Summary
在这里，描述了一种使用徒手方法（即没有立体定位装置）在小鼠中进行脑室内注射的简单快速的方法。
Abstract
神经内分泌系统的研究通常需要将药物、病毒或其他实验剂直接输送到小鼠的大脑中。脑室内 （ICV） 注射允许实验药物在整个大脑中广泛递送（特别是在心室附近的结构中）。在这里，描述了在成年小鼠中进行徒手ICV注射的方法。通过在小鼠头部使用视觉和触觉标志，可以快速可靠地向侧脑室注射。注射是用实验者手中的玻璃注射器进行的，并放置在与地标大致距离的地方。因此，该技术不需要立体定位框架。此外，该技术只需要短暂的异氟醚麻醉，这允许随后评估清醒、行为自由的小鼠的小鼠行为和/或生理学。徒手ICV注射是将实验剂有效输送到活体小鼠大脑中的强大工具，可以与其他技术相结合，如频繁的血液采样、神经回路操作或 体内 记录，以研究神经内分泌过程。
Introduction
将实验药物（如药物1、病毒2 或细胞3）输送到大脑通常是神经内分泌研究所必需的。如果该药剂不容易穿过血脑屏障，或者实验目标是专门测试药剂的中枢作用，那么有一种可靠的方法将注射剂输送到大脑中是很重要的。此外，注射到脑室内 （ICV） 空间提供了将药物广泛分布在大脑中的机会，并提供了较大的靶区，从而增加了成功注射的可能性2.
进行 ICV 注射的常用方法是放置永久性留置插管。在这种方法中，需要立体定位框架来定位市售或定制的套管，因为套管被粘合或胶合到位。通常，在康复后，通过套管给予超生理剂量的血管紧张素 II，如果立即观察到饮酒行为，则认为套管放置正确4.这种方法具有许多优点，包括能够进行长期输注和多次注射同一只动物的能力;此外，如果使用血管紧张素II，则可以在施用实验化合物之前确认正确的放置。然而，放置永久性插管存在一些局限性，包括对昂贵设备（立体定位框架）的要求、放置后插管损坏的可能性（例如，小鼠可以咀嚼笼子伴侣的插管）以及永久性插管周围感染的可能性。可以使用立体定位框架3 进行单次 ICV 注射，这虽然有效，但需要大量暴露于麻醉，因此可能会掩盖治疗的一些急性生理和行为影响。此外，将小鼠放置在立体定位框架中需要大量训练才能实现稳定放置并防止耳道破裂。
在这里，描述了一种在小鼠中进行徒手注射的既定方法。这种方法基于以前的报告5,6。这种技术的优点是简单、快速，不需要立体定位框架等专用设备。如下所述，该过程涉及操纵玻璃注射器相对于小鼠头部的标志进行注射，这可以快速完成，因此在实验当天只需要几分钟的气体麻醉。
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Protocol
所有程序均由科罗拉多州立大学 （#3960） 和加州大学圣地亚哥分校机构动物护理和使用委员会批准，并收集了代表性数据（S13235，PI Kellie Breen Church）。来自5只成年雌性和2只成年雄性C57 / BL6小鼠（9-16周龄）的数据在代表性数据部分中描述。如前所述，雌性小鼠在ICV注射和采血前3-4周进行卵巢切除术7。在实验之前，这些小鼠被饲养在12小时光照/ 12小时暗光循环中，并根据《实验动物护理和使用指南》自由获取饲料和水。
1. 进行开颅手术
注意：开颅手术可以在实际注射前一天或多天进行，这使得实验当天的注射过程更快。
- 如下所述准备开颅手术的材料。
- 在工作台面上放置干净的台垫或悬垂材料。将异氟烷蒸发器的鼻锥粘在工作表面上（靠近实验者，但背对实验者;见 图1A）。
- 将硅橡胶管放在无菌锋利的 18 G 针头的末端，使针尖突出 ~1 mm。将硅橡胶管放在无菌钝针的末端，使针尖突出~1毫米。
注意：每只小鼠应使用单独且无菌的预包装针头（锋利和钝）。 - 收集电动剃须刀、碘磨砂膏、无菌纱布和酒精棉片，用于准备注射部位。
- 如下所述，练习移动针头 2 毫米的横向和 1 毫米的尾部。
- 用尺子和笔在一张纸上标记一个起点（这将是bregma），一个标记向左或向右2毫米，另一个标记在最后一个上方1毫米处（这将是注射部位;见 图1B）。
- 练习将针头从起点移动到标记点 1 再到标记点 2（前囟到注射部位），直到确信该运动在没有导轨的情况下是可重复的。
注：此处描述的坐标在成年 C57/BL6 小鼠中有效，但其他品系或年龄组可能需要调整。
- 如下所述准备小鼠进行开颅手术。
- 将小鼠置于诱导室中，并在医用级氧气中用3%-4%异氟烷麻醉小鼠。通过练习和熟悉程序，将开颅手术的异氟烷暴露总持续时间减少到10分钟以内。
注意：异氟醚暴露对人体健康有害;在通风良好的地方使用经批准和检查的异氟烷汽化器，并清除废气。 - 一旦脚趾反射消失，剃掉动物的头部。涂抹眼部润滑剂。
- 将鼠标放在工作台面上，头部在鼻锥中以保持麻醉。
- 按照供应商的指示施用镇痛剂，例如丁丙诺啡（0.6-0.8 mg/kg 小鼠体重，皮下注射）。
- 用蘸有碘溶液的无菌纱布擦拭头部清洁注射部位（进行三次擦洗），然后用酒精擦洗垫擦拭（进行三次）。
注意：按照美国兽医协会的建议，去除毛发并清洁注射部位周围的皮肤，并使用无菌器械和针头，以防止感染。
- 将小鼠置于诱导室中，并在医用级氧气中用3%-4%异氟烷麻醉小鼠。通过练习和熟悉程序，将开颅手术的异氟烷暴露总持续时间减少到10分钟以内。
- 用非惯用手牢牢握住鼠标头部。将头部尽可能平放在工作台面上。
- 找到注射部位。
- 使用准备好的锋利的 18 G 针首先识别前盂;为此，将针沿着中线拖过头部皮肤，在喙尾平面上移动。想象一个等边三角形，其中两个顶点是眼睛，第三个顶点是囟的大致位置（见 图 1C）。
- 从前乳开始，将针头向外侧移动2毫米，尾部向1毫米移动至注射部位。
- 垂直握住针头的同时，用力将针头穿过皮肤和骨骼，直到管子与皮肤齐平。
- 缩回针头，旋转针头，然后再次按压皮肤和骨骼。重复该过程，直到在骨头上形成一个小孔。
- 使用钝针检查骨头上是否产生了足够的孔。目标是在骨头上开一个足够大的开口，以便钝针穿过。
- 将鼠标从鼻锥中取出，用无菌纱布清除注射部位的任何血液，然后将鼠标放在笼子加热器上的笼子中，直到醒来。由于开颅手术的开口很小（18 G 针头），因此不需要用缝合线或伤口夹闭合该部位。
注意：这里产生的开口很小（18 G），因此许多机构认为这种手术是注射而不是手术。此外，虽然通过皮肤和骨骼向大脑开了一个口，但保持皮肤绷紧会导致孔不对齐，这可能有助于防止皮肤菌群或笼子垫料接触大脑。
2. 进行注射
- 如下所述准备注射材料。
- 在工作台面上放置干净的台垫或悬垂材料。将异氟烷蒸发器的鼻锥粘在工作表面上（靠近实验者，但背对实验者;见 图1A）。
- 将一根 10 mm 长的 27 G 针头（斜角为 45°）连接到 5 μL 玻璃注射器上。将硅橡胶管放在针头上，使针尖突出 3.5 毫米;使用实验室胶带将管子固定在注射器主体上（见 图1D）。
- 在试管中制备注射介质（药物、病毒或其他注射液）。对于本研究的代表性结果，注射无菌等渗盐水。
注意： 选择允许玻璃注射器和针头进入的试管，例如 2 mL 微量离心管。 - 将 3 μL 注射介质吸入玻璃注射器中。首先，抽取超过所需体积的体积，然后弹出，直到注射器中残留 3 μL。
- 收集碘磨砂膏、无菌纱布和酒精垫，用于准备注射部位。
- 在计数模式下启动实验室计时器，并放置计时器，以便实验者在进样时可以看到它。
- 练习像前一天一样移动针头 2 毫米的横向和 1 毫米的尾部。
- 如下所述准备注射鼠标。
- 将小鼠置于诱导室中，并用异氟醚麻醉小鼠。一旦脚趾反射消失，涂抹眼部润滑剂，然后将鼠标放在工作台面上，头部在鼻锥内。
- 用碘和酒精各擦三片擦拭清洁注射部位。如步骤1.8所述，用18 G针（或钝针）识别注射部位。开颅手术期间形成的孔洞应该是可检测到的。
注意：如果没有提前进行开颅手术，或者如果无法检测到颅骨上的孔，则可以在此处进行开颅手术。
- 如下所述用玻璃注射器进行注射。
- 用非惯用手牢牢握住鼠标头部。将头部尽可能平放在工作台面上。
- 将玻璃注射器的针头穿过头骨上的孔，直到放置在步骤2.1.2中制备的针头上的管子停留在小鼠的皮肤上。
- 尽可能垂直握住注射器，注意冠状面和矢状面。在1分钟内缓慢注入培养基。
- 注射完成后，将注射器和针头固定到位一分钟，以尽量减少回流。慢慢地将针头从鼠标头上缩回。
- 将鼠标从鼻锥中取出，用无菌纱布（如果存在）清除注射部位的任何血液，然后将鼠标放在笼子加热器上的笼子中，直到醒来。
3. 确认注射位置
- 如前所述，用盐水和4%多聚甲醛在磷酸盐缓冲盐水（PBS）中深度麻醉并灌注小鼠8。将大脑储存在4°C的PBS中的30%蔗糖中，直到大脑下沉（通常为2天）。
- 如前所述，在低温恒温器上切割 20-50 μm 冠状切片9.切片时，观察组织块中的注射道。记录注射道是否与侧脑室明显相交。
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Representative Results
成功执行后，该技术允许将实验剂快速输送到心室系统中。 图2A显示了接受ICV注射3μL无菌等渗盐水（许多药理学化合物的载体）的卵巢切除小鼠的促黄体激素（LH）脉冲曲线。该示例表明，短暂暴露于气体麻醉和单独向心室系统注射 3 μL 液体不会改变搏动性 LH 分泌。ICV注射后3 h，对动物实施安乐死，收集新鲜冷冻的神经组织，在低温恒温器上切割;注射道与侧脑室明显相交。在灌注固定剂（10 mL 肝素化盐水，然后在磷酸盐缓冲液中加入 20 mL 4% 多聚甲醛）的小鼠神经组织中也可见注射道。正确放置进样的示例如图 2B所示。 图2C显示了两个错误放置进样的示例。正确（左）和错误放置印度墨水的示例如图 2D 所示。印度墨水的注入对于练习这种技术很有用，因为它可以清晰地可视化注射位置。在正确放置的注射中可以看到染料流入侧脑室和第三脑室（图2D，左）。
图 1：描绘设备准备情况的图像和 徒手 ICV 注射的注射坐标。 （A） 徒手ICV注射工作站的配置。（B） 练习在 3-4 个月大的雌性 C57/BL6 小鼠中放置 ICV 注射所需的运动的方案。（C）成年小鼠囟的大致位置。（D） 放置管子以露出注射针尖 3.5 毫米。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 2：与徒手 ICV 注射相关的代表性黄体生成素和组织学数据。 （A） ICV 注射前后的 LH 脉冲曲线。带有黑色实心填充的数据点表示使用 PULSAR10 的重新配方确定的脉冲，该参考中建议的参数用于 OVX 小鼠，检测水平为 0.32 ng/mL。（B） 正确放置 ICV 注射的小鼠大脑冠状切片的照片。（C） ICV注射位置不正确的小鼠大脑冠状部分的照片：脑室外侧的注射道（左）和脑室背侧的注射道（右）。（D） 正确放置 ICV 注射印度墨水（左）和错误放置 ICV 注射印度墨水（右）的小鼠大脑冠状切片的照片。注：图 B 和 C 描绘了注射生理盐水3小时后收集的多聚甲醛灌注脑;图 D 描绘了注射印度墨水2分钟后在干冰上收集的新鲜大脑。比例尺 = 1 mm 请点击这里查看此图的较大版本.
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Discussion
在这里，描述了一种在小鼠中进行ICV注射的简单有效的方法。由于该技术不需要立体定向框架，因此这种用于药物和实验剂集中递送的方法可供更多研究人员使用。此外，这种方法的通量相对较高，因为制备和注射程序可以快速执行。
由于此过程需要使用近似距离手动操作针头和玻璃注射器，因此建议新从业者在与活体动物一起工作之前花一些时间练习这些动作。此外，小鼠尸体可用于练习用针头识别囟。一旦对运动有了一定的信心，与专门的活体练习动物的经验是有帮助的。在练习过程中，注射 3 μL 印度墨水可以更容易地对注射位置进行目视评估。正确放置的注射会导致同侧脑室出现黑色染色，并且通常在第三脑室和对侧侧脑室中出现黑色染色。注射墨水是一个终末程序，不应让小鼠在注射墨水后从麻醉中恢复过来。即使是有经验的从业者也可以在注射前多次排练 2 毫米的横向和 1 毫米的尾部运动。此外，将玻璃注射器放入大脑时保持垂直也很重要。通过练习，可以预期>75%的注射剂被正确放置。在注射全部体积后将针头保持在适当的位置~1分钟有助于防止液体回流出大脑。在此期间，必须将针头保持在正确的位置而不移动。该程序的成功执行需要可靠地操作和握住针头和玻璃注射器的经验。
如果某些注射未正确放置，则有几种故障排除选项。首先，检查注射针是否笔直（不弯曲），并且针头是否牢固地固定在玻璃注射器上。接下来，如果错过的注射位置各不相同，则需要进一步练习操作和握住玻璃注射器。在注射过程中，让额外的人来发现注射器是否垂直握住也会有所帮助。用针头在完整的皮肤上发现前囟也需要练习。强烈建议在进行注射之前花点时间自信地识别这个标志。如果进样始终放置在不正确的位置，则需要更改进样坐标。这里描述的坐标（±2 mm横向，1 mm尾部到前囟）对成年C57 / BL6小鼠有效，但这些坐标可能必须针对其他菌株或年龄组进行调整。
尽管这种技术在集中快速交付代理方面非常有效，但存在一些局限性。由于注射器的柱塞是用手移动的，因此注射速率可以是可变的。建议相对缓慢地注射，以避免心室系统中压力的潜在脱靶效应。在该方案中，推荐注射体积为3μL;然而，其他实验室也使用了更大的进样体积（5 μL）11。根据测量的结果，可能需要调整注射量和速率。例如，幼年小鼠可能只能耐受较小的注射量。因此，建议进行初步实验来测试车辆效应。另一个局限性是，正确注射位置的确认仅限于在收集组织后对注射道进行某种主观的评估。在ICV注射数小时后收集的新鲜冷冻和多聚甲醛灌注组织中均可见注射道（见代表性结果中的图像）。如果多次注射，可能无法从道痕中看出每次注射是否成功放置。
这种徒手注射 ICV 的方法需要麻醉。通过练习，可以快速进行注射，导致短暂（3-5 分钟）暴露于麻醉剂。通过在实验日之前剃掉小鼠的头部并进行开颅手术（用锋利的针刺穿头骨），可以减少实验期间的麻醉时间。小鼠通常会在几分钟内从这种短暂的麻醉暴露中完全恢复。麻醉后立即收集尾尖血样可能具有挑战性，因此可以在注射后暂停采样~30分钟，以尽量减少小鼠的压力，尽管这不是绝对必要的。其他实验室也成功地测量了使用这种徒手 ICV技术施用药物后 30 分钟LH分泌（一次性样本）的变化1,12。在注射 ICV 后，还检测到 24 小时内运动和摄入行为的变化13，因此可以进行长期监测。建议进行初步测试以确定取样的难易程度以及麻醉对感兴趣结局的潜在影响。
总之，这里描述的徒手ICV注射技术是一种将实验剂输送到大脑的简单而强大的方法。具体优点是该方法快速且技术简单，并且可以实现高成功放置注射率。此外，由于该技术只需要短暂暴露于麻醉，因此可以与各种其他技术相结合，例如频繁采血、神经回路操作或 体内 记录以研究神经内分泌过程。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
我们要感谢 Kellie Breen Church 博士、Michael Kreisman 先生和 Jessica Jang 女士为收集代表性结果中显示的数据所做的贡献。这项工作得到了美国国立卫生研究院（NIH）R00 HD104994（R.B.M.）的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18-gauge blunt needles | SAI Infusion | B18-150 | |
| 18-gauge needles | BD Medical | 305195 | |
| Alcohol pads | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Bench pad | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Betadine solution | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprenorphine | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Controlled substance |
| Eyelube | Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Glass syringe | Hamilton | 7634-01 | |
| Injection needle | Hamilton | 7803-01 | 27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45 |
| Isoflurane | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Isoflurane vaporizer | Vet Equip | V-10 | |
| Laboratory Tape | VWR | 89098-128 | |
| Medical grade oxygen | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldehyde | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | J67802.K2 | |
| PulsaR Software | Open source, University of Otago | See ref 9 | |
| Ruler | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Silastic tubing (0.040" I.D.) | DOW | 508-005 | |
| Silastic tubing (0.078" I.D.) | DOW | 508-009 | |
| Sterile saline | VWR | 101320-574 | |
| Sucrose | Fisher Scientific | S5-500 |
References
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