Summary
כאן מתוארת גישה פשוטה ומהירה לביצוע הזרקות תוך-מוחיות בעכברים בגישה של יד חופשית (כלומר, ללא מכשיר סטריאוטקסי).
Abstract
חקירת מערכות נוירואנדוקריניות דורשת לעתים קרובות העברה של תרופות, וירוסים או חומרים ניסיוניים אחרים ישירות למוחם של עכברים. הזרקה תוך-מוחית (ICV) מאפשרת העברה נרחבת של חומר הניסוי ברחבי המוח (במיוחד במבנים הסמוכים לחדרים). כאן מתוארות שיטות לביצוע זריקות ICV ביד חופשית בעכברים בוגרים. על ידי שימוש בציוני דרך חזותיים ומישושיים על ראשי עכברים, זריקות לחדרים הרוחביים יכולות להתבצע במהירות ובאמינות. ההזרקות נעשות באמצעות מזרק זכוכית המוחזק בידו של הנסיין ומונח במרחקים משוערים מציוני הדרך. לפיכך, טכניקה זו אינה דורשת מסגרת סטריאוטקסית. יתר על כן, טכניקה זו דורשת רק הרדמה איזופלורנית קצרה, המאפשרת הערכה עוקבת של התנהגות עכבר ו / או פיזיולוגיה בעכברים ערים המתנהגים בחופשיות. הזרקת ICV ביד חופשית היא כלי רב עוצמה להעברה יעילה של חומרים ניסיוניים למוחם של עכברים חיים, וניתן לשלב אותה עם טכניקות אחרות כגון דגימת דם תכופה, מניפולציה של מעגלים עצביים או הקלטה in vivo כדי לחקור תהליכים נוירואנדוקריניים.
Introduction
אספקת חומרים ניסיוניים, כגון תרופות1, וירוסים2 או תאים3, למוח נחוצה לעתים קרובות למחקר נוירואנדוקריני. אם הסוכן אינו חוצה בקלות את מחסום הדם-מוח או שמטרת הניסוי היא לבדוק באופן ספציפי את ההשפעות המרכזיות של הסוכן, חשוב שתהיה שיטה אמינה להעברת זריקות למוח. יתר על כן, הזרקה לחלל התוך-מוחי (ICV) מספקת הזדמנות להפיץ את החומר באופן נרחב במוח ומספקת אזור מטרה גדול, ובכך מגדילה את הסיכוי להזרקה מוצלחת2.
שיטה נפוצה לביצוע זריקות ICV כוללת מיקום של צינורית מגורים קבועה. בגישה זו, יש צורך במסגרת סטריאוטקסית כדי למקם את הצינורית הזמינה מסחרית או בהתאמה אישית, שכן הצינורית מודבקת או מלטת במקומה. לעתים קרובות, עם ההתאוששות, מינון supraphysiological של אנגיוטנסין II מנוהל דרך הצינורית, ואם התנהגות השתייה נצפתה מיד, אז הצינורית נחשבת ממוקמת כראוי4. לגישה זו יתרונות רבים, ביניהם היכולת לבצע עירוי ארוך טווח והיכולת להזריק לאותו בעל חיים מספר פעמים; בנוסף, אם אנגיוטנסין II מועסק, מיקום נכון ניתן לאשר לפני הממשל של תרכובות ניסיוניות. עם זאת, ישנן כמה מגבלות להצבת צינורית קבועה, כולל הדרישה לציוד יקר (מסגרת סטריאוטקסית), האפשרות לנזק לצינורית לאחר הנחתה (למשל, עכברים יכולים ללעוס צינורית של חבר לכלוב), והאפשרות של זיהומים סביב הצינורית הקבועה. זריקות ICV בודדות יכולות להתבצע באמצעות מסגרת סטריאוטקסית3, אשר, למרות יעילותה, דורשת חשיפה משמעותית להרדמה, ולכן עשויה לטשטש כמה השפעות פיזיולוגיות והתנהגותיות חריפות של הטיפול. בנוסף, מיקום עכברים במסגרת סטריאוטקסית דורש אימון משמעותי להשגת מיקום יציב ומניעת קריעה של תעלות האוזן.
כאן מתוארת שיטה מבוססת לביצוע זריקות ביד חופשית בעכברים. שיטה זו מבוססת על דוחות קודמים 5,6. היתרונות של טכניקה זו הם שהיא פשוטה, מהירה, ואינה דורשת ציוד מיוחד כגון מסגרת סטריאוטקסית. כפי שיתואר להלן, הליך זה כרוך מניפולציה מזרק זכוכית ביחס ציוני דרך על ראש העכבר כדי לבצע את הזריקות, אשר ניתן לעשות במהירות, ולכן, דורש רק כמה דקות של הרדמה גז ביום הניסוי.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל ההליכים אושרו על ידי אוניברסיטת מדינת קולורדו (#3960) ואוניברסיטת קליפורניה סן דייגו מוסדיים טיפול ושימוש בבעלי חיים, שם נאספו הנתונים המייצגים (S13235, PI Kellie Breen Church). נתונים מחמש נקבות בוגרות ושני עכברים זכרים בוגרים C57/BL6 (בני 9-16 שבועות) מתוארים בסעיף הנתונים המייצגים. נקבות עכברות עברו כריתת שחלות 3-4 שבועות לפני הזרקת ICV ואיסוף דם כמתואר לעיל7. לפני הניסויים, עכברים אלה שוכנו עם מחזור אור כהה של 12 שעות / 12 שעות והייתה להם גישה חופשית להאכלה ומים בהתאם למדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה.
1. ביצוע craniotomy
הערה: קרניוטומיה יכולה להתבצע יום אחד או יותר לפני ההזרקה בפועל, מה שהופך את תהליך ההזרקה למהיר יותר ביום הניסוי.
- הכינו את החומרים לקרניוטומיה כמתואר להלן.
- הניחו משטח ספסל נקי או חומר וילונות על משטח העבודה. הדביקו את חרוט האף של מאדה איזופלורן למשטח העבודה (קרוב לנסיין, אך פונה אליו; ראו איור 1A).
- מניחים צינור סילסטי על קצה מחט סטרילית חדה 18 גרם כך ~ 1 מ"מ של קצה המחט בולט. מניחים צינור סילסטי על קצה מחט קהה סטרילית כך ~ 1 מ"מ של קצה המחט בולט.
הערה: יש להשתמש במחטים ארוזות מראש נפרדות וסטריליות (חדות וקהות) עבור כל עכבר. - אספו מכונת גילוח חשמלית, פילינג יוד, גזה סטרילית ופדים אלכוהוליים להכנת אתר ההזרקה.
- תרגול הזזת מחט 2 מ"מ לרוחב ו 1 מ"מ קאודלי כמתואר להלן.
- השתמשו בסרגל ובעט כדי לסמן דף נייר עם נקודת התחלה (זו תהיה ברגמה), סימן 2 מ"מ משמאל או מימין, וסימן נוסף 1 מ"מ מעל האחרון (זה יהיה אתר ההזרקה; ראו איור 1B).
- תרגלו הזזת המחט מנקודת ההתחלה לנקודה 1 לסימון נקודה 2 (ברגמה לאתר ההזרקה) עד שתהיו בטוחים שניתן לחזור על התנועה ללא קווי עזר.
הערה: הקואורדינטות המתוארות כאן יעילות בעכברי C57/BL6 בוגרים, אך זנים אחרים או קבוצות גיל אחרות עשויים לדרוש הסתגלות.
- הכן את העכבר עבור craniotomy כמתואר להלן.
- הכניסו את העכבר לתא אינדוקציה והרדימו את העכבר עם איזופלורן 3%-4% בחמצן ברמה רפואית. עם תרגול והיכרות עם ההליך, להפחית את משך החשיפה הכולל isoflurane פחות מ 10 דקות עבור הליך craniotomy.
אזהרה: חשיפה לאיזופלורן מסוכנת לבריאות האדם; יש להשתמש במכשיר אידוי איזופלורן מאושר ונבדק באזור מאוורר היטב עם אמצעים לסילוק גזי פסולת. - ברגע שרפלקס הבוהן נעדר, יש לגלח את ראש החיה. יש למרוח חומר סיכה לעיניים.
- הניחו את העכבר על משטח העבודה כשהראש בתוך חרוט האף כדי לשמור על הרדמה.
- לנהל סוכן משכך כאבים, כגון buprenorphine (0.6-0.8 מ"ג / ק"ג משקל גוף עכבר, תת עורית), על פי הוראות הספק.
- נקו את מקום ההזרקה על ידי ניגוב הראש בגזה סטרילית טבולה בתמיסת יוד (בצעו שלושה קרצוף), ולאחר מכן נגבו עם כרית קרצוף אלכוהול (בצעו שלוש פעמים).
הערה: יש להסיר את הפרווה ולנקות את העור סביב אתר ההזרקה ולהשתמש במכשירים ומחטים סטריליים, בהתאם להמלצת האגודה האמריקאית לרפואה וטרינרית למניעת זיהומים.
- הכניסו את העכבר לתא אינדוקציה והרדימו את העכבר עם איזופלורן 3%-4% בחמצן ברמה רפואית. עם תרגול והיכרות עם ההליך, להפחית את משך החשיפה הכולל isoflurane פחות מ 10 דקות עבור הליך craniotomy.
- החזק בחוזקה את ראש העכבר ביד הלא דומיננטית. מקמו את הראש שטוח ככל האפשר על משטח העבודה.
- אתר את מקום ההזרקה.
- השתמש מחט חדה מוכן 18 G כדי לזהות תחילה bregma; לשם כך, גרור את המחט על פני העור של הראש לאורך קו האמצע, נע במישור rostral-caudal. דמיינו משולש שווה צלעות שבו שני הקודקודים הם העיניים והקודקוד השלישי הוא המיקום המשוער של ברגמה (ראו איור 1C).
- מ bregma, להעביר את המחט 2 מ"מ לרוחב ו 1 מ"מ caudal לאתר ההזרקה.
- תוך כדי החזקת המחט אנכית, דוחפים בחוזקה את המחט דרך העור והעצם עד שהצינור סומק עם העור.
- משכו את המחט, סובבו את המחט ולחצו שוב דרך העור והעצם. חזור על התהליך עד שנוצר חור קטן בעצם.
- השתמש במחט הקהה כדי לבדוק שנוצר חור מספיק בעצם. המטרה היא ליצור פתח בעצם גדול מספיק כדי שהמחט הקהה תעבור דרכו.
- הסר את העכבר מחרוט האף, נקה כל דם מאתר ההזרקה עם גזה סטרילית, והנח את העכבר בכלוב על כלוב חם יותר עד ער. מכיוון שהפתח שנעשה על ידי הקרניוטומיה הוא קטן (מחט 18 גרם), אין צורך לסגור את האתר בתפר או קליפסים לפצע.
הערה: הפתח המיוצר כאן הוא קטן (18 גרם), ולכן מוסדות רבים רואים הליך זה זריקה בניגוד לניתוח. יתר על כן, למרות שנוצר פתח דרך העור והעצם למוח, החזקת העור מתוח גורמת לכך שהחורים אינם מיושרים, מה שככל הנראה מסייע במניעת מגע של המוח עם פלורת העור או מצעי הכלוב.
2. ביצוע הזריקה
- הכינו את החומרים להזרקה כמתואר להלן.
- הניחו משטח ספסל נקי או חומר וילונות על משטח העבודה. הדביקו את חרוט האף של מאדה איזופלורן למשטח העבודה (קרוב לנסיין, אך פונה אליו; ראו איור 1A).
- חבר מחט 27 G באורך 10 מ"מ עם שיפוע 45° למזרק זכוכית 5 μL. מניחים צינור סילסטי על המחט כך 3.5 מ"מ של קצה המחט בולט; השתמשו בסרט מעבדה כדי להצמיד את הצינורית לגוף המזרק (ראו איור 1D).
- הכינו את אמצעי ההזרקה (תרופה, וירוס או נוזל אחר להזרקה) בצינור. לקבלת התוצאות המייצגות במחקר זה, הוזרק מי מלח איזוטוניים סטריליים.
הערה: בחר צינור המאפשר גישה באמצעות מזרק הזכוכית ומחט, כגון צינור מיקרוצנטריפוגה בנפח 2 מ"ל. - ציירו 3 מיקרוליטר של אמצעי הזרקה לתוך מזרק הזכוכית. ראשית, לצייר יותר מהנפח הרצוי, ולהוציא עד 3 μL נשאר מזרק.
- אספו פילינג יוד, גזה סטרילית ורפידות אלכוהול להכנת אתר ההזרקה.
- הפעל טיימר מעבדה במצב ספירה לאחור ומקם את הטיימר כך שיהיה גלוי לנסיין בעת ביצוע הזרקות.
- תרגול הזזת מחט 2 מ"מ לרוחב ו 1 מ"מ קאודלי כפי שבוצע ביום הקודם.
- הכן את העכבר להזרקה כמתואר להלן.
- מניחים את העכבר בתא האינדוקציה ומרדים את העכבר עם איזופלורן. ברגע שרפלקס הבוהן נעדר, מרחו חומר סיכה לעיניים, והניחו את העכבר על משטח העבודה כשהראש בקונוס האף.
- נקו את מקום ההזרקה עם שלושה מגבונים של יוד ואלכוהול כל אחד. זהה את אתר ההזרקה באמצעות מחט 18 גרם (או מחט קהה) כמתואר בשלב 1.8. החור שנוצר במהלך craniotomy צריך להיות לזיהוי.
הערה: אם הקרניוטומיה לא בוצעה מראש, או אם החור בגולגולת אינו ניתן לזיהוי, ניתן לבצע את הקרניוטומיה כאן.
- בצע את ההזרקה עם מזרק זכוכית כמתואר להלן.
- החזק בחוזקה את ראש העכבר ביד הלא דומיננטית. מקמו את הראש שטוח ככל האפשר על משטח העבודה.
- מניחים את המחט של מזרק הזכוכית דרך החור בגולגולת עד שהצינור המונח מעל המחט שהוכן בשלב 2.1.2 מונח על עור העכבר.
- החזק את המזרק אנכית ככל האפשר, תוך שימת לב הן למישור העטרה והן למישור הסגיטלי. הזריקו באיטיות את המדיה במשך דקה.
- החזיקו את המזרק והמחט במקומם למשך דקה נוספת לאחר סיום ההזרקה כדי למזער את הזרימה חזרה. לאט לאט למשוך את המחט מראשו של העכבר.
- הסר את העכבר מחרוט האף, נקה כל דם מאתר ההזרקה עם גזה סטרילית (אם יש קיים), והנח את העכבר בכלוב על כלוב חם יותר עד ער.
3. אישור מיקום ההזרקה
- מרדימים עמוק ומחוררים את העכבר במי מלח ו-4% פרפורמלדהיד במי מלח חוצצי פוספט (PBS) כפי שתואר קודם לכן8. אחסנו את המוח ב-30% סוכרוז ב-PBS בטמפרטורה של 4°C עד שהמוח שוקע (בדרך כלל יומיים).
- חתכו 20-50 מיקרומטר קטעי קורונל על קריוסטט כפי שתואר קודם9. בזמן החיתוך, התבוננו בדרכי ההזרקה בבלוק הרקמות. רשום אם מערכת ההזרקה חותכת בבירור את החדר הצידי.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
כאשר מבוצעת בהצלחה, טכניקה זו מאפשרת משלוח מהיר של סוכן ניסיוני לתוך מערכת החדרים. פרופיל דופק של הורמון מחלמן (LH) מעכבר שעבר כריתת שחלות שקיבל זריקת ICV של 3 μL של מי מלח איזוטוניים סטריליים, הכלי לתרכובות פרמקולוגיות רבות, מוצג באיור 2A. דוגמה זו מדגימה כי חשיפה קצרה להרדמת גזים והזרקת 3 מיקרוליטר נוזל למערכת החדרים בלבד לא שינו את הפרשת LH הפועמת. בשעה 3 שעות לאחר הזרקת ICV, החיה הומתה ורקמה עצבית טרייה קפואה נאספה ונחתכה בהקפאה; דרכי ההזרקה הצטלבו בבירור עם החדר הצידי. דרכי ההזרקה נראו גם ברקמה עצבית מעכברים מחוררים עם קיבוע (10 מ"ל של מי מלח הפריניזציה ואחריו 20 מ"ל של 4% פרפורמלדהיד בחיץ פוספט). דוגמאות לזריקות שמוקמו נכון מוצגות באיור 2B. שתי דוגמאות לזריקות שמוקמו באופן שגוי מוצגות באיור 2C. דוגמאות להזרקות נכונות (משמאל) ושל הזרקות שגויות של דיו הודי מוצגות באיור 2D. הזרקת דיו הודו שימושית לתרגול טכניקה זו מכיוון שהיא מאפשרת הדמיה ברורה של מיקום ההזרקה. ניתן לראות את זרימת הצבע הן לחדרים הצדיים והן לחדר השלישי בזריקות הממוקמות נכון (איור 2D, משמאל).
איור 1: תמונות המתארות את הכנת הציוד ואת קואורדינטות ההזרקה להזרקות ICV ביד חופשית. (A) תצורת תחנת העבודה להזרקות ICV ביד חופשית. (B) סכימה לתרגול התנועה הדרושה להנחת הזרקת ICV בעכברות C57/BL6 בנות 3-4 חודשים. (C) מיקום משוער של ברגמה בעכברים בוגרים. (D) מיקום הצינורית לחשיפת 3.5 מ"מ מקצה המחט להזרקה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: נתוני הורמון מחלמן והיסטולוגיה מייצגים הקשורים לזריקות ICV ביד חופשית. (A) פרופיל דופק LH לפני ואחרי הזרקת ICV. נקודות הנתונים עם מילוי שחור מלא מייצגות פולסים כפי שנקבעו באמצעות ניסוח מחדש של PULSAR10 עם הפרמטרים המוצעים בהפניה זו עבור עכבר OVX ורמת זיהוי של 0.32 ng/mL. (B) צילומים של קטע קורונלי במוח עכבר עם הזרקת ICV הממוקמת כראוי. (C) צילומים של מקטע קורונלי במוח עכבר עם הזרקת ICV שבוצעה באופן שגוי: מערכת הזרקה צידית לחדר (משמאל), ומערכת הזרקה גבית לחדר (מימין). (D) תצלומים של קטע קורונלי במוח עכבר עם הזרקת ICV ממוקמת כראוי של דיו הודו (משמאל) והזרקת ICV של דיו הודו הממוקמת באופן שגוי (מימין). הערה: לוחות B ו-C מתארים מוחות מחוררים פרפורמלדהיד שנאספו 3 שעות לאחר הזרקת מי מלח; לוח D מתאר מוחות טריים שנאספו על קרח יבש 2 דקות לאחר הזרקת דיו הודו. סרגל קנה מידה = 1 מ"מ לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
כאן מתואר אמצעי פשוט ויעיל לביצוע זריקות ICV בעכברים. מכיוון שטכניקה זו אינה דורשת מסגרת סטריאוטקסית, גישה זו להעברה מרכזית של תרופות וסוכני ניסוי נגישה לחוקרים נוספים. בנוסף, גישה זו היא תפוקה גבוהה יחסית שכן הליך ההכנה וההזרקה יכול להתבצע במהירות.
מכיוון שהליך זה דורש מניפולציה של מחטים ומזרק זכוכית ביד תוך שימוש במרחקים משוערים, מומלץ שהמתרגל החדש יקדיש זמן מה לתרגול התנועות לפני עבודה עם בעלי חיים חיים. בנוסף, גופות עכבר יכול להיות שימושי לתרגול זיהוי ברגמה עם המחט. ברגע שקצת ביטחון בתנועה נרכש, ניסיון עם חיות אימון חיות ייעודיות מועיל. במהלך מפגשי התרגול, הזרקת 3 μL של דיו הודו הופכת את ההערכה החזותית של מיקום ההזרקה לקלה יותר. זריקות הממוקמות כראוי יגרמו להכתמה שחורה בחדר הצדדי האיפסילטרלי ולעיתים קרובות בחדר השלישי ובחדר הלטרלי הנגדי. הזרקת דיו היא הליך סופני ואין לאפשר לעכברים להתאושש מהרדמה לאחר הזרקת דיו. אפילו מתרגלים מנוסים יכולים להפיק תועלת מחזרה על התנועה הצידית של 2 מ"מ והתנועה הקאודלית של 1 מ"מ מספר פעמים לפני ביצוע הזריקה. בנוסף, חשוב להחזיק את מזרק הזכוכית אנכי כאשר הוא ממוקם במוח. עם תרגול, >75% מהזריקות צפויות להיות ממוקמות בצורה נכונה. החזקת המחט במקומה למשך ~1 דקות לאחר הזרקת הנפח המלא יכולה לסייע במניעת זרימה חוזרת של הנוזל אל מחוץ למוח. במהלך תקופה זו, חיוני להחזיק את המחט במצב הנכון ללא תנועה. ביצוע מוצלח של הליך זה דורש ניסיון במניפולציה אמינה והחזקת המחט ומזרק הזכוכית.
אם חלק מהזריקות אינן ממוקמות כראוי, קיימות מספר אפשרויות לפתרון בעיות. ראשית, בדקו שמחט ההזרקה ישרה (לא כפופה) ושהמחט מקובעת היטב למזרק הזכוכית. לאחר מכן, אם הזריקות שהוחמצו משתנות במיקומן, יש צורך בתרגול נוסף של מניפולציה והחזקת מזרק הזכוכית. אדם נוסף שיזהה אם המזרק מוחזק אנכית במהלך ההזרקה יכול גם הוא לעזור. מציאת ברגמה על עור שלם עם המחט דורשת גם תרגול. מומלץ מאוד לקחת זמן לזהות בביטחון את ציון הדרך הזה לפני שממשיכים בזריקה. אם הזריקות ממוקמות באופן עקבי במיקום שגוי, יהיה צורך לשנות את קואורדינטות ההזרקה. הקואורדינטות המתוארות כאן (±2 מ"מ לרוחב, 1 מ"מ קאודלי לברגמה) יעילות בעכברי C57/BL6 בוגרים, אך ייתכן שיהיה צורך להתאים קואורדינטות אלה לזנים אחרים או לקבוצות גיל אחרות.
למרות שטכניקה זו יכולה להיות יעילה מאוד באספקה מהירה של סוכנים באופן מרכזי, ישנן כמה מגבלות. מכיוון שהבוכנה של המזרק מועברת ביד, קצב ההזרקה יכול להיות משתנה. מומלץ להזריק אותו לאט יחסית כדי למנוע השפעות פוטנציאליות מחוץ למטרה של לחץ במערכת החדרים. נפח הזרקה של 3 μL מומלץ בפרוטוקול זה; עם זאת, נפח הזרקה גדול יותר (5 μL) נוצל במעבדות אחרות11. בהתאם לתוצאה שנמדדה, ייתכן שיהיה צורך להתאים את נפח ההזרקה ואת קצבה. לדוגמה, עכברים צעירים עשויים לסבול רק נפחי הזרקה קטנים יותר. לכן, מומלץ לבצע ניסויים מקדימים לבדיקת השפעות הרכב. מגבלה נוספת היא שאישור מיקום נכון של ההזרקה מוגבל להערכה סובייקטיבית משהו של דרכי ההזרקה לאחר איסוף הרקמה. דרכי ההזרקה נראות הן ברקמה טרייה קפואה והן ברקמה מחוררת פרפורמלדהיד שנאספה מספר שעות לאחר הזרקת ICV (ראו תמונות בתוצאות מייצגות). אם מתבצעות מספר זריקות, ייתכן שלא יהיה ברור מסימני דרכי העיכול אם כל זריקה בוצעה בהצלחה.
גישה חופשית זו לביצוע זריקות ICV דורשת הרדמה. עם תרגול, הזריקות יכולות להתבצע במהירות, וכתוצאה מכך חשיפה קצרה (3-5 דקות) להרדמה. על ידי גילוח ראש העכבר וביצוע הקרניוטומיה (ניקוב הגולגולת במחט חדה) לפני יום הניסוי, ניתן לקצר את זמן ההרדמה במהלך הניסוי. עכברים בדרך כלל מחלימים לחלוטין מחשיפה קצרה זו להרדמה תוך מספר דקות. איסוף דגימות דם בקצה הזנב מיד לאחר ההרדמה יכול להיות מאתגר, כך שניתן להשהות את הדגימה למשך ~ 30 דקות לאחר ההזרקה כדי למזער את הלחץ בעכברים, אם כי זה לא הכרחי לחלוטין. מעבדות אחרות מדדו בהצלחה גם שינויים בהפרשת LH (דגימות חד פעמיות) 30 דקות לאחר מתן תרופות באמצעות טכניקת ICV ביד חופשית זו 1,12. שינויים בהתנהגות המוטורית והבליעה במשך תקופה של 24 שעות התגלו גם לאחר זריקות ICV13, כך שניתן לבצע ניטור לטווח ארוך. מומלץ לבצע בדיקות מקדימות כדי לקבוע את קלות הדגימה ואת ההשפעות האפשריות של ההרדמה על התוצאות המעניינות.
לסיכום, טכניקת הזרקת ICV ביד חופשית המתוארת כאן היא שיטה פשוטה אך רבת עוצמה להעברת חומרים ניסיוניים למוח. היתרונות הספציפיים הם שהגישה מהירה ופשוטה מבחינה טכנית ומאפשרת שיעור גבוה של זריקות מוצלחות. יתר על כן, מכיוון שטכניקה זו דורשת חשיפה קצרה בלבד להרדמה, ניתן לשלב אותה עם מגוון טכניקות אחרות כגון דגימת דם תכופה, מניפולציה של מעגלים עצביים, או הקלטה in vivo כדי לחקור תהליכים נוירואנדוקריניים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין מה לחשוף.
Acknowledgments
ברצוננו להודות לד"ר קלי ברין צ'רץ', למר מייקל קרייסמן ולגב' ג'סיקה ג'אנג על תרומתם לאיסוף הנתונים המוצגים בתוצאות המייצגות. עבודה זו נתמכה על ידי המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) R00 HD104994 (R.B.M).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18-gauge blunt needles | SAI Infusion | B18-150 | |
| 18-gauge needles | BD Medical | 305195 | |
| Alcohol pads | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Bench pad | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Betadine solution | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprenorphine | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Controlled substance |
| Eyelube | Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Glass syringe | Hamilton | 7634-01 | |
| Injection needle | Hamilton | 7803-01 | 27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45 |
| Isoflurane | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Isoflurane vaporizer | Vet Equip | V-10 | |
| Laboratory Tape | VWR | 89098-128 | |
| Medical grade oxygen | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldehyde | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | J67802.K2 | |
| PulsaR Software | Open source, University of Otago | See ref 9 | |
| Ruler | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Silastic tubing (0.040" I.D.) | DOW | 508-005 | |
| Silastic tubing (0.078" I.D.) | DOW | 508-009 | |
| Sterile saline | VWR | 101320-574 | |
| Sucrose | Fisher Scientific | S5-500 |
References
- Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. Journal of Visualized Experiments. (91), e51863 (2014).
- Taylor, Z. V., Khand, B., Porgador, A., Monsonego, A., Eremenko, E. An optimized intracerebroventricular injection of CD4(+) T cells into mice. STAR Protocols. 2 (3), 100725 (2021).
- Russo, K. A., et al. Circadian control of the female reproductive axis through gated responsiveness of the RFRP-3 system to VIP signaling. Endocrinology. 156 (7), 2608-2618 (2015).
- Laursen, S. E., Belknap, J. K. Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements. Journal of Pharmacological Methods. 16 (4), 355-357 (1986).
- Haley, T. J., McCormick, W. G. Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse. British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 12 (1), 12-15 (1957).
- McCosh, R. B., et al. Insulin-induced hypoglycaemia suppresses pulsatile luteinising hormone secretion and arcuate Kiss1 cell activation in female mice. Journal of Neuroendocrinology. 31 (12), e12813 (2019).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).
- Comba, A., et al. Laser capture microdissection of glioma subregions for spatial and molecular characterization of intratumoral heterogeneity, oncostreams, and invasion. Journal of Visual Experiments. (158), e60939 (2020).
- Porteous, R., et al. Reformulation of PULSAR for analysis of pulsatile LH secretion and a revised model of estrogen-negative feedback in mice. Endocrinology. 162 (11), (2021).
- Hohmann, J. G., et al. Differential role of melanocortins in mediating leptin's central effects on feeding and reproduction. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 278 (1), R50-R59 (2000).
- Gottsch, M. L., et al. A role for kisspeptins in the regulation of gonadotropin secretion in the mouse. Endocrinology. 145 (9), 4073-4077 (2004).
- Krasnow, S. M., et al. A role for galanin-like peptide in the integration of feeding, body weight regulation, and reproduction in the mouse. Endocrinology. 144 (3), 813-822 (2003).
