Summary
Her beskrives en enkel og rask tilnærming for å utføre intracerebroventrikulære injeksjoner hos mus ved hjelp av en frihåndstilnærming (det vil si uten en stereotaksisk enhet).
Abstract
Undersøkelsen av nevroendokrine systemer krever ofte levering av medisiner, virus eller andre eksperimentelle midler direkte inn i hjernen til mus. En intracerebroventrikulær (ICV) injeksjon tillater utbredt levering av eksperimentelt middel gjennom hele hjernen (spesielt i strukturer nær ventriklene). Her beskrives metoder for å lage frihånds ICV-injeksjoner hos voksne mus. Ved å bruke visuelle og taktile landemerker på musens hoder, kan injeksjoner i laterale ventrikler gjøres raskt og pålitelig. Injeksjonene er laget med en glasssprøyte holdt i eksperimentørens hånd og plassert på omtrentlige avstander fra landemerkene. Dermed krever denne teknikken ikke en stereotaksisk ramme. Videre krever denne teknikken bare kortvarig isoflurananestesi, noe som tillater etterfølgende vurdering av musens atferd og/eller fysiologi hos våkne, fritt oppførende mus. Frihånds ICV-injeksjon er et kraftig verktøy for effektiv levering av eksperimentelle midler i hjernen til levende mus og kan kombineres med andre teknikker som hyppig blodprøvetaking, nevralkretsmanipulasjon eller in vivo-opptak for å undersøke nevroendokrine prosesser.
Introduction
Levering av eksperimentelle midler, for eksempel narkotika1, virus2 eller celler3, til hjernen er ofte nødvendig for nevroendokrin forskning. Hvis agenten ikke lett krysser blod-hjernebarrieren eller det eksperimentelle målet er å spesifikt teste de sentrale effektene av midlet, er det viktig å ha en pålitelig metode for å levere injeksjoner i hjernen. Videre gir injeksjon i det intracerebroventrikulære (ICV) rommet muligheten til å distribuere midlet bredt i hjernen og gir et stort målområde, og øker dermed sannsynligheten for vellykket injeksjon2.
En vanlig metode for å lage ICV-injeksjoner innebærer plassering av en permanent inneliggende kanyle. I denne tilnærmingen er en stereotaksisk ramme nødvendig for å plassere den kommersielt tilgjengelige eller skreddersydde kanylen, da kanylen limes eller sementeres på plass. Ofte, ved utvinning, administreres en suprafysiologisk dose angiotensin II gjennom kanylen, og hvis drikkeadferd umiddelbart observeres, anses kanylen å være riktig plassert4. Denne tilnærmingen har mange fordeler, inkludert evnen til å utføre langvarig infusjon og evnen til å injisere det samme dyret flere ganger; I tillegg, hvis angiotensin II benyttes, kan korrekt plassering bekreftes før administrering av eksperimentelle forbindelser. Det er imidlertid noen begrensninger ved å plassere en permanent kanyle, inkludert kravet om dyrt utstyr (stereotaksisk ramme), muligheten for skade på kanylen etter plassering (f.eks. mus kan tygge på kanylen til en burkompis) og muligheten for infeksjoner rundt den permanente kanylen. Enkelte ICV-injeksjoner kan gjøres ved bruk av en stereotaksisk ramme3, som, selv om den er effektiv, krever betydelig eksponering for anestesi og dermed kan skjule noen akutte fysiologiske og atferdsmessige effekter av behandlingen. I tillegg krever plassering av mus i en stereotaksisk ramme betydelig trening for å oppnå stabil plassering og forhindre brudd på ørekanaler.
Her beskrives en etablert metode for å lage frihåndsinjeksjoner hos mus. Denne metoden er basert på tidligere rapporter 5,6. Fordelene med denne teknikken er at den er enkel, rask og ikke krever spesialutstyr som en stereotaksisk ramme. Som beskrevet nedenfor innebærer denne prosedyren å manipulere en glasssprøyte i forhold til landemerker på musehodet for å gjøre injeksjonene, noe som kan gjøres raskt og krever derfor bare noen få minutter med gassbedøvelse på eksperimentdagen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrene ble godkjent av Colorado State University (# 3960) og University of California San Diego Institutional Animal Care and Use Committees, hvor de representative dataene ble samlet inn (S13235, PI Kellie Breen Church). Data fra fem voksne hunnmus og to voksne C57/BL6-hannmus (9-16 uker gamle) er avbildet i den representative datadelen. Hunnmus ble ovariektomisert 3-4 uker før ICV-injeksjon og blodinnsamling som beskrevet tidligere7. Før eksperimentering ble disse musene plassert med en 12 timers lyssyklus / 12 timers mørkt lys og hadde fri tilgang til fôr og vann i samsvar med veiledningen for omsorg og bruk av laboratoriedyr.
1. Utføre kraniotomi
MERK: Kraniotomi kan utføres en eller flere dager før selve injeksjonen, noe som gjør injeksjonsprosessen raskere på forsøksdagen.
- Forbered materialene for kraniotomi som beskrevet nedenfor.
- Plasser en ren benkpute eller drapert materiale på arbeidsflaten. Teip nesekjeglen til en isofluran fordamper til arbeidsflaten (nær, men vendt bort fra, eksperimentøren; se figur 1A).
- Plasser silastslangen på enden av en steril, skarp 18 G kanyle slik at ~1 mm av nålespissen stikker ut. Plasser silastslangen på enden av en steril, butt nål slik at ~1 mm av nålespissen stikker ut.
MERK: Separate og sterile ferdigpakkede kanyler (skarpe og butte) skal brukes for hver mus. - Samle en barbermaskin, jodskrubb, sterilt gasbind og alkoholputer for å forberede injeksjonsstedet.
- Øv deg på å bevege en nål 2 mm lateral og 1 mm kaudal som beskrevet nedenfor.
- Bruk en linjal og en penn til å markere et ark med et startpunkt (dette vil være bregma), et merke 2 mm til enten venstre eller høyre, og et annet merke 1 mm over det siste (dette vil være injeksjonsstedet; se figur 1B).
- Øv på å bevege nålen fra startpunktet til markeringspunkt 1 for å markere punkt 2 (bregma til injeksjonsstedet) til du er sikker på at bevegelsen kan gjentas uten føringer.
MERK: Koordinatene beskrevet her er effektive hos voksne C57 / BL6-mus, men andre stammer eller aldersgrupper kan kreve justering.
- Forbered musen for kraniotomi som beskrevet nedenfor.
- Plasser musen i et induksjonskammer og bedøv musen med 3% -4% isofluran i medisinsk oksygen. Med øvelse og kjennskap til prosedyren, reduser den totale varigheten av isofluran eksponering til mindre enn 10 minutter for kraniotomi prosedyren.
FORSIKTIG: Eksponering av isofluran er helsefarlig. Bruk en godkjent og inspisert isofluran fordamper i et godt ventilert område for rensing av avgasser. - Når tårefleksen er fraværende, barberer du dyrets hode. Påfør øye smøremiddel.
- Plasser musen på arbeidsflaten med hodet i nesekeglen for å opprettholde anestesi.
- Administrer et smertestillende middel, som buprenorfin (0,6-0,8 mg/kg mus kroppsvekt, subkutant), som anvist av leverandøren.
- Rengjør injeksjonsstedet ved å tørke hodet med sterilt gasbind dyppet i en jodoppløsning (utfør tre skrubber), og tørk deretter med en alkoholskrubbepute (utfør tre ganger).
MERK: Fjern pelsen og rengjør huden rundt injeksjonsstedet og bruk sterile instrumenter og nåler, som anbefalt av American Veterinary Medical Association for å forhindre infeksjoner.
- Plasser musen i et induksjonskammer og bedøv musen med 3% -4% isofluran i medisinsk oksygen. Med øvelse og kjennskap til prosedyren, reduser den totale varigheten av isofluran eksponering til mindre enn 10 minutter for kraniotomi prosedyren.
- Hold musens hode fast med den ikke-dominerende hånden. Plasser hodet så flatt på arbeidsflaten som mulig.
- Finn injeksjonsstedet.
- Bruk den klargjorte skarpe 18 G kanylen til først å identifisere bregma; For dette, dra nålen over hodet på hodet langs midtlinjen, og beveg deg i rostral-kaudalplanet. Tenk deg en likesidet trekant der de to hjørnene er øynene og det tredje toppunktet er den omtrentlige plasseringen av bregma (se figur 1C).
- Fra bregma, flytt nålen 2 mm lateralt og 1 mm caudalt til injeksjonsstedet.
- Mens du holder nålen vertikalt, trykk nålen bestemt gjennom huden og benet til slangen er i flukt med huden.
- Trekk nålen inn, roter nålen og press gjennom huden og benet igjen. Gjenta prosessen til et lite hull er opprettet i beinet.
- Bruk den butte nålen for å kontrollere at det er produsert et tilstrekkelig hull i beinet. Ta sikte på å lage en åpning i beinet som er stor nok til at den stumpe nålen kan passere gjennom.
- Fjern musen fra nesekjeglen, rengjør blod fra injeksjonsstedet med sterilt gasbind, og legg musen i et bur på en burvarmer til den er våken. Siden åpningen laget av kraniotomi er liten (18 G nål), trenger ikke stedet å lukkes med en sutur eller sårklemmer.
MERK: Åpningen som produseres her er liten (18 G), så mange institusjoner anser denne prosedyren som en injeksjon i motsetning til en operasjon. Dessuten, selv om en åpning gjennom hud og bein til hjernen er laget, holder huden stram resulterer i hullene ikke justerer, noe som sannsynligvis hjelper til med å hindre hudflora eller bur sengetøy fra å kontakte hjernen.
2. Sette injeksjonen
- Klargjør materialene for injeksjonen som beskrevet nedenfor.
- Plasser en ren benkpute eller drapert materiale på arbeidsflaten. Teip nesekjeglen til en isofluran fordamper til arbeidsflaten (nær, men vendt bort fra, eksperimentøren; se figur 1A).
- Fest en 10 mm lang 27 G kanyle med 45° skråkant på en 5 mikrol glasssprøyte. Plasser silastslangen på nålen slik at 3,5 mm av nålespissen stikker ut. bruk laboratorietape til å holde slangen mot sprøytekroppen (se figur 1D).
- Klargjør injeksjonsmediet (legemiddel, virus eller annen væske til injeksjon) i en slange. For de representative resultatene i denne studien ble sterilt isotont saltvann injisert.
MERK: Velg et rør som tillater tilgang med glasssprøyten og nålen, for eksempel et 2 ml mikrosentrifugerør. - Trekk 3 mikrol injeksjonsmedier inn i glasssprøyten. Trekk først mer enn ønsket volum, og ta ut til 3 μL forblir i sprøyten.
- Samle jodskrubb, sterilt gasbind og alkoholputer for å forberede injeksjonsstedet.
- Start en laboratorietimer i opptellingsmodus og plasser timeren slik at den er synlig for eksperimentøren mens du gjør injeksjoner.
- Øv deg på å bevege en nål 2 mm lateral og 1 mm caudal som utført dagen før.
- Klargjør musen for injeksjon som beskrevet nedenfor.
- Plasser musen i induksjonskammeret og bedøv musen med isofluran. Når tårefleksen er fraværende, bruk øyesmøremiddel og plasser musen på arbeidsflaten med hodet i nesekeglen.
- Rengjør injeksjonsstedet med tre våtservietter hver av jod og alkohol. Identifiser injeksjonsstedet med en 18 G kanyle (eller avstumpet nål) som beskrevet i trinn 1.8. Hullet som opprettes under kraniotomi, skal kunne påvises.
MERK: Hvis kraniotomien ikke er utført på forhånd, eller hvis hullet i skallen ikke kan påvises, kan kraniotomien utføres her.
- Injiser injeksjonen med en glasssprøyte som beskrevet nedenfor.
- Hold musens hode fast med den ikke-dominerende hånden. Plasser hodet så flatt på arbeidsflaten som mulig.
- Plasser nålen på glasssprøyten gjennom hullet i skallen til slangen som er plassert over nålen klargjort i trinn 2.1.2 hviler på musens hud.
- Hold sprøyten så vertikalt som mulig, og vær oppmerksom på både koronale og sagittale plan. Injiser mediet langsomt over en periode på 1 min.
- Hold sprøyten og kanylen på plass i ytterligere ett minutt etter avsluttet injeksjon for å minimere tilbakestrømning. Trekk nålen sakte ut av musens hode.
- Fjern musen fra nesekjeglen, rengjør blod fra injeksjonsstedet med sterilt gasbind (hvis det er noe tilstede), og plasser musen i et bur på et burvarmere til det er våkent.
3. Bekrefte injeksjonsstedet
- Dypt bedøve og perfuse musen med saltvann og 4% paraformaldehyd i fosfatbufret saltvann (PBS) som tidligere beskrevet8. Oppbevar hjernen i 30% sukrose i PBS ved 4 ° C til hjernen synker (typisk 2 dager).
- Skjær 20-50 μm koronale snitt på en kryostat som beskrevet tidligere9. Under seksjonering, observer injeksjonskanalen i vevsblokken. Registrer om injeksjonskanalen tydelig krysser lateral ventrikel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Når det utføres vellykket, tillater denne teknikken rask levering av et eksperimentelt middel i ventrikulærsystemet. En luteiniserende hormon (LH) pulsprofil fra en ovariektomert mus som fikk en ICV-injeksjon på 3 μL sterilt isotont saltvann, kjøretøyet for mange farmakologiske forbindelser, er vist i figur 2A. Dette eksemplet viser at kortvarig eksponering for gassanestesi og injeksjon av 3 μl væske i ventrikkelsystemet alene ikke endret den pulsatile LH-sekresjonen. Ved 3 timer etter ICV-injeksjonen ble dyret avlivet, og ferskfrosset nevralvev ble samlet og kuttet på en kryostat; Injeksjonskanalen krysset tydelig med lateral ventrikkel. Injeksjonskanalen var også synlig i nevralvev fra mus perfusert med fikseringsmiddel (10 ml heparinisert saltvann etterfulgt av 20 ml 4% paraformaldehyd i fosfatbuffer). Eksempler på riktig plasserte injeksjoner er vist i figur 2B. To eksempler på feilplasserte injeksjoner er vist i figur 2C. Eksempler på riktig (venstre) og feil plasserte injeksjoner av India-blekk er vist i figur 2D. Injeksjonen av India-blekk er nyttig for å praktisere denne teknikken, da det muliggjør klar visualisering av injeksjonsstedet. Flyten av fargestoff inn i både laterale ventrikler og tredje ventrikkel kan ses i riktig plasserte injeksjoner (figur 2D, venstre).
Figur 1: Bilder som viser klargjøring av utstyret og injeksjonskoordinater for frihånds ICV-injeksjoner. (A) Konfigurasjon av arbeidsstasjonen for frihånds ICV-injeksjoner. (B) Skjema for å øve på bevegelsen som er nødvendig for å plassere ICV-injeksjonen i 3-4 måneder gamle kvinnelige C57 / BL6-mus. (C) Omtrentlig plassering av bregma hos voksne mus. (D) Plassering av slangen for å avdekke 3,5 mm av kanylespissen for injeksjonen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Representative luteiniserende hormon- og histologidata relatert til ICV-injeksjoner med fri hånd. (A) LH-pulsprofil før og etter ICV-injeksjonen. Datapunktene med heldekkende svart fyll representerer pulser som bestemt ved hjelp av en reformulering av PULSAR10 med parametrene foreslått i den referansen for en OVX-mus og et deteksjonsnivå på 0,32 ng / ml. (B) Fotografier av et koronalt snitt av musehjerne med riktig plassert ICV-injeksjon. (C) Fotografier av en koronal del av musehjernen med en feilplassert ICV-injeksjon: en injeksjonskanal lateral til ventrikkelen (venstre), og en injeksjonskanal dorsal til ventrikkelen (høyre). (D) Fotografier av en koronal del av musehjernen med en riktig plassert ICV-injeksjon av India-blekk (venstre) og en feilplassert ICV-injeksjon av India-blekk (høyre). Merk: panelene B og C skildrer paraformaldehyd-perfuserte hjerner samlet 3 timer etter injeksjon av saltvann; panel D viser ferske hjerner samlet på tørris 2 min etter injeksjon av India blekk. Vektstang = 1 mm Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her beskrives et enkelt og effektivt middel for å lage ICV-injeksjoner hos mus. Siden denne teknikken ikke krever en stereotaksisk ramme, er denne tilnærmingen for sentral levering av narkotika og eksperimentelle midler tilgjengelig for flere forskere. I tillegg er denne tilnærmingen relativt høy gjennomstrømning siden forberedelses- og injeksjonsprosedyren kan utføres raskt.
Siden denne prosedyren krever manipulering av nåler og en glasssprøyte for hånd med omtrentlige avstander, anbefales det at den nye utøveren bruker litt tid på å øve bevegelsene før han arbeider med levende dyr. I tillegg kan musekadavre være nyttige for å øve på å identifisere bregma med nålen. Når litt tillit til bevegelsen er oppnådd, er erfaring med dedikerte levende treningsdyr nyttig. Under treningsøktene gjør injeksjonen av 3 μL India-blekk den visuelle vurderingen av injeksjonsplasseringen enklere. Korrekt plasserte injeksjoner vil resultere i svartfarging i ipsilateral lateral ventrikkel og ofte i tredje ventrikkel og kontralateral lateral ventrikkel. Injeksjon av blekk er en terminal prosedyre, og mus bør ikke få lov til å komme seg fra anestesi etter blekkinjeksjon. Selv erfarne utøvere kan ha nytte av å øve på 2 mm lateral og 1 mm kaudal bevegelse noen ganger før de injiserer. I tillegg er det viktig å holde glasssprøyten vertikalt når den plasseres i hjernen. I praksis kan >75 % av injeksjonene forventes å være riktig plassert. Å holde nålen på plass i ~ 1 min etter at hele volumet er injisert, kan bidra til å forhindre tilbakestrømning av væsken ut av hjernen. I løpet av denne tiden er det viktig å holde nålen i riktig posisjon uten bevegelse. Den vellykkede utførelsen av denne prosedyren krever erfaring i pålitelig manipulering og holding av nålen og glasssprøyten.
Hvis noen injeksjoner ikke er plassert riktig, er det flere feilsøkingsalternativer. Kontroller først at kanylen er rett (ikke bøyd) og at kanylen er godt festet til glasssprøyten. Deretter, hvis de glemte injeksjonene er variable i deres plassering, er det nødvendig med ytterligere øvelse i å manipulere og holde glasssprøyten. Det kan også være nyttig å ha en ekstra person til å se om sprøyten holdes vertikalt under injeksjonen. Å finne bregma over intakt hud med nålen krever også øvelse. Det anbefales sterkt å ta seg tid til å identifisere dette landemerket før du fortsetter med injeksjonen. Hvis injeksjonene konsekvent plasseres på feil sted, vil det være nødvendig å endre injeksjonskoordinatene. Koordinatene beskrevet her (±2 mm laterale, 1 mm kaudale til bregma) er effektive hos voksne C57/BL6-mus, men disse koordinatene må kanskje justeres for andre stammer eller aldersgrupper.
Selv om denne teknikken kan være svært effektiv i rask levering av agenter sentralt, er det noen begrensninger. Siden sprøytens stempel beveges for hånd, kan injeksjonshastigheten variere. Det anbefales å injisere det relativt sakte for å unngå potensielle off-target effekter av trykk i ventrikkelsystemet. Et injeksjonsvolum på 3 μL anbefales i denne protokollen. Et større injeksjonsvolum (5 μL) er imidlertid benyttet i andre laboratorier11. Avhengig av utfallet som måles, kan det være nødvendig å justere injeksjonsvolum og hastighet. For eksempel kan unge mus bare tolerere mindre injeksjonsvolumer. Derfor anbefales foreløpige eksperimenter for å teste for kjøretøyeffekter. En ytterligere begrensning er at bekreftelsen på korrekt injeksjonsplassering er begrenset til en noe subjektiv vurdering av injeksjonskanalen etter at vevet er samlet. Injeksjonskanalen er synlig i både ferskfryst og paraformaldehydperfusert vev samlet flere timer etter ICV-injeksjonen (se bilder i representative resultater). Hvis flere injeksjoner er gjort, kan det ikke være klart fra traktatmerkene om hver injeksjon ble plassert.
Denne frihånds tilnærmingen til å lage ICV-injeksjoner krever anestesi. Med praksis kan injeksjonene gjøres raskt, noe som resulterer i kort (3-5 min) eksponering for bedøvelsen. Ved å barbere hodet på musen og utføre kraniotomi (piercing skallen med en skarp nål) før forsøksdagen, kan tiden under anestesi under forsøket reduseres. Mus vanligvis fullstendig gjenopprette fra denne korte eksponering for anestesi i løpet av få minutter. Innsamling av blodprøver umiddelbart etter anestesi kan være utfordrende, slik at prøvetaking kan suspenderes i ~ 30 minutter etter injeksjonen for å minimere stress hos musene, selv om dette ikke er strengt nødvendig. Andre laboratorier har også målt endringer i LH-sekresjon (engangsprøver) 30 minutter etter administrering av farmakologiske midler ved bruk av denne frihånds ICV-teknikken 1,12. Endringer i lokomotorisk og inntaksadferd over en 24-timers periode har også blitt oppdaget etter ICV-injeksjoner13, slik at langsiktig overvåking kan utføres. Det anbefales å utføre foreløpige tester for å bestemme hvor enkelt prøvetaking og de potensielle effektene anestesi har på utfall av interesse.
Oppsummert er ICV-injeksjonsteknikken med fri hånd beskrevet her en enkel, men kraftig metode for å levere eksperimentelle midler inn i hjernen. De spesifikke fordelene er at tilnærmingen er rask og teknisk enkel og muliggjør en høy grad av vellykket plasserte injeksjoner. Dessuten, siden denne teknikken bare krever kort eksponering for anestesi, kan den kombineres med en rekke andre teknikker som hyppig blodprøvetaking, nevralkretsmanipulasjon eller in vivo-opptak for å undersøke nevroendokrine prosesser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Vi vil gjerne takke Dr. Kellie Breen Church, Michael Kreisman og Jessica Jang for deres bidrag til å samle inn dataene som vises i de representative resultatene. Dette arbeidet ble støttet av National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (RBM).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18-gauge blunt needles | SAI Infusion | B18-150 | |
| 18-gauge needles | BD Medical | 305195 | |
| Alcohol pads | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Bench pad | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Betadine solution | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprenorphine | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Controlled substance |
| Eyelube | Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Glass syringe | Hamilton | 7634-01 | |
| Injection needle | Hamilton | 7803-01 | 27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45 |
| Isoflurane | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Isoflurane vaporizer | Vet Equip | V-10 | |
| Laboratory Tape | VWR | 89098-128 | |
| Medical grade oxygen | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldehyde | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | J67802.K2 | |
| PulsaR Software | Open source, University of Otago | See ref 9 | |
| Ruler | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Silastic tubing (0.040" I.D.) | DOW | 508-005 | |
| Silastic tubing (0.078" I.D.) | DOW | 508-009 | |
| Sterile saline | VWR | 101320-574 | |
| Sucrose | Fisher Scientific | S5-500 |
References
- Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. Journal of Visualized Experiments. (91), e51863 (2014).
- Taylor, Z. V., Khand, B., Porgador, A., Monsonego, A., Eremenko, E. An optimized intracerebroventricular injection of CD4(+) T cells into mice. STAR Protocols. 2 (3), 100725 (2021).
- Russo, K. A., et al. Circadian control of the female reproductive axis through gated responsiveness of the RFRP-3 system to VIP signaling. Endocrinology. 156 (7), 2608-2618 (2015).
- Laursen, S. E., Belknap, J. K. Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements. Journal of Pharmacological Methods. 16 (4), 355-357 (1986).
- Haley, T. J., McCormick, W. G. Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse. British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 12 (1), 12-15 (1957).
- McCosh, R. B., et al. Insulin-induced hypoglycaemia suppresses pulsatile luteinising hormone secretion and arcuate Kiss1 cell activation in female mice. Journal of Neuroendocrinology. 31 (12), e12813 (2019).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).
- Comba, A., et al. Laser capture microdissection of glioma subregions for spatial and molecular characterization of intratumoral heterogeneity, oncostreams, and invasion. Journal of Visual Experiments. (158), e60939 (2020).
- Porteous, R., et al. Reformulation of PULSAR for analysis of pulsatile LH secretion and a revised model of estrogen-negative feedback in mice. Endocrinology. 162 (11), (2021).
- Hohmann, J. G., et al. Differential role of melanocortins in mediating leptin's central effects on feeding and reproduction. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 278 (1), R50-R59 (2000).
- Gottsch, M. L., et al. A role for kisspeptins in the regulation of gonadotropin secretion in the mouse. Endocrinology. 145 (9), 4073-4077 (2004).
- Krasnow, S. M., et al. A role for galanin-like peptide in the integration of feeding, body weight regulation, and reproduction in the mouse. Endocrinology. 144 (3), 813-822 (2003).
