Summary
Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausschlagmodell mit einem mittelgroßen Infarkt und einer ausgezeichneten Überlebensrate. Dieses Modell ermöglicht es präklinischen Schlaganfallforschern, die Dauer der Ischämie zu verlängern, gealterte Mäuse zu verwenden und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.
Abstract
In der experimentellen Schlaganfallforschung wird der Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCAO) mit einem intraluminalen Filament häufig verwendet, um einen ischämischen Schlaganfall bei Mäusen zu modellieren. Das Filament-MCAO-Modell zeigt typischerweise einen massiven Hirninfarkt bei C57Bl/6-Mäusen, der manchmal Hirngewebe in dem Gebiet umfasst, das von der hinteren Hirnarterie versorgt wird, was weitgehend auf eine hohe Inzidenz von posteriore kommunizierenden Arterienatresie zurückzuführen ist. Dieses Phänomen wird als ein wesentlicher Faktor für die hohe Mortalitätsrate angesehen, die bei C57Bl/6-Mäusen während der langfristigen Schlaganfallerholung nach Filament-MCAO beobachtet wurde. Daher nutzen viele Studien zu chronischen Schlaganfällen distale MCAO-Modelle. Diese Modelle erzeugen jedoch in der Regel nur einen Infarkt im Bereich der Großhirnrinde, so dass die Beurteilung neurologischer Defizite nach einem Schlaganfall eine Herausforderung darstellen könnte. In dieser Studie wurde ein modifiziertes transkranielles MCAO-Modell etabliert, bei dem das MCA am Rumpf entweder dauerhaft oder vorübergehend über ein kleines Schädelfenster teilweise verschlossen ist. Da die Okklusionsstelle relativ nahe am Ursprung des MCA liegt, erzeugt dieses Modell Hirnschäden sowohl im Kortex als auch im Striatum. Eine umfangreiche Charakterisierung dieses Modells hat eine hervorragende Langzeitüberlebensrate, auch bei gealterten Mäusen, sowie leicht nachweisbare neurologische Defizite gezeigt. Daher stellt das hier beschriebene MCAO-Mausmodell ein wertvolles Werkzeug für die experimentelle Schlaganfallforschung dar.
Introduction
Fast 800.000 Menschen erleiden in den USA jedes Jahr einen Schlaganfall, und die meisten dieser Schlaganfälle sind ischämischer Natur1. Die rechtzeitige Wiederherstellung des zerebralen Blutflusses mit einem Gewebeplasminogenaktivator (tPA) und/oder einer Thrombektomie ist derzeit die wirksamste Behandlung für Schlaganfallpatienten. Die vollständige Wiederherstellung neurologischer Funktionen auf lange Sicht ist jedoch selten 2,3. Daher ist die Suche nach neuartigen Schlaganfalltherapien, die auf eine funktionelle Verbesserung abzielen, ein intensives Forschungsgebiet, das klinisch relevante Tiermodelle für Schlaganfälle erfordert.
Das häufigste ischämische Schlaganfallmodell bei Nagetieren verwendet den intraluminalen Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCAO), um einen Schlaganfall zu induzieren. Bei diesem Modell, das ursprünglich 1989 von Zea Longa entwickelt wurde, wird ein Nylonfilament in die Arteria carotis interna (ICA) eingeführt, um den Blutfluss zur mittleren Hirnarterie (MCA) zu blockieren4. Dieses Modell hat jedoch seine Grenzen. Erstens, wenn das Filament in das ICA eingeführt wird, könnte auch der Blutfluss zur hinteren Hirnarterie (PCA) teilweise blockiert werden, insbesondere bei Mäusen. Kritisch ist, dass die hintere kommunizierende Arterie (PcomA), eine kleine Arterie, die den vorderen und hinteren Hirnkreislauf verbindet, bei einigen Mausstämmen häufig unterentwickelt ist, wie z. B. C57Bl/6, dem Stamm, der hauptsächlich in der experimentellen Schlaganfallforschung verwendet wird. Es wird angenommen, dass diese Durchgängigkeit des PcomA zur Variabilität der Läsionsgröße bei Mäusen nach Schlaganfallbeiträgt 5. In der Tat, wenn der Blutfluss zur PCA während der MCAO steil abfällt und die PcomA nicht in der Lage ist, einen ausreichenden kollateralen Blutfluss bereitzustellen, kann sich der Schlaganfallinfarkt in das Territorium der PCA ausdehnen. Darüber hinaus führt in diesem Modell eine lange Dauer der Ischämie zu einer höheren Mortalitätswahrscheinlichkeit bei Mäusen. Folglich wird bei Mäusen typischerweise eine kurze MCAO-Dauer von 30-60 Minuten verwendet. Bei den meisten Schlaganfallpatienten kommt es jedoch einige Stunden vor der Reperfusionsbehandlung zu einer Ischämie. Daher ist ein Mausschlagmodell mit einer verlängerten Dauer der Ischämie von hoher klinischer Relevanz.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, den ischämischen Schlaganfall bei Mäusen zu modellieren, die einen mittelgroßen Infarkt und eine ausgezeichnete Überlebensrate haben. Dieses transkranielle MCAO-Modell adressiert kritische Merkmale des klinischen Schlaganfalls, da eine verlängerte Ischämie durchgeführt werden kann und ältere Mäuse dieses Modell gut vertragen, was eine langfristige Beurteilung der funktionellen Erholung ermöglicht.
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Protocol
Alle in dieser Arbeit beschriebenen Verfahren werden in Übereinstimmung mit den NIH-Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Tieren in der Forschung durchgeführt, und das Protokoll wurde vom Duke Institute Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt. Junge (8-10 Wochen alt) und ältere (22 Monate alte) männliche C57Bl/6-Mäuse wurden für die vorliegende Studie verwendet. Eine Übersicht über dieses Protokoll ist in Abbildung 1 dargestellt.
1. Chirurgische Vorbereitung
- Untersuchen Sie die Maus auf grobe Anomalien und Verhaltensdefizite.
HINWEIS: Vor der Operation ist es wichtig, dass Chirurgen geeignete PSA (persönliche Schutzausrüstung) tragen, einschließlich chirurgischer Maske, Mütze, Handschuhe und Kittel. - Wiegen Sie die Maus; Programmieren Sie das Beatmungsgerät (siehe Materialtabelle) auf der Grundlage des Körpergewichts.
- Platzieren Sie die Maus in einem 4 Zoll x 4 Zoll x 7 Zoll Induktionskasten für Anästhesie. Schalten Sie den Sauerstoffdurchflussmesser (siehe Materialtabelle) auf 30 und den Lachgasdurchflussmesser auf 70 ein. Schalten Sie den Vaporizer mit 5% Isofluran ein.
- Führen Sie den Führungsdraht in den 20 G intravenösen (IV) Katheter ein.
- Nehmen Sie die Maus aus der Induktionsbox, wenn ihre Atemfrequenz auf 30-40 Atemzüge pro Minute reduziert ist.
- Legen Sie die Maus in Rückenlage auf die Operationsbank. Ziehen Sie die Zunge der Maus heraus und halten Sie sie mit den Fingern der linken Hand fest. Führen Sie ein Laryngoskop (siehe Materialtabelle) in das Maul des Tieres ein, um das Stimmband sichtbar zu machen.
- Stabilisieren Sie das Mäusekinn am Laryngoskop mit dem rechten Mittelfinger. Geben Sie die linke Hand frei, um den 20 G IV-Katheter zu halten.
- Führen Sie den Führungsdraht leicht in das Stimmband ein und schieben Sie dann den 20 G IV-Katheter langsam in die Luftröhre, bis der Flügelteil des Katheters mit der Nasenspitze übereinstimmt.
HINWEIS: Wenn sich die Maus bewegt, stecken Sie den Draht nicht ein. Dies kann zu einem Trauma der Luftröhre und Blutungen führen. - Schalten Sie das Beatmungsgerät ein (siehe Materialtabelle) und verbinden Sie es mit dem 20 G IV-Katheter, der in der Maus intubiert ist. Reduzieren Sie das Isofluran auf 1,5 % und stellen Sie sicher, dass beide Lungen mechanisch beatmet werden.
HINWEIS: Vergessen Sie nicht, die Isofluran-Konzentration zu reduzieren. Andernfalls erhält die Maus eine Überdosis Anästhesie. - Augensalbe auf beide Augen auftragen und 5 mg/kg Carprofen subkutan injizieren.
- Halten Sie die Maus in einer seitlichen Position mit dem rechten Schläfenbereich nach oben. Halten Sie die Rektaltemperatur mit einem Heizkissen (35 °C) und einer Wärmelampe, die von einem Temperaturregler gesteuert wird, auf 37 °C (siehe Materialtabelle).
- Rasieren Sie die Oberfläche zwischen dem rechten Auge und dem Ohr und desinfizieren Sie den Operationsbereich mindestens dreimal mit Jod- und Alkoholtupfern.
2. MCAO-Chirurgie
- Öffnen Sie die sterile Instrumentenverpackung für die MCAO-Chirurgie. Tragen Sie sterile Handschuhe und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen 1 cm langen Hautschnitt zwischen dem rechten Auge und dem rechten Ohr.
HINWEIS: Überwachen Sie die Hautfarbe, die Körpertemperatur und die Reaktion auf das Einkneifen der Zehen alle 15 Minuten. - Sezieren Sie die darunter liegende Faszie mit einer Pinzette, um die Schläfen- und Kaumuskeln freizulegen.
HINWEIS: Achten Sie darauf, die Ohrspeicheldrüse nicht zu beschädigen. - Berühre mit einer Pinzette den unteren Teil des Schläfenmuskels und erkenne die Position des Jochbeinbogens. Ziehe vorsichtig die Äste des Gesichtsnervs zur Seite.
- Verwenden Sie die Spitze einer Hochtemperatur-Kauterschlaufe (siehe Materialtabelle), um einen 5 mm breiten Querschnitt am Schläfenmuskel zu schneiden.
- Verwenden Sie zwei Pinzetten, um den darunter liegenden Jochbogen zu präparieren und das Gelenk zwischen Oberkiefer und Jochbein freizulegen.
- Schneiden Sie mit einer Schere einen 3 mm großen Teil des Jochbogens ab und entfernen Sie ihn. Trennen Sie den Kaumuskel von der Schädelbasis.
HINWEIS: Achten Sie darauf, den Sinus retroorbitalis und die oberflächliche Schläfenvene nicht zu brechen. - Wenden Sie vier kleine Retraktoren an, die in verschiedenen Richtungen positioniert sind, um die Schädelbasis des Schädels freizulegen, wobei die Äste des Trigeminusnervs von einem Retraktor seitlich gezogen werden.
ANMERKUNG: Ein Sulcus auf der Außenfläche der Schädelbasis markiert die Lage der lateralen Fissur zwischen Frontallappen und Temporallappen. Hier liegt der MCA (Abbildung 2A), und sein Stamm und seine Äste sind durch den dünnen, durchsichtigen Schädel sichtbar (Abbildung 2B). Die Beziehung dieser Arterie zu anderen großen Hirnarterien ist in Abbildung 2A dargestellt. - Tragen Sie einen Tropfen mit 0,9 % normaler Kochsalzlösung auf den Schädel über dem MCA-Stamm und proximal zum Ast des rhinalen Kortex auf. Verwende eine elektrische Schleifmaschine, um den Schädel zu verdünnen, bis ein kleiner Bruch sichtbar ist.
HINWEIS: Drücken Sie den Grinder nicht gegen den Schädel, da er in den Schädel eindringen und die darunter liegende Arterie verletzen kann. - Verwenden Sie die Spitze der Pinzette, um den ausgedünnten Schädel anzuheben und zu entfernen. Bei Scheinmäusen sollten Sie hier aufhören und die Arterie nicht ligieren.
HINWEIS: Es wird ein kleines rechteckiges Fenster quer über den MCA-Stamm gebildet. - Legen Sie eine einzelsträngige Schlaufe aus schwarzer, geflochtener Seide auf den MCA (Abbildung 2C). Füge eine 8-0 ein mikrochirurgische Nadel, um den MCA-Stamm anzuheben und die Naht (siehe Materialtabelle) unter der Nadel zu binden, wobei beide Enden der Nadel auf der Oberseite des Seidenfadenschlaufenknotens belassen werden (Abbildung 2D).
- Bei vorübergehendem MCAO ziehen Sie den Seidenfadenknoten leicht unter der Nadel fest, um den arteriellen Blutfluss zu blockieren (Abbildung 2E), was den Beginn des MCAO darstellt.
- Verwenden Sie die Pinzette, um die Naht zu halten, und entfernen Sie die Nadel langsam am Ende der Ischämie (z. B. 60 Minuten oder länger).
HINWEIS: Wenn die Nadel entfernt wird, wird der Seidenfadenknoten vom MCA gelöst und das Gehirn wird wieder perfundiert (Abbildung 2F). - Für eine dauerhafte MCAO ziehen Sie die Seidenfadenschlaufe um die Arterie fest und entfernen Sie die Nadel. Schneiden und entfernen Sie das überschüssige Nahtmaterial.
- Tragen Sie einen Tropfen 0,25 % Bupivacain auf den Hautschnitt auf und vernähen Sie den Muskel und die Haut separat mit 6-0-Nylonnähten (siehe Materialtabelle). Tragen Sie eine antibiotische Salbe auf die Oberfläche des Hautschnitts auf.
HINWEIS: Der Hautschnitt kann auch mit sterilen Klammern oder Kleber verschlossen werden.
3. Nachsorge
- Schalten Sie das Isofluran aus, um die Maus aufzuwecken. Trennen Sie das Beatmungsgerät, wenn die Spontanatmung wiederhergestellt ist.
- Bringen Sie die Maus in eine Rückgewinnungskammer (siehe Materialtabelle) mit kontrollierter Temperatur.
- Extubieren Sie die Maus, wenn ihr Aufrichtreflex wiederhergestellt ist oder sie sich zu bewegen beginnt.
- Überwachen Sie die Maus genau in einer temperatur- und feuchtigkeitskontrollierten Kammer. Bringen Sie die Maus in den häuslichen Käfig zurück, nachdem sie das volle Bewusstsein erlangt hat (Erholungsphase ~2 h). Verabreichen Sie 5 mg/kg Carprofen täglich subkutan für 3 Tage.
4. Laser-Speckle-Kontrast-Bildgebung (LSCI)
- Sechs und 24 Stunden nach dem MCAO montieren Sie die anästhesierte Maus auf dem stereotaktischen Rahmen. Rasieren Sie die Oberseite des Kopfes und reinigen Sie ihn abwechselnd mit drei Jod- und Alkoholtupfern.
HINWEIS: Die Anästhesie wurde wie in Schritt 1.3 beschrieben durchgeführt. LSCI wird auch vor MCAO durchgeführt. - Machen Sie einen 3 cm langen Hautschnitt in der Mittellinie und trennen Sie die Haut vom Schädel ab. Wenden Sie vier kleine Nadelwundhaken an, um die Schädelspitze freizulegen.
- Bewegen Sie die Laser-Speckle-Kamera (siehe Materialtabelle) über den Kopf und stellen Sie den Fokus der Kamera ein. Stellen Sie sich den zerebralen Blutfluss vor.
5. 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung
- Betäuben Sie die Maus am Ende des Experiments, typischerweise am Tag 1, 3 oder 28 nach dem Schlaganfall, mit 5% Isofluran tief. Kneifen Sie den Schwanz zusammen, um sicherzustellen, dass es keine Schmerzreaktion gibt.
- Enthaupte die Maus mit einer chirurgischen Schere und ernte das Gehirn. Das Gehirn 20 Minuten lang in eiskalter Kochsalzlösung inkubieren.
- Legen Sie das Gehirn in eine Gehirnschneide-Matrix auf Eis und tropfen Sie kalte Kochsalzlösung auf das Gehirn. Schneide das Gehirn mit dünnen Rasierklingen in 1 mm dicke Scheiben.
- Tauchen Sie die Hirnschnitte in der gleichen Ausrichtung in eine Schale mit 2%iger TTC-Lösung (siehe Materialtabelle). Das Gericht 15 Minuten bei Raumtemperatur im Dunkeln aufbewahren.
HINWEIS: Normales Hirngewebe wird rot und ischämisches Gewebe bleibt weiß. - Übertragen Sie die Gehirnschnitte für 24 Stunden Fixierung auf 10% Formalin. Stellen Sie die Hirnschnitte ab und messen Sie den Infarktbereich.
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Representative Results
Mit einem direkten Blick unter dem Operationsmikroskop kann visuell bestätigt werden, dass der MCA-Blutfluss während der Ischämie blockiert ist. Unsere vorherige Studie zeigte eine >80%ige Verringerung des Blutflusses im ischämischen Bereich mit einem Laser-Doppler-Monitor6. Um Veränderungen des Blutflusses nach MCAO zu bestimmen, kann LSCI verwendet werden, um den ischämischen Insult und die Reperfusion weiter zu bestätigen (Abbildung 1). In Abbildung 3A ist zu sehen, dass die Blutversorgung im Bereich des rechten MCA reduziert war. Bei der transienten MCAO war nach Entfernung der Naht eine Reperfusion des zerebralen Blutflusses offensichtlich (Abbildung 3B) und wurde 24 Stunden später weiter verbessert (Abbildung 3C). Das Schlaganfallgehirn kann nach 24 h durchtrennt und mit TTC gefärbt werden. Abgestorbenes Gewebe reagierte nicht mit TTC und blieb weiß (Abbildung 1). Die TTC-Färbung zeigte, dass dieses Modell sowohl im kortikalen als auch im lateralen Striatum Infarktgewebe erzeugt und dass die Infarktgröße im Vergleich zum Filament-MCAO moderat ist (Abbildung 4). Dieses Modell wurde auf junge und ältere Tiere angewendet, und es wurde eine vernachlässigbare Mortalitätsrate (<5%) über 28 Beobachtungstage festgestellt7.
Dieses Modell verursacht motorische und sensorische Defizite, vor allem in der linken Vorderpfote. Unsere bisherigen Studien zeigen neurologische Defizite bei Schlaganfallmäusen, die durch verschiedene Verhaltenstests wie den Zylindertest, den Freifeldtest, den Tapeentfernungstest, den Poltest und den Von-Frey-Filamenttest belegtwerden 6,8,9,10. Mäuse, die einer 90-minütigen transkraniellen MCAO unterzogen wurden, zeigen im Vergleich zu scheinoperierten Mäusen auch kognitive Defizite6. Obwohl das langfristige funktionelle Ergebnis nach transkranieller MCAO bei gealterten Mäusen nicht systemisch untersucht wurde, zeigte ein ähnliches Modell bei gealterten Ratten über 28 Tage nach Schlaganfall deutlich neurologische Defizite7.
Abbildung 1: Überblick über das Protokoll. Das rechte MCA ist bei Mäusen vorübergehend oder dauerhaft durch ein kleines Schädelfenster verschlossen. TTC-Färbung und LSCI werden verwendet, um die Infarktgröße zu bestimmen bzw. den zerebralen Blutfluss nach Ischämie zu beurteilen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Die Schritte der transkraniellen MCAO-Chirurgie . (A) Lokalisation des ligierten MCA. (B) Exposition des MCA-Stammes und seiner Äste. (C) Ein einzelner Strang eines Seidennahtfadens wird über das MCA gelegt. (D) Ein 8-0 Die Nadel wird verwendet, um den MCA-Stamm anzuheben, und die Naht wird unter die Nadel gebunden. (E) Die Naht wird leicht gestrafft, um den Blutfluss zu blockieren. (F) Die Nadel und die Naht werden entfernt, um eine Reperfusion zu ermöglichen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Laser-Speckle-Kontrastbilder bei MCAO mit verzögerter Reperfusion . (A) Die rechte Hemisphäre wies eine niedrige Perfusionsfläche auf (roter Pfeil), was auf eine Ischämie hindeutet. (B) Nach 6 h Ischämie wurde die Naht entfernt, um eine Reperfusion zu ermöglichen, und die arteriellen Äste wurden sichtbar. (C) Nach 24 h war die Durchblutungsperfusion in diesen arteriellen Ästen verbessert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Unterschied zum Filament MCAO . (A) Das mit Tinte durchblutete Gehirn zeigt die Blutgefäße auf der Gehirnoberfläche. Der rote Pfeil zeigt auf den MCA-Stamm, der in diesem transkraniellen MCAO-Modell ligiert ist. Der grüne Pfeil zeigt auf den MCA-Ursprung, der die Stelle der MCA-Okklusion im Filament-MCAO-Modell ist. Der Hirninfarkt ist 24 Stunden nach dem Schlaganfall auf den TTC-gefärbten Objektträgern sichtbar. Die Proben stammen von (B) 60 Minuten Filament-MCAO in einer jungen Maus und (C) permanentem transkraniellem MCAO in jungen (8-10 Wochen alt) und (D) gealterten C57Bl/6-Mäusen (22 Monate alt). Normales Gewebe ist rot und infarktartiges Gewebe ist weiß. Die Infarktgröße in diesem Modell ist moderat, und das Infarktgebiet umfasst sowohl den Kortex als auch das Striatum. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Das erste transkranielle MCA-Okklusionsmodell wurde 1981 bei Ratten etabliert 11,12 und1989 durch das MCAO-Modell ohne Kraniektomie ersetzt4. Der initiale transkranielle MCA-Verschluss hatte ein weites Operationsfeld, so dass der gesamte Jochbogen entfernt und die Muskulatur seitlich gezogen wurde. Das lokale Gewebe war nach der Operation geschwollen, was zu Stress und einer verringerten Nahrungsaufnahme für die Tiere führte. In unserem modifizierten transkraniellen MCAO-Modell ist die Inzision weniger invasiv und es wird nur ein kleines Segment des Jochbeinbogens entfernt. Das Operationsfeld wird mit vier kleinen Nadelwundhaken freigelegt, und es werden keine Blutgefäße oder Nerven zerstört. Ein kleines Schädelfenster ist ausreichend, da der MCA-Stamm mit einem 8-0 angehoben wird chirurgische Nahtnadel, und die gesamte Nadel muss nicht unter das MCA geführt werden. Nach der Operation wurde keine lokale Gewebeschwellung festgestellt6.
Dieses Modell hat mehrere Vorteile. Erstens wird ein Infarktgebiet erzeugt, das sowohl Kortex- als auch Subkortexregionen umfasst, und so können neurologische Defizite leicht beurteilt werden. Zweitens können in diesem Modell sowohl ein transienter als auch ein permanenter ischämischer Schlaganfall induziert werden. Wichtig ist, dass eine verlängerte ischämische Dauer angewendet werden kann, um eine späte Reperfusion zu imitieren. In unserer vorherigen Schlaganfallstudie wurde beispielsweise ein 6-stündiger MCAO erfolgreich durchgeführt9. Drittens ist die Abhängigkeit von der PcomA für die kollaterale Blutversorgung und Reperfusion minimal, was die Variabilität des Schweregrads des Schlaganfalls verringert. Schließlich können fast alle Mäuse, auch ältere Mäuse, langfristige funktionelle Studien überleben. Insgesamt weist dieses Modell eine hervorragende klinische Relevanz auf.
Zu beachten ist, dass dieses Strichmodell Einschränkungen aufweist. Zunächst ist ein hohes Maß an mikrochirurgischem Geschick erforderlich. Ein unerfahrener Tierchirurg kann einige Zeit benötigen, um die Kraniotomie und MCA-Ligatur unter dem Stereomikroskop zu perfektionieren. Die sorgfältige Durchführung des Schleifens, der Schädelentfernung und der Nahtplatzierung ist der Schlüssel zur erfolgreichen Umsetzung dieses Modells. Darüber hinaus ist es wichtig, die MCA für jedes Tier an der gleichen Stelle zu ligieren. Zweitens werden die Hirnhäute in diesem Modell durch die Nadel leicht beschädigt, was bei Studien, die sich auf die Hirnhäute konzentrieren, möglicherweise berücksichtigt werden muss. Obwohl eine ischämische Dauer von >6 h durchgeführt werden kann, muss die Reperfusion durch Messung des zerebralen Blutflusses mit Laser-Doppler- oder Laser-Speckle-Bildgebung bestätigt werden.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses modifizierte Mausschlagmodell moderate Hirnschäden induziert, Langzeitüberlebensexperimente bei älteren Tieren und Tieren mit Schlaganfallkomorbidität ermöglicht und die experimentelle Schlaganfallforschung und die Entwicklung neuartiger Medikamente zur Verbesserung der Schlaganfallergebnisse vorantreiben soll.
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Disclosures
Alle Autoren haben keinen Interessenkonflikt.
Acknowledgments
Die Autoren danken Kathy Gage für ihre redaktionelle Unterstützung. Mit BioRender.com wurden Schemafiguren erstellt. Diese Studie wurde durch Mittel der Abteilung für Anästhesiologie (Duke University Medical Center) und NIH-Zuschüsse (NS099590, HL157354, NS117973 und NS127163) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chloride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 2,3,5-Triphenyltetrazolium Chloride (TTC) | Sigma or any available vendor | ||
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20 GA 1.6 IN |
| 30 G needle | BD | 305106 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 8-0 suture with needle | Ethilon | 2822G | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Anesthesia induction box | Any suitable vendor | Pexiglass make | |
| Electrical grinder | JSDA | JD 700 | |
| High temperature cautery loop tip | Bovie | AA03 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Nitrous Oxide | Airgas | UN1070 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum Otoscope served as a laryngoscope to visualize vocal cords in mice |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| Recovery box | Brinsea | TLC eco | |
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/mL |
| Rodent ventilator | Kent Scientific | Rodent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S |
References
- Tsao, C. W., et al. Heart disease and stroke statistics-2022 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153 (2022).
- Nogueira, R. G., et al. Thrombectomy 6 to 24 hours after stroke with a mismatch between deficit and infarct. The New England Journal of Medicine. 378 (1), 11-21 (2018).
- Fisher, M., Savitz, S. I. Pharmacological brain cytoprotection in acute ischaemic stroke-renewed hope in the reperfusion era. Nature Reviews Neurology. 18 (4), 193-202 (2022).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Knauss, S., et al. A semiquantitative non-invasive measurement of PcomA patency in C57BL/6 mice explains variance in ischemic brain damage in filament MCAo. Frontiers in Neuroscience. 14, 576741 (2020).
- Yang, Z., et al. Post-ischemia common carotid artery occlusion worsens memory loss, but not sensorimotor deficits, in long-term survived stroke mice. Brain Research Bulletin. 183, 153-161 (2022).
- Wang, Z., et al. Increasing O-GlcNAcylation is neuroprotective in young and aged brains after ischemic stroke. Experimental Neurology. 339, 113646 (2021).
- Jiang, M., et al. XBP1 (X-box-binding protein-1)-dependent O-GlcNAcylation Is neuroprotective in ischemic stroke in young mice and its impairment in aged mice is rescued by thiamet-G. Stroke. 48 (6), 1646-1654 (2017).
- Li, X., et al. Single-cell transcriptomic analysis of the immune cell landscape in the aged mouse brain after ischemic stroke. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 83 (2022).
- Li, X., et al. Beneficial effects of neuronal ATF6 activation in permanent ischemic stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 16, 1016391 (2022).
- Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 2. Regional cerebral blood flow determined by [14C]iodoantipyrine autoradiography following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1 (1), 61-69 (1981).
- Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
