Summary
Här beskrivs ett enkelt och snabbt tillvägagångssätt för att utföra intracerebroventrikulära injektioner på möss med hjälp av en frihandsmetod (det vill säga utan en stereotaktisk enhet).
Abstract
Undersökningen av neuroendokrina system kräver ofta leverans av läkemedel, virus eller andra experimentella medel direkt in i hjärnan hos möss. En injektion av intracerebroventrikulär (ICV) gör det möjligt att i stor utsträckning leverera det experimentella medlet i hela hjärnan (särskilt i strukturerna nära kamrarna). Här beskrivs metoder för att göra ICV-injektioner på fri hand hos vuxna möss. Genom att använda visuella och taktila landmärken på mössens huvuden kan injektioner i de laterala ventriklarna göras snabbt och tillförlitligt. Injektionerna görs med en glasspruta som hålls i försöksledarens hand och placeras på ungefärligt avstånd från landmärkena. Således kräver denna teknik inte en stereotaktisk ram. Dessutom kräver denna teknik endast kortvarig isoflurananebedövning, vilket möjliggör efterföljande bedömning av musbeteende och/eller fysiologi hos vakna möss som beter sig fritt. ICV-injektion på fri hand är ett kraftfullt verktyg för effektiv leverans av experimentella medel till hjärnan hos levande möss och kan kombineras med andra tekniker som frekvent blodprovstagning, manipulation av neurala kretsar eller in vivo-inspelning för att undersöka neuroendokrina processer.
Introduction
Leverans av experimentella ämnen, såsom läkemedel1, virus2 eller celler3, till hjärnan är ofta nödvändigt för neuroendokrin forskning. Om medlet inte lätt passerar blod-hjärnbarriären eller om det experimentella målet är att specifikt testa de centrala effekterna av medlet, är det viktigt att ha en tillförlitlig metod för att leverera injektioner i hjärnan. Dessutom ger injektion i det intracerebroventrikulära (ICV) utrymmet möjlighet att distribuera medlet brett i hjärnan och ger ett stort målområde, vilket ökar sannolikheten för framgångsrik injektion2.
En vanlig metod för att göra ICV-injektioner är att placera en permanent kvarliggande kanyl. I detta tillvägagångssätt är en stereotaktisk ram nödvändig för att positionera den kommersiellt tillgängliga eller specialtillverkade kanylen, eftersom kanylen limmas eller cementeras på plats. Ofta, vid återhämtning, administreras en suprafysiologisk dos av angiotensin II genom kanylen, och om dryckesbeteende omedelbart observeras, anses kanylen vara korrekt placerad4. Detta tillvägagångssätt har många fördelar, bland annat möjligheten att utföra långvarig infusion och möjligheten att injicera samma djur flera gånger. Dessutom, om angiotensin II används, kan korrekt placering bekräftas före administrering av experimentella substanser. Det finns dock vissa begränsningar för att placera en permanent kanyl, inklusive kravet på dyr utrustning (stereotaktisk ram), risken för skador på kanylen efter placering (t.ex. kan möss tugga på kanylen på en burkamrat) och risken för infektioner runt den permanenta kanylen. Enstaka ICV-injektioner kan göras med hjälp av en stereotaktisk ram3, som, även om den är effektiv, kräver betydande exponering för anestesi och därmed kan dölja vissa akuta fysiologiska och beteendemässiga effekter av behandlingen. Dessutom kräver placeringen av möss i en stereotaktisk ram omfattande träning för att uppnå stabil placering och förhindra att hörselgångarna brister.
Här beskrivs en etablerad metod för att göra frihandsinjektioner i möss. Denna metod är baserad på tidigare rapporter 5,6. Fördelarna med denna teknik är att den är enkel, snabb och inte kräver specialutrustning som en stereotaktisk ram. Som beskrivs nedan innebär denna procedur att man manipulerar en glasspruta i förhållande till landmärken på mushuvudet för att göra injektionerna, vilket kan göras snabbt och därför kräver endast några minuters gasbedövning på experimentdagen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla procedurer godkändes av Colorado State University (#3960) och University of California San Diego Institutional Animal Care and Use Committees, där representativa data samlades in (S13235, PI Kellie Breen Church). Data från fem vuxna honmöss och två vuxna hanmöss av typen C57/BL6 (9-16 veckor gamla) visas i avsnittet med representativa uppgifter. Honmöss ovariektomerades 3-4 veckor före ICV-injektion och blodinsamling som beskrivits tidigare7. Före experimentet hölls dessa möss med en 12 timmars ljus/12 timmars mörkerljuscykel och hade fri tillgång till foder och vatten i enlighet med Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.
1. Utföra kraniotomi
OBS: Kraniotomi kan utföras en eller flera dagar före själva injektionen, vilket gör injektionsprocessen snabbare på dagen för experimentet.
- Förbered materialet för kraniotomin enligt beskrivningen nedan.
- Placera en ren bänkdyna eller draperat material på arbetsytan. Tejpa fast noskonen på en isofluranförångare på arbetsytan (nära, men vänd bort från, försöksledaren; se figur 1A).
- Placera silastisk slang på änden av en steril vass 18 G nål så att ~1 mm av nålspetsen sticker ut. Placera silastisk slang på änden av en steril trubbig nål så att ~1 mm av nålspetsen sticker ut.
OBS: Separata och sterila färdigförpackade nålar (vassa och trubbiga) ska användas för varje mus. - Samla ihop en elektrisk rakapparat, jodskrubb, steril gasväv och spritkuddar för att förbereda injektionsstället.
- Öva på att flytta en nål 2 mm i sidled och 1 mm stjärtfena enligt beskrivningen nedan.
- Använd en linjal och en penna för att markera ett pappersark med en startpunkt (detta kommer att vara bregma), en markering 2 mm till antingen vänster eller höger, och en annan markering 1 mm ovanför den sista (detta kommer att vara injektionsstället; se figur 1B).
- Öva på att flytta nålen från startpunkten till markeringspunkt 1 till markering punkt 2 (bregma till injektionsstället) tills du är säker på att rörelsen kan upprepas utan guider.
OBS: Koordinaterna som beskrivs här är effektiva för vuxna C57/BL6-möss, men andra stammar eller åldersgrupper kan behöva justeras.
- Förbered musen för kraniotomi enligt beskrivningen nedan.
- Placera musen i en induktionskammare och bedöva musen med 3%-4% isofluran i syrgas av medicinsk kvalitet. Med övning och förtrogenhet med proceduren, minska den totala varaktigheten av isofluranexponering till mindre än 10 minuter för kraniotomiproceduren.
VARNING: Exponering för isofluran är farligt för människors hälsa; Använd en godkänd och inspekterad isofluranförångare i ett välventilerat utrymme med hjälp av rening av avgaser. - När tåreflexen är frånvarande, raka djurets huvud. Applicera glidmedel för ögonen.
- Placera musen på arbetsytan med huvudet i noskonen för att bibehålla anestesi.
- Administrera ett smärtstillande medel, såsom buprenorfin (0,6-0,8 mg/kg kroppsvikt hos möss, subkutant), enligt leverantörens anvisningar.
- Rengör injektionsstället genom att torka av huvudet med steril gasbinda doppad i en jodlösning (utför tre skrubbningar) och torka sedan av med en spritskrubbdyna (utför tre gånger).
OBS: Ta bort pälsen och rengör huden runt injektionsstället och använd sterila instrument och nålar, enligt rekommendationer från American Veterinary Medical Association för att förhindra infektioner.
- Placera musen i en induktionskammare och bedöva musen med 3%-4% isofluran i syrgas av medicinsk kvalitet. Med övning och förtrogenhet med proceduren, minska den totala varaktigheten av isofluranexponering till mindre än 10 minuter för kraniotomiproceduren.
- Håll stadigt i mushuvudet med den icke-dominanta handen. Placera huvudet så plant på arbetsytan som möjligt.
- Leta reda på injektionsstället.
- Använd den förberedda vassa 18 G-nålen för att först identifiera bregma; För detta, dra nålen över huden på huvudet längs mittlinjen och rör dig i det rostral-kaudala planet. Föreställ dig en liksidig triangel där de två hörnen är ögonen och det tredje hörnet är den ungefärliga platsen för bregma (se figur 1C).
- Från bregma flyttar du nålen 2 mm åt sidan och 1 mm stjärtfenan till injektionsstället.
- Håll nålen vertikalt och tryck nålen ordentligt genom huden och benet tills slangen är i jämnhöjd med huden.
- Dra tillbaka nålen, rotera nålen och tryck genom huden och benet igen. Upprepa processen tills ett litet hål skapas i benet.
- Använd den trubbiga nålen för att kontrollera att det har gjorts ett tillräckligt hål i benet. Sikta på att göra en öppning i benet som är tillräckligt stor för att den trubbiga nålen ska kunna passera igenom.
- Ta bort musen från näskonen, rensa bort eventuellt blod från injektionsstället med steril gasbinda och placera musen i en bur på en burvärmare tills den vaknar. Eftersom öppningen som görs av kraniotomin är liten (18 G nål) behöver platsen inte stängas med en sutur eller sårklämmor.
OBS: Öppningen som produceras här är liten (18 G), så många institutioner anser att denna procedur är en injektion i motsats till en operation. Dessutom, även om en öppning genom hud och ben till hjärnan görs, resulterar det i att hålen inte är i linje om man håller huden spänd, vilket sannolikt hjälper till att förhindra att hudfloran eller burbäddar kommer i kontakt med hjärnan.
2. Injektionskontroll
- Bered materialen för injektionen enligt beskrivningen nedan.
- Placera en ren bänkdyna eller draperat material på arbetsytan. Tejpa fast noskonen på en isofluranförångare på arbetsytan (nära, men vänd bort från, försöksledaren; se figur 1A).
- Fäst en 10 mm lång 27 G nål med en 45° avfasning på en 5 μL glasspruta. Placera silastisk slang på nålen så att 3.5 mm av nålspetsen sticker ut; använd laboratorietejp för att hålla slangen mot sprutkroppen (se figur 1D).
- Bered injektionsmediet (läkemedel, virus eller annan vätska för injektion) i ett rör. För de representativa resultaten i denna studie injicerades steril isoton koksaltlösning.
OBS: Välj ett rör som tillåter åtkomst med glassprutan och nålen, till exempel ett 2 ml mikrocentrifugrör. - Dra upp 3 μl injektionsmedia i glassprutan. Dra först upp mer än önskad volym och mata ut tills 3 μL återstår i sprutan.
- Samla jodskrubb, steril gasväv och spritkuddar för att förbereda injektionsstället.
- Starta en laboratorietimer i uppräkningsläge och placera timern så att den är synlig för försöksledaren när injektionerna görs.
- Öva på att flytta en nål 2 mm i sidled och 1 mm stjärtfena som du gjorde föregående dag.
- Förbered musen för injektion enligt beskrivningen nedan.
- Placera musen i induktionskammaren och bedöva musen med isofluran. När tåreflexen är frånvarande, applicera ögonsmörjmedel och placera musen på arbetsytan med huvudet i näskonen.
- Rengör injektionsstället med tre våtservetter vardera från jod och alkohol. Identifiera injektionsstället med en 18 G nål (eller trubbig nål) enligt beskrivningen i steg 1.8. Hålet som skapas under kraniotomi ska vara detekterbart.
OBS: Om kraniotomin inte har utförts i förväg, eller om hålet i skallen inte är detekterbart, kan kraniotomin utföras här.
- Utför injektionen med en glasspruta enligt beskrivningen nedan.
- Håll stadigt i mushuvudet med den icke-dominanta handen. Placera huvudet så plant på arbetsytan som möjligt.
- Placera glassprutans nål genom hålet i skallen tills slangen som placerats över nålen som förberetts i steg 2.1.2 vilar på musens hud.
- Håll sprutan så vertikalt som möjligt, var uppmärksam på både koronal- och sagittalplanet. Injicera långsamt materialet under en period av 1 minut.
- Håll sprutan och nålen på plats i ytterligare en minut efter avslutad injektion för att minimera återflöde. Dra långsamt tillbaka nålen från mushuvudet.
- Ta bort musen från näskonen, rensa bort eventuellt blod från injektionsstället med steril gasbinda (om sådan finns) och placera musen i en bur på en burvärmare tills den vaknar.
3. Bekräfta injektionsstället
- Bedöva och perfundera musen djupt med koksaltlösning och 4% paraformaldehyd i fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) som tidigare beskrivits8. Förvara hjärnan i 30 % sackaros i PBS vid 4 °C tills hjärnan sjunker (vanligtvis 2 dagar).
- Skär 20-50 μm koronasektioner på en kryostat som beskrivits tidigare9. Under snittning, observera injektionskanalen i vävnadsblocket. Anteckna om injektionskanalen tydligt skär den laterala ventrikeln.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
När den utförs framgångsrikt möjliggör denna teknik snabb leverans av ett experimentellt medel in i ventrikelsystemet. En pulsprofil för luteiniserande hormon (LH) från en ovariektomerad mus som fick en ICV-injektion av 3 μL steril isoton koksaltlösning, vehikel för många farmakologiska föreningar, visas i figur 2A. Detta exempel visar att kortvarig exponering för gasanestesi och injektion av 3 μL vätska i ventrikelsystemet ensamt inte förändrade den pulserande LH-sekretionen. 3 timmar efter ICV-injektionen avlivades djuret och färskfryst nervvävnad samlades in och skars på en kryostat. Injektionskanalen korsade tydligt den laterala ventrikeln. Injektionskanalen var också synlig i nervvävnad från möss som perfunderats med fixeringsmedel (10 ml hepariniserad koksaltlösning följt av 20 ml 4 % paraformaldehyd i fosfatbuffert). Exempel på korrekt placerade injektioner visas i figur 2B. Två exempel på felaktigt placerade injektioner visas i figur 2C. Exempel på korrekt (vänster) och felaktigt placerade injektioner av bläck visas i figur 2D. Injektionen av indiskt bläck är användbar för att öva på denna teknik eftersom den möjliggör en tydlig visualisering av injektionsplatsen. Flödet av färgämne till både de laterala kamrarna och den tredje ventrikeln kan ses i korrekt placerade injektioner (Figur 2D, vänster).
Figur 1: Bilder som visar förberedelsen av utrustningen och injektionskoordinaterna för ICV-injektioner på fri hand. A) Utformning av arbetsstationen för ICV-injektioner på fri hand. (B) Schema för att öva den rörelse som krävs för att placera ICV-injektionen i 3-4 månader gamla C57/BL6-honmöss. C) Ungefärlig placering av bregma hos vuxna möss. (D) Slangen ska placeras så att 3,5 mm av nålspetsen för injektionen syns. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Representativa luteiniserande hormon- och histologidata relaterade till ICV-injektioner på fri hand. (A) LH-pulsprofil före och efter ICV-injektionen. Datapunkterna med fast svart fyllning representerar pulser som bestämts med hjälp av en omformulering av PULSAR10 med de parametrar som föreslås i den referensen för en OVX-mus och en detektionsnivå på 0,32 ng/ml. (B) Fotografier av ett koronasnitt av mushjärna med en korrekt placerad ICV-injektion. (C) Fotografier av ett koronalt snitt av mushjärna med en felaktigt placerad ICV-injektion: en injektionskanal lateralt om ventrikeln (vänster) och en injektionskanal dorsal till ventrikeln (höger). (D) Fotografier av en koronal sektion av mushjärna med en korrekt placerad ICV-injektion av Indien-bläck (vänster) och en felaktigt placerad ICV-injektion av Indien-bläck (höger). Anm.: Panelerna B och C visar paraformaldehydperfunderade hjärnor som samlats in 3 timmar efter injektion av koksaltlösning. panel D visar färska hjärnor samlade på torris 2 minuter efter injektionen av indiskt bläck. Skalstreck = 1 mm Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Här beskrivs ett enkelt och effektivt sätt att göra ICV-injektioner i möss. Eftersom denna teknik inte kräver en stereotaktisk ram, är detta tillvägagångssätt för central leverans av läkemedel och experimentella medel tillgängligt för fler forskare. Dessutom är detta tillvägagångssätt relativt högt genomströmning eftersom berednings- och injektionsproceduren kan utföras snabbt.
Eftersom denna procedur kräver manipulering av nålar och en glasspruta för hand med ungefärliga avstånd, rekommenderas det att den nya utövaren ägnar lite tid åt att öva på rörelserna innan han eller hon arbetar med levande djur. Dessutom kan muskadaver vara användbara för att öva på att identifiera bregma med nålen. När man väl har fått ett visst förtroende för rörelsen är det bra att ha erfarenhet av dedikerade levande övningsdjur. Under övningssessionerna gör injektionen av 3 μL indiskt bläck den visuella bedömningen av injektionsplaceringen lättare. Korrekt placerade injektioner kommer att resultera i svartfärgning i den ipsilaterala laterala ventrikeln och ofta i den tredje ventrikeln och den kontralaterala laterala ventrikeln. Injektion av bläck är en dödlig procedur och möss bör inte tillåtas återhämta sig från anestesi efter bläckinjektion. Även erfarna utövare kan ha nytta av att öva på 2 mm lateral och 1 mm stjärtrörelse några gånger innan de gör en injektion. Dessutom är det viktigt att hålla glassprutan vertikalt när den placeras i hjärnan. Med övning kan >75 % av injektionerna förväntas vara korrekt placerade. Att hålla nålen på plats i ~1 minut efter att hela volymen har injicerats kan hjälpa till att förhindra återflöde av vätskan ut ur hjärnan. Under denna tid är det viktigt att hålla nålen i rätt läge utan att röra sig. För att denna procedur ska kunna utföras framgångsrikt krävs erfarenhet av att på ett tillförlitligt sätt manipulera och hålla nålen och glassprutan.
Om vissa injektioner inte placeras korrekt finns det flera felsökningsalternativ. Kontrollera först att injektionsnålen är rak (inte böjd) och att nålen sitter fast ordentligt i glassprutan. Därefter, om de missade injektionerna är varierande i sin placering, är ytterligare övning i att manipulera och hålla glassprutan motiverad. Det kan också vara bra att ha en extra person som kan se om sprutan hålls vertikalt under injektionen. Att hitta bregma över intakt hud med nålen kräver också övning. Vi rekommenderar starkt att du tar dig tid att identifiera detta landmärke innan du fortsätter med injektionen. Om injektionerna konsekvent placeras på fel plats är det nödvändigt att ändra injektionskoordinaterna. Koordinaterna som beskrivs här (±2 mm lateralt, 1 mm kaudalt till bregma) är effektiva för vuxna C57/BL6-möss, men dessa koordinater kan behöva justeras för andra stammar eller åldersgrupper.
Även om den här tekniken kan vara mycket effektiv för att snabbt leverera agenter centralt, finns det vissa begränsningar. Eftersom sprutkolven flyttas för hand kan injektionshastigheten varieras. Det rekommenderas att injicera det relativt långsamt för att undvika potentiella effekter av tryck i ventrikelsystemet. En injektionsvolym på 3 μL rekommenderas i detta protokoll. En större injektionsvolym (5 μL) har dock använts i andra laboratorier11. Beroende på det uppmätta resultatet kan injektionsvolymen och injektionshastigheten behöva justeras. Till exempel kan juvenila möss endast tolerera mindre injektionsvolymer. Därför rekommenderas preliminära experiment för att testa för fordonseffekter. En ytterligare begränsning är att bekräftelsen av korrekt injektionsplacering är begränsad till en något subjektiv bedömning av injektionskanalen efter att vävnaden har samlats in. Injektionskanalen är synlig i både färskfryst och paraformaldehydperfunderad vävnad som samlats in flera timmar efter ICV-injektionen (se bilder i representativa resultat). Om flera injektioner görs kan det hända att det inte framgår av kanalmärkena om varje injektion har placerats.
Denna frihandsmetod för att göra ICV-injektioner kräver anestesi. Med övning kan injektionerna göras snabbt, vilket resulterar i kort (3-5 min) exponering för bedövningsmedlet. Genom att raka mushuvudet och utföra kraniotomin (genomborra skallen med en vass nål) före experimentdagen kan tiden under narkos under experimentet minskas. Möss återhämtar sig vanligtvis helt från denna korta exponering för anestesi inom några minuter. Att samla in blodprover direkt efter anestesi kan vara utmanande, så provtagningen kan avbrytas i ~30 minuter efter injektionen för att minimera stress hos mössen, även om detta inte är absolut nödvändigt. Andra laboratorier har också framgångsrikt mätt förändringar i LH-sekretion (enstaka prover) 30 minuter efter administrering av farmakologiska medel med hjälp av denna frihands-ICV-teknik 1,12. Förändringar i rörelse- och intagsbeteende under en 24-timmarsperiod har också upptäckts efter ICV-injektioner13, så långtidsövervakning kan utföras. Att utföra preliminära tester för att bestämma hur lätt det är att ta prover och de potentiella effekterna av anestesi på resultat av intresse rekommenderas.
Sammanfattningsvis är den frihands-ICV-injektionsteknik som beskrivs här en enkel men kraftfull metod för att leverera experimentella medel in i hjärnan. De specifika fördelarna är att tillvägagångssättet är snabbt och tekniskt enkelt och möjliggör en hög frekvens av framgångsrikt placerade injektioner. Dessutom, eftersom denna teknik endast kräver kort exponering för anestesi, kan den kombineras med en mängd andra tekniker såsom frekvent blodprovstagning, manipulation av neurala kretsar eller in vivo-inspelning för att undersöka neuroendokrina processer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Vi vill tacka Dr. Kellie Breen Church, Mr. Michael Kreisman och Ms. Jessica Jang för deras bidrag till att samla in data som visas i de representativa resultaten. Detta arbete stöddes av National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18-gauge blunt needles | SAI Infusion | B18-150 | |
| 18-gauge needles | BD Medical | 305195 | |
| Alcohol pads | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Bench pad | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Betadine solution | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprenorphine | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Controlled substance |
| Eyelube | Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Glass syringe | Hamilton | 7634-01 | |
| Injection needle | Hamilton | 7803-01 | 27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45 |
| Isoflurane | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Isoflurane vaporizer | Vet Equip | V-10 | |
| Laboratory Tape | VWR | 89098-128 | |
| Medical grade oxygen | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldehyde | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | J67802.K2 | |
| PulsaR Software | Open source, University of Otago | See ref 9 | |
| Ruler | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Silastic tubing (0.040" I.D.) | DOW | 508-005 | |
| Silastic tubing (0.078" I.D.) | DOW | 508-009 | |
| Sterile saline | VWR | 101320-574 | |
| Sucrose | Fisher Scientific | S5-500 |
References
- Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. Journal of Visualized Experiments. (91), e51863 (2014).
- Taylor, Z. V., Khand, B., Porgador, A., Monsonego, A., Eremenko, E. An optimized intracerebroventricular injection of CD4(+) T cells into mice. STAR Protocols. 2 (3), 100725 (2021).
- Russo, K. A., et al. Circadian control of the female reproductive axis through gated responsiveness of the RFRP-3 system to VIP signaling. Endocrinology. 156 (7), 2608-2618 (2015).
- Laursen, S. E., Belknap, J. K. Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements. Journal of Pharmacological Methods. 16 (4), 355-357 (1986).
- Haley, T. J., McCormick, W. G. Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse. British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 12 (1), 12-15 (1957).
- McCosh, R. B., et al. Insulin-induced hypoglycaemia suppresses pulsatile luteinising hormone secretion and arcuate Kiss1 cell activation in female mice. Journal of Neuroendocrinology. 31 (12), e12813 (2019).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).
- Comba, A., et al. Laser capture microdissection of glioma subregions for spatial and molecular characterization of intratumoral heterogeneity, oncostreams, and invasion. Journal of Visual Experiments. (158), e60939 (2020).
- Porteous, R., et al. Reformulation of PULSAR for analysis of pulsatile LH secretion and a revised model of estrogen-negative feedback in mice. Endocrinology. 162 (11), (2021).
- Hohmann, J. G., et al. Differential role of melanocortins in mediating leptin's central effects on feeding and reproduction. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 278 (1), R50-R59 (2000).
- Gottsch, M. L., et al. A role for kisspeptins in the regulation of gonadotropin secretion in the mouse. Endocrinology. 145 (9), 4073-4077 (2004).
- Krasnow, S. M., et al. A role for galanin-like peptide in the integration of feeding, body weight regulation, and reproduction in the mouse. Endocrinology. 144 (3), 813-822 (2003).
