntülerinin kan damarı paternini ICAM-2 ile boyanmış aynı retinanın konfokal görüntüleri ile örtüştürerek in vivo ve ex vivo hizalamayı elde edin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kompozit vis-OCT fibergramı, RGC aksonları için Tuj-1 ile immün boyanmış düz monte retinanın karşılık gelen konfokal görüntüsü ile karşılaştırılır (Şekil 1D, üst panel). Vis-OCTF ile görüntülenen akson demetleri, konfokal görüntüde Tu-j1 etiketli akson demetleri ile eşleştirilebilir. Kan damarları genellikle, konfokal görüntüdeki ICAM-2 etiketli kan damarları ile eşleştirilebilen fibergram görüntülerinde çevredeki akson demetlerine kıyasla ayırt edilebilir dallanma yapıları sergiler (Şekil 1D, alt panel).
Ex vivo konfokal mikroskopi ve in vivo vis-OKT arasındaki yan yana karşılaştırma, aynı RGC akson demeti ağlarını ve çevresindeki retinal vaskülatürü ortaya çıkardı. Konfokal görüntünün, özellikle periferik bölgede, in vivo görüntülerle mükemmel bir şekilde eşleşmeyebileceğini unutmayın; Bunun nedeni, retinanın kızağa düz bir şekilde monte edilmiş olmasıdır. Birlikte ele alındığında, bu sonuçlar, OCT fibergrafisinin farklı boyutlarda iki bitişik RGC akson demetini in vivo olarak çözme yeteneğini doğrulamaktadır.
Şekil 1: Aynı fare retinasının ex vivo görüntüsü ile in vivo görüntünün hizalanmasının şematik gösterimi. (A) Bir fare gözünün OCT sistemine karşı küçük hayvan görüntülemesinin şeması; (B) Aynı gözden elde edilen dört görüntünün, görüş alanının dört köşesine yerleştirilen optik sinir başı ile hizalanması; (C) Retina diseksiyonunun şematik gösterimi (solda), izlenen oryantasyonla düz monte edilmiş retina (ortada) ve konfokal mikroskopi ile görüntülenen retina (sağda); (D) Vis-OCT fibergrafi ve konfokal mikroskopi RGC akson demeti görüntülerinin (üst panel) ve in vivo En-Face ile ex vivo konfokal mikroskopi görüntüsünün karşılaştırılması kan damarları için immün boyanmış (alt panel). Dört görüntü aynı gözden alınmıştır. Sarı skala çubukları = 100 μm. D panelindeki sayıların (1-11) her biri kan damarlarını temsil eder. Kısaltmalar: ONH = optik sinir başı; vis-OCTF = görünür ışık optik koherens tomografi fibergrafisi; RGC = retina ganglion hücresi; S = üstün; I = aşağı; T = zamansal; N = burun. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Ek Dosya 1: Görüntü analizi için MATLAB kodları. Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu protokolde dikkat edilmesi gereken iki adım vardır. İlk olarak, hayvanın derin anestezi altında olduğundan ve OCT görüntülemeden önce gözlerinin tamamen genişlediğinden emin olmak gerekir. Fareler yeterince uyuşturulmazsa, hızlı nefes almaları, fibergramın kalitesini olumsuz yönde etkileyebilecek en yüz görüntülerinin dengesiz hareketlerine yol açabilir. Ayrıca, yetersiz genişleme de görüntü kalitesi üzerinde olumsuz bir etkiye sahip olabilir, çünkü iris ışığı engelleyerek retinaya ulaşmasını engelleyebilir. İkincisi, perfüzyondan sonra ancak göz küresini farenin göz yuvasından çıkarmadan önce sol veya sağ gözün yanı sıra gözün temporal tarafını işaretlemek önemlidir. Düz monteli retina, yüzeysel tabakadaki RSLT ile yukarı baktığından, temporal tarafın işaretlenmesi, düz monteli retinanın doğru oryantasyonunu sağlayacaktır.
Avantajlarından biri, protokolün retina iskemisi ve diyabetik retinopati gibi göz hastalıklarının farklı fare modellerine uygulanabilmesidir, ön gözler optik görüntüleme için açık olduğu sürece. Bununla birlikte, bu yöntemin bir sınırlaması, retina immün boyama ve konfokal görüntüleme için uygun şekilde sabitlenmiş olsa bile, akson demeti morfolojisinin değişebilmesidir. Bu, retina diseksiyonu sırasında akson demetlerinde yırtılmalara neden olabilecek yanlış operasyonlar nedeniyle oluşur. Ek olarak, retinalar in vivo olarak görüntülendiğinde kavisli çanak şeklindeki yapılar iken, konfokal görüntüleme için slaytlar üzerinde düzleştirilirler. Sonuç olarak, periferik retinanın in vivo ve OKT görüntüleri ile ex vivo konfokal görüntüleri arasında eksik örtüşme olabilir.
Sorun giderme için: bu teknik temel olarak iki bölümden oluşur. İlk olarak, OCT kısmı için, fare gözünün kalitesi, berrak fibergramlar elde etme başarısını büyük ölçüde etkileyebilir. Bu nedenle, farenin gözüne nemli ve parlak kalması için sürekli olarak suni gözyaşı uygulandı. Farenin vücut pozisyonu da lazerin retinaya mümkün olduğunca dik bir şekilde parlamasını sağlamak için ince ayarlandı. Bu ölçümler birlikte görüntü kalitesini sağladı. İkincisi, retina diseksiyonu kısmı için, retinayı çevreleyen sklerayı koparmak yerine kesmenin, ONH yapısının bütünlüğünü korumak için çok önemli olduğunu bulduk. Sklera forseps ile yırtıldığında, ONH, konfokal mikroskopi altında retina dokusunun merkezden eksik olduğu oldukça büyük bir karanlık delik olarak ortaya çıktı. Tam bir ONH yapısının korunması, in vivo ve ex vivo hizalamalar için çok önemlidir.
Özetle, in vivo11,12,13'te tek akson demeti seviyesindeki değişiklikleri doğrudan ölçmek ve izlemek için OCTF'ye karşı kurduk. Bu protokol, aynı retinaların in vivo OCTF ve ex vivo konfokal görüntülemesini hizalamak için talimatlar sağlar. Bu çalışmalar, gelecekte glokom tanı ve tedavisini önemli ölçüde iyileştirebilecek insanlarda nöral hasarın objektif bir değerlendirmesini oluşturmak için temel oluşturmaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Chang, S., Yok; Xu, W., Yok; Fan, W., Yok; McDaniel, J.A., Yok; D.A. Miller, Hiç kimse; M. Grannonico, Hiç kimse; M. Liu, Hiç kimse; X. Liu, Hiç kimse; H.F. Zhang'ın Opticent Health'te bu çalışmayı desteklemeyen mali çıkarları var.
Acknowledgments
Bu çalışma Glokom Araştırma Vakfı Shaffer Grant, 4-CA Cavalier İşbirliği Ödülü, R01EY029121, R01EY035088 ve Tapınak Şövalyeleri Göz Vakfı tarafından desteklenmektedir.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Halo 100 | Opticent Health, Evanston, IL | ||
| Zeiss LSM800 microscope | Carl Zeiss | ||
| Drugs and antibodies | |||
| 4% paraformaldehyde (PFA) | Santz Cruz Biotechnology, SC-281692 | 1-2 drops | |
| Bovine serum albumin powder | Fisher Scientific, BP9706-100 | 1:10 | |
| Donkey anti Mouse Alexa Fluor 488 dye | Thermo Fisher Scientific, Cat# A-21202 | 1:1,000 | |
| Donkey anti rat Alexa Fluor 594 dye | Thermo Fisher Scientific, Cat# A-21209 | 1:1,000 | |
| Euthasol (a mixture of pentobarbital sodium (390 mg/mL) and phenytoin sodium (50 mg/mL)) | Covetrus, NDC 11695-4860-1 | 15.6 mg/mL | |
| Ketamine | Covetrus, NADA043304 | 114 mg/kg | |
| Mouse anti-Tuj1 | A gift from Anthony J. Spano, University of Virginia | 1:200 | |
| Normal donkey serum(NDS) | Millipore Sigma, S30-100 mL | 1:100 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS, 10x), pH 7.4 (Contains 1370 mM NaCl, 27 mM KCl, 80 mM Na2HPO4, and 20 mM KH2PO4) |
Thermo Fisher Scientific, Cat# J62036.K3 | 1:10 | |
| Rat anti-ICAM-2 | BD Pharmingen, Cat#553325 | 1:500 | |
| Tropicamide drops | Covetrus, NDC17478-102-12 | ||
| Triton X-100 (Reagent Grade) |
VWR, CAS: 9002-93-1 | 1:20 | |
| Vectashield mounting medium | Vector Laboratories Inc. H2000-10 | ||
| Xylazine | Covetrus, NDC59399-110-20 | 17 mg/kg |
References
- Sernagor, E., Eglen, S. J., Wong, R. O. Development of retinal ganglion cell structure and function. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 139-174 (2001).
- Sanes, J. R., Masland, R. H. The types of retinal ganglion cells: current status and implications for neuronal classification. Annual Review of Neuroscience. 38, 221-246 (2015).
- Seabrook, T. A., Burbridge, T. J., Crair, M. C., Huberman, A. D. Architecture, function, and assembly of the mouse visual system. Annual Review of Neuroscience. 40, 499-538 (2017).
- Cang, J., Savier, E., Barchini, J., Liu, X. Visual function, organization, and development of the mouse superior colliculus. Annual Review of Vision Science. 4, 239-262 (2018).
- Quigley, H. A. Understanding glaucomatous optic neuropathy: the synergy between clinical observation and investigation. Annual Review of Vision Science. 2, 235-254 (2016).
- Whitmore, A. V., Libby, R. T., John, S. W. Glaucoma: thinking in new ways-a role for autonomous axonal self-destruction and other compartmentalised processes. Progress in Retinal and Eye Research. 24 (6), 639-662 (2005).
- Syc-Mazurek, S. B., Libby, R. T. Axon injury signaling and compartmentalized injury response in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 73, 100769 (2019).
- Puyang, Z., Chen, H., Liu, X. Subtype-dependent morphological and functional degeneration of retinal ganglion cells in mouse models of experimental glaucoma. Journal of Nature and Science. 1 (5), (2015).
- Tatham, A. J., Medeiros, F. A. Detecting structural progression in glaucoma with optical coherence tomography. Ophthalmology. 124, S57-S65 (2017).
- Shu, X., Beckmann, L., Zhang, H. Visible-light optical coherence tomography: a review. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-14 (2017).
- Miller, D. A., et al. Visible-light optical coherence tomography fibergraphy for quantitative imaging of retinal ganglion cell axon bundles. Translational Vision Science and Technology. 9 (11), (2020).
- Beckmann, L., et al. In vivo imaging of the inner retinal layer structure in mice after eye-opening using visible-light optical coherence tomography. Experimental Eye Research. 211, 108756 (2021).
- Grannonico, M., et al. Global and regional damages in retinal ganglion cell axon bundles monitored non-invasively by visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Journal of Neuroscience. 41 (49), 10179-10193 (2021).
- Allen-Worthington, K. H., Brice, A. K., Marx, J. O., Hankenson, F. C. Intraperitoneal Injection of Ethanol for the Euthanasia of Laboratory Mice (Mus musculus) and Rats (Rattus norvegicus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 769-778 (2015).
- Boivin, G. P., Bottomley, M. A., Schiml, P. A., Goss, L., Grobe, N. Physiologic, Behavioral, and Histologic Responses to Various Euthanasia Methods in C57BL/6NTac Male Mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (1), 69-78 (2017).
- Chen, H., et al. Progressive degeneration of retinal and superior collicular functions in mice with sustained ocular hypertension. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 56 (3), 1971-1984 (2015).
- Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension to characterize visual defects. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 78 (78), (2013).
- Gao, J., et al. Differential effects of experimental glaucoma on intrinsically photosensitive retinal ganglion cells in mice. Journal of Comparative Neurology. 530 (9), 1494-1506 (2022).
- Thomson, B. R., et al. Angiopoietin-1 knockout mice as a genetic model of open-angle glaucoma. Translational Vision Science and Technology. 9 (4), (2020).
- Feng, L., et al. Sustained ocular hypertension induces dendritic degeneration of mouse retinal ganglion cells that depends on cell type and location. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (2), 1106-1117 (2013).
- Grannonico, M., et al. Longitudinal analysis of retinal ganglion cell damage at individual axon bundle level in mice using visible-light optical coherence tomography fibergraphy. Translational Vision Science and Technology. 12 (5), (2023).
