Summary
Ce protocole démontre un modèle unique d’AVC chez la souris avec un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle permet aux chercheurs en AVC préclinique de prolonger la durée de l’ischémie, d’utiliser des souris âgées et d’évaluer les résultats fonctionnels à long terme.
Abstract
Dans la recherche expérimentale sur l’AVC, l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) avec un filament intraluminal est largement utilisée pour modéliser l’AVC ischémique chez la souris. Le modèle MCAO filamentaire présente généralement un infarctus cérébral massif chez les souris C57Bl/6 qui inclut parfois du tissu cérébral dans le territoire alimenté par l’artère cérébrale postérieure, ce qui est en grande partie dû à une incidence élevée d’atrésie de l’artère communicante postérieure. Ce phénomène est considéré comme un contributeur majeur au taux de mortalité élevé observé chez les souris C57Bl/6 lors de la récupération à long terme après un MCAO filamentaire. Ainsi, de nombreuses études sur les accidents vasculaires cérébraux chroniques exploitent des modèles MCAO distals. Cependant, ces modèles ne produisent généralement un infarctus que dans la région du cortex et, par conséquent, l’évaluation des déficits neurologiques post-AVC pourrait être un défi. Cette étude a permis d’établir un modèle de MCAO transcrânien modifié dans lequel le MCA au niveau du tronc est partiellement occlus, soit de façon permanente, soit transitoirement via une petite fenêtre crânienne. Étant donné que l’emplacement de l’occlusion est relativement proche de l’origine de l’ACM, ce modèle génère des lésions cérébrales à la fois dans le cortex et le striatum. La caractérisation approfondie de ce modèle a démontré un excellent taux de survie à long terme, même chez les souris âgées, ainsi que des déficits neurologiques facilement détectables. Par conséquent, le modèle murin MCAO décrit ici représente un outil précieux pour la recherche expérimentale sur l’AVC.
Introduction
Près de 800 000 personnes subissent un accident vasculaire cérébral aux États-Unis chaque année, et la plupart de ces accidents vasculaires cérébraux sont de nature ischémique1. La restauration rapide du flux sanguin cérébral à l’aide d’un activateur tissulaire du plasminogène (tPA) et/ou d’une thrombectomie est actuellement le traitement le plus efficace pour les patients victimes d’un AVC. Cependant, la récupération complète des fonctions neurologiques à long terme est rare 2,3. Ainsi, la recherche d’une nouvelle thérapie de l’AVC qui cible l’amélioration fonctionnelle est un domaine de recherche intense qui nécessite des modèles animaux d’AVC cliniquement pertinents.
Le modèle d’AVC ischémique le plus courant chez les rongeurs utilise l’occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) pour induire un accident vasculaire cérébral. Dans ce modèle, initialement développé par Zea Longa en 1989, un filament de nylon est introduit dans l’artère carotide interne (ICA) pour bloquer le flux sanguin vers l’artère cérébrale moyenne (MCA)4. Cependant, ce modèle a des limites. Tout d’abord, lorsque le filament est inséré dans l’ICA, le flux sanguin vers l’artère cérébrale postérieure (ACP) peut également être partiellement bloqué, en particulier chez la souris. De manière critique, l’artère communicante postérieure (PcomA), une petite artère qui relie la circulation cérébrale antérieure et postérieure, est souvent sous-développée dans certaines souches de souris, telles que C57Bl/6, la souche principalement utilisée dans la recherche expérimentale sur les accidents vasculaires cérébraux. On pense que cette perméabilité de la PcomA contribue à la variabilité de la taille des lésions chez la souris après un accident vasculaire cérébral5. En effet, lorsque le flux sanguin vers l’ACP chute brusquement pendant l’ACMO, et que l’APE n’est pas en mesure de fournir un flux sanguin collatéral suffisant, l’infarctus de l’AVC peut s’étendre sur le territoire de l’ACP. De plus, dans ce modèle, une longue durée d’ischémie entraîne un risque plus élevé de mortalité chez la souris. Par conséquent, une courte durée MCAO de 30 à 60 minutes est généralement utilisée chez la souris. Cependant, la plupart des patients victimes d’un AVC éprouvent quelques heures d’ischémie avant le traitement de reperfusion. Ainsi, un modèle d’AVC chez la souris avec une durée prolongée d’ischémie est d’une grande pertinence clinique.
L’objectif global de cette procédure est de modéliser l’AVC ischémique chez des souris qui ont un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle MCAO transcrânien aborde les caractéristiques critiques de l’AVC clinique, car une ischémie prolongée peut être réalisée, et les souris âgées tolèrent bien ce modèle, ce qui permet d’évaluer à long terme la récupération fonctionnelle.
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Protocol
Toutes les procédures décrites dans ce travail sont menées conformément aux directives du NIH pour le soin et l’utilisation des animaux dans la recherche, et le protocole a été approuvé par le Comité de protection et d’utilisation des animaux de l’Institut Duke (IACUC). De jeunes souris mâles (âgées de 8 à 10 semaines) et âgées (22 mois) C57Bl/6 ont été utilisées pour la présente étude. Un aperçu de ce protocole est illustré à la figure 1.
1. Préparation chirurgicale
- Examinez la souris à la recherche d’anomalies grossières et de déficits comportementaux.
REMARQUE : Avant la chirurgie, il est important que les chirurgiens portent un EPI (équipement de protection individuelle) approprié, y compris un masque chirurgical, un bonnet, des gants et une blouse. - Pesez la souris ; programmer le ventilateur (voir le tableau des matériaux) en fonction du poids corporel.
- Placez la souris dans une boîte d’induction d’anesthésie de 4 po x 4 po x 7 po. Allumez le débitmètre d’oxygène (voir le tableau des matériaux), réglé sur 30, et le débitmètre de protoxyde d’azote, réglé sur 70. Allumez le vaporisateur avec 5% d’isoflurane.
- Insérez le fil guide dans le cathéter intraveineux (IV) de 20 G.
- Sortez la souris de la boîte à induction lorsque sa fréquence respiratoire est réduite à 30-40 respirations par minute.
- Posez la souris sur le banc d’opération en position couchée sur le dos. Tirez la langue de la souris et tenez-la avec les doigts de la main gauche. Insérez un laryngoscope (voir le tableau des matériaux) dans la bouche de l’animal pour visualiser la corde vocale.
- Stabilisez le menton de la souris sur le laryngoscope à l’aide du majeur droit. Libérez la main gauche pour tenir le cathéter IV de 20 G.
- Insérez légèrement le fil-guide dans la corde vocale, puis poussez lentement le cathéter IV 20 G dans la trachée jusqu’à ce que la partie aile du cathéter soit au même niveau que l’extrémité du nez.
REMARQUE : Si la souris est en mouvement, n’insérez pas le fil. Cela peut provoquer un traumatisme de la trachée et des saignements. - Allumez le ventilateur (voir le tableau des matériaux) et connectez-le au cathéter IV de 20 G intubé dans la souris. Réduisez la concentration d’isoflurane à 1,5 % et assurez-vous que les deux poumons sont ventilés mécaniquement.
REMARQUE : N’oubliez pas de réduire la concentration d’isoflurane. Sinon, la souris recevra une surdose d’anesthésie. - Appliquez une pommade oculaire sur les deux yeux et injectez 5 mg/kg de carprofène par voie sous-cutanée.
- Gardez la souris en position latérale avec la zone temporale droite vers le haut. Maintenir la température rectale à 37 °C à l’aide d’un coussin chauffant (35 °C) et d’une lampe chauffante commandée par un régulateur de température (voir tableau des matériaux).
- Rasez la surface entre l’œil droit et l’oreille et désinfectez la zone chirurgicale au moins trois fois avec des tampons d’iode et d’alcool.
2. Chirurgie de l’ACMO
- Ouvrez l’emballage de l’instrument stérile pour la chirurgie MCAO. Portez des gants stériles et faites une incision cutanée de 1 cm entre l’œil droit et l’oreille droite à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
REMARQUE : Surveillez la couleur de la peau, la température corporelle et la réponse au pincement des orteils toutes les 15 minutes. - Disséquez le fascia sous-jacent avec une pince pour exposer les muscles temporaux et masséters.
REMARQUE : Veillez à ne pas endommager la glande parotide. - Utilisez des pinces pour toucher la partie inférieure du muscle temporal et détecter l’emplacement de l’arcade zygomatique. Écartez délicatement les branches du nerf facial.
- Utilisez l’extrémité d’une boucle de cautérisation à haute température (voir le tableau des matériaux) pour faire une incision transversale de 5 mm sur le muscle temporal.
- Utilisez deux pinces pour disséquer l’arcade zygomatique sous-jacente et exposer l’articulation entre le maxillaire et les os zygomatiques.
- Utilisez des ciseaux pour couper une partie de 3 mm de l’arcade zygomatique et retirez-la. Séparez le muscle masséter de la base du crâne.
REMARQUE : Veillez à ne pas fracturer le sinus rétro-orbitaire et la veine temporale superficielle. - Appliquez quatre petits écarteurs positionnés dans des directions différentes pour exposer la base du crâne crânien, les branches nerveuses du trijumeau étant tirées latéralement par un écarteur.
REMARQUE : Un sillon sur la surface externe de la base crânienne marque l’emplacement de la fissure latérale entre les lobes frontal et temporal. C’est là que se trouve l’ACM (figure 2A), et son tronc et ses branches sont visibles à travers le crâne mince et transparent (figure 2B). La relation de cette artère avec d’autres artères cérébrales majeures est illustrée à la figure 2A. - Appliquez une goutte de solution saline normale à 0,9 % sur le crâne au-dessus du tronc MCA et à proximité de la branche du cortex rhinal. Utilisez une meuleuse électrique pour éclaircir le crâne jusqu’à ce qu’une petite fracture soit visible.
REMARQUE : Ne poussez pas la meuleuse contre le crâne, car elle pourrait pénétrer dans le crâne et blesser l’artère sous-jacente. - Utilisez la pointe de la pince pour soulever le crâne aminci et l’enlever. Pour les souris factices, arrêtez-vous ici et ne ligaturez pas l’artère.
REMARQUE : Une petite fenêtre rectangulaire à travers le tronc MCA est formée. - Placez une boucle à un brin de soie tressée noire sur le dessus du MCA (Figure 2C). Insérez un 8-0 l’aiguille microchirurgicale pour soulever le tronc de l’ACM et attacher la suture (voir le tableau des matériaux) sous l’aiguille, en laissant les deux extrémités de l’aiguille sur le dessus du nœud de boucle de fil de soie (Figure 2D).
- Dans le cas d’un MCAO transitoire, serrez légèrement le nœud de fil de soie sous l’aiguille pour bloquer le flux sanguin artériel (Figure 2E), ce qui représente l’apparition du MCAO.
- Utilisez la pince pour maintenir la suture et retirez lentement l’aiguille à la fin de l’ischémie (p. ex., 60 minutes ou plus).
REMARQUE : Lorsque l’aiguille est retirée, le nœud de fil de soie est retiré du MCA et le cerveau est reperfusé (Figure 2F). - Pour le MCAO permanent, serrez fermement la boucle de fil de soie autour de l’artère et retirez l’aiguille. Coupez et retirez l’excédent de matériaux de suture.
- Appliquez une goutte de bupivacaïne à 0,25 % sur l’incision cutanée et suturez le muscle et la peau séparément à l’aide de sutures en nylon 6-0 par intermittence (voir le tableau des matériaux). Appliquez une pommade antibiotique à la surface de l’incision cutanée.
REMARQUE : L’incision cutanée peut également être fermée avec des agrafes stériles ou de la colle.
3. Soins post-chirurgicaux
- Éteignez l’isoflurane pour réveiller la souris. Débranchez le ventilateur lorsque la respiration spontanée est rétablie.
- Transférez la souris dans une chambre de récupération (voir le tableau des matériaux) avec une température contrôlée.
- Extubez la souris lorsque son réflexe de redressement est rétabli ou qu’elle commence à bouger.
- Surveillez de près la souris dans une chambre à température et humidité contrôlées. Ramenez la souris dans la cage d’accueil après qu’elle ait repris conscience (période de récupération ~ 2 h). Administrer 5 mg/kg de carprofène par voie sous-cutanée par jour pendant 3 jours.
4. Imagerie par contraste de chatoiement laser (LSCI)
- Six et 24 h après le MCAO, monter la souris anesthésiée sur le cadre stéréotaxique. Rasez le haut de la tête et nettoyez-le avec trois tampons alternés d’iode et d’alcool.
REMARQUE : L’anesthésie a été effectuée comme mentionné à l’étape 1.3. Le LSCI est également réalisé avant le MCAO. - Faites une incision cutanée médiane de 3 cm et disséquez la peau du crâne. Appliquez quatre petits écarteurs d’aiguille pour exposer le sommet du crâne.
- Déplacez la caméra laser (voir le tableau des matériaux) au-dessus de la tête et ajustez la mise au point de la caméra. Imagez le flux sanguin cérébral.
5. Coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC)
- Anesthésiez profondément la souris avec de l’isoflurane à 5 % à la fin de l’expérience, généralement le jour 1, 3 ou 28 après l’AVC. Pincez la queue pour vous assurer qu’il n’y a pas de réponse à la douleur.
- Décapitalisez la souris à l’aide d’un ciseau chirurgical et prélevez le cerveau. Incuber le cerveau dans une solution saline glacée pendant 20 minutes.
- Placez le cerveau dans une matrice de tranche cérébrale sur de la glace et déposez une solution saline froide sur le cerveau. Coupez la cervelle en tranches de 1 mm à l’aide de fines lames de rasoir.
- Plongez les tranches de cerveau dans la même orientation dans une boîte de solution à 2% TTC (voir le tableau des matériaux). Conservez le plat à l’obscurité à température ambiante pendant 15 min.
REMARQUE : Le tissu cérébral normal devient rouge et le tissu ischémique reste blanc. - Transférer les tranches de cerveau à 10% de formol pendant 24 h de fixation. Imagez les coupes de cerveau et mesurez la zone de l’infarctus.
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Representative Results
Avec une vue directe sous un microscope chirurgical, il peut être confirmé visuellement que le flux sanguin MCA est bloqué pendant l’ischémie. Notre étude précédente a montré une réduction de >80% du flux sanguin dans la zone ischémique à l’aide d’un moniteur laser Doppler6. Afin de déterminer les changements de débit sanguin post-MCAO, le LSCI peut être utilisé pour confirmer davantage l’agression ischémique et la reperfusion (Figure 1). En effet, sur la figure 3A, on observe que l’apport sanguin a été réduit sur le territoire de l’ACM droite. Dans le cas d’un MCAO transitoire, après le retrait de la suture, la reperfusion du flux sanguin cérébral était évidente (Figure 3B) et s’est encore améliorée 24 h plus tard (Figure 3C). Le cerveau de l’AVC peut être sectionné après 24 h et coloré avec TTC. Les tissus morts n’ont pas réagi avec le TTC et sont restés blancs (figure 1). La coloration TTC a démontré que ce modèle génère des tissus infarctus dans les zones corticales et latérales du striatum, et que la taille de l’infarctus est modérée par rapport au filament MCAO (Figure 4). Ce modèle a été appliqué à des animaux jeunes et âgés, et un taux de mortalité négligeable (<5 %) a été constaté sur 28 jours d’observation7.
Ce modèle provoque des déficits moteurs et sensoriels, principalement au niveau de la patte avant gauche. Nos études antérieures montrent des déficits neurologiques chez les souris victimes d’un AVC, comme en témoignent divers tests comportementaux tels que le test du cylindre, le test en champ ouvert, le test de retrait du ruban, le test du poteau et le test du filament de Von Frey 6,8,9,10. Les souris soumises à 90 min de MCAO transcrânien présentent également des déficits cognitifs par rapport aux souris opérées par simulacre6. Bien que le résultat fonctionnel à long terme après MCAO transcrânien n’ait pas été examiné systématiquement chez les souris âgées, un modèle similaire chez les rats âgés a clairement montré des déficits neurologiques plus de 28 jours après l’AVC7.
Figure 1 : Vue d’ensemble du protocole. Chez la souris, l’ACM droit est occlus de façon transitoire ou permanente à travers une petite fenêtre crânienne. La coloration TTC et le LSCI sont utilisés pour déterminer la taille de l’infarctus et évaluer le débit sanguin cérébral post-ischémie, respectivement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Les étapes de la chirurgie transcrânienne de l’ACM. (A) Localisation de l’ACM ligaturée. (B) Exposition du tronc de l’ACM et de ses branches. (C) Un seul brin d’une suture de soie est placé au-dessus du MCA. (D) Un 8-0 l’aiguille est utilisée pour soulever le tronc MCA, et la suture est attachée sous l’aiguille. (E) La suture est légèrement resserrée pour bloquer la circulation sanguine. (F) L’aiguille et la suture sont retirées pour permettre la reperfusion. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Images de contraste de chatoiement laser dans le MCAO avec reperfusion retardée. (A) L’hémisphère droit présentait une faible surface de perfusion (flèche rouge), indiquant une ischémie. (B) Après 6 h d’ischémie, la suture a été retirée pour permettre la reperfusion, et les branches artérielles sont devenues visibles. (C) Après 24 h, la perfusion du flux sanguin a été améliorée dans ces branches artérielles. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Différence par rapport au filament MCAO. (A) Le cerveau perfusé à l’encre montre les vaisseaux sanguins à la surface du cerveau. La flèche rouge pointe vers le tronc MCA, qui est ligaturé dans ce modèle MCAO transcrânien. La flèche verte pointe vers l’origine MCA, qui est le site de l’occlusion MCA dans le modèle MCAO à filament. L’infarctus cérébral est visible 24 h après l’AVC sur les lames cérébrales colorées par TTC. Les échantillons ici proviennent de (B) 60 min de filament MCAO chez une jeune souris, et (C) de MCAO transcrânien permanent chez de jeunes souris (8-10 semaines) et (D) de souris C57Bl/6 (22 mois). Les tissus normaux sont rouges et les tissus infarctus sont blancs. La taille de l’infarctus dans ce modèle est modérée et la zone de l’infarctus comprend à la fois le cortex et le striatum. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Le premier modèle d’occlusion MCA transcrânienne a été établi chez le rat en 1981 11,12, et remplacé par le modèle MCAO sans craniectomie en1989 4. L’occlusion transcrânienne initiale de l’ACM avait un large champ chirurgical, de sorte que l’ensemble de l’arcade zygomatique a été retiré et les muscles tirés latéralement. Les tissus locaux ont été enflés après la chirurgie, ce qui a causé du stress et une diminution de l’apport alimentaire des animaux. Dans notre modèle MCAO transcrânien modifié, l’incision est moins invasive et seul un petit segment de l’arcade zygomatique est retiré. Le champ chirurgical est exposé à l’aide de quatre petits écarteurs d’aiguille, et aucun vaisseau sanguin ou nerf n’est détruit. Une petite fenêtre crânienne est suffisante car le tronc MCA est soulevé à l’aide d’un 8-0 aiguille de suture chirurgicale, et l’aiguille entière n’a pas besoin de passer sous le MCA. Aucun gonflement tissulaire local n’a été constaté après la chirurgie6.
Ce modèle présente plusieurs avantages. Tout d’abord, il produit une zone d’infarctus qui comprend à la fois des régions du cortex et du sous-cortex, et ainsi, les déficits neurologiques peuvent être facilement évalués. Deuxièmement, un AVC ischémique transitoire et permanent peut être induit dans ce modèle. Il est important de noter qu’une durée ischémique prolongée peut être appliquée pour imiter la reperfusion tardive. Par exemple, dans notre étude précédente sur l’AVC, un MCAO de 6 h a été réalisé avec succès9. Troisièmement, la dépendance à l’égard de la PcomA pour l’apport sanguin collatéral et la reperfusion est minime, ce qui réduit la variabilité de la gravité de l’AVC. Enfin, presque toutes les souris, même les souris âgées, peuvent survivre à des études fonctionnelles à long terme. Dans l’ensemble, ce modèle présente une excellente pertinence clinique.
Il convient de noter que ce modèle de course a des limites. Tout d’abord, un haut niveau de compétence en microchirurgie est requis. Un chirurgien animalier débutant peut avoir besoin d’un certain temps pour perfectionner la craniotomie et la ligature de l’ACM sous un stéréomicroscope. L’exécution minutieuse du meulage, de l’ablation du crâne et de la mise en place des sutures est essentielle à la réussite de la mise en œuvre de ce modèle. De plus, il est essentiel de ligaturer le MCA au même endroit pour chaque animal. Deuxièmement, les méninges sont légèrement endommagées par l’aiguille dans ce modèle, ce qui peut être nécessaire pour les études axées sur les méninges. Enfin, bien qu’une durée ischémique >6 h puisse être réalisée, la reperfusion doit être confirmée par la mesure du débit sanguin cérébral par laser Doppler ou imagerie laser par speckle.
En résumé, ce modèle d’AVC modifié chez la souris induit des lésions cérébrales modérées, permet d’effectuer des expériences de survie à long terme chez des animaux âgés et présentant une comorbidité d’AVC, et devrait faire progresser la recherche expérimentale sur l’AVC et le développement de nouveaux médicaments pour améliorer les résultats de l’AVC.
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Disclosures
Tous les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Kathy Gage pour son soutien éditorial. Les figures du schéma ont été créées avec BioRender.com. Cette étude a été financée par des fonds du Département d’anesthésiologie (Duke University Medical Center) et des subventions du NIH (NS099590, HL157354, NS117973 et NS127163).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chloride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 2,3,5-Triphenyltetrazolium Chloride (TTC) | Sigma or any available vendor | ||
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20 GA 1.6 IN |
| 30 G needle | BD | 305106 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 8-0 suture with needle | Ethilon | 2822G | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Anesthesia induction box | Any suitable vendor | Pexiglass make | |
| Electrical grinder | JSDA | JD 700 | |
| High temperature cautery loop tip | Bovie | AA03 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Nitrous Oxide | Airgas | UN1070 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum Otoscope served as a laryngoscope to visualize vocal cords in mice |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| Recovery box | Brinsea | TLC eco | |
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/mL |
| Rodent ventilator | Kent Scientific | Rodent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S |
References
- Tsao, C. W., et al. Heart disease and stroke statistics-2022 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153 (2022).
- Nogueira, R. G., et al. Thrombectomy 6 to 24 hours after stroke with a mismatch between deficit and infarct. The New England Journal of Medicine. 378 (1), 11-21 (2018).
- Fisher, M., Savitz, S. I. Pharmacological brain cytoprotection in acute ischaemic stroke-renewed hope in the reperfusion era. Nature Reviews Neurology. 18 (4), 193-202 (2022).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Knauss, S., et al. A semiquantitative non-invasive measurement of PcomA patency in C57BL/6 mice explains variance in ischemic brain damage in filament MCAo. Frontiers in Neuroscience. 14, 576741 (2020).
- Yang, Z., et al. Post-ischemia common carotid artery occlusion worsens memory loss, but not sensorimotor deficits, in long-term survived stroke mice. Brain Research Bulletin. 183, 153-161 (2022).
- Wang, Z., et al. Increasing O-GlcNAcylation is neuroprotective in young and aged brains after ischemic stroke. Experimental Neurology. 339, 113646 (2021).
- Jiang, M., et al. XBP1 (X-box-binding protein-1)-dependent O-GlcNAcylation Is neuroprotective in ischemic stroke in young mice and its impairment in aged mice is rescued by thiamet-G. Stroke. 48 (6), 1646-1654 (2017).
- Li, X., et al. Single-cell transcriptomic analysis of the immune cell landscape in the aged mouse brain after ischemic stroke. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 83 (2022).
- Li, X., et al. Beneficial effects of neuronal ATF6 activation in permanent ischemic stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 16, 1016391 (2022).
- Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 2. Regional cerebral blood flow determined by [14C]iodoantipyrine autoradiography following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1 (1), 61-69 (1981).
- Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
