Summary
Este protocolo presenta un método económico y eficiente para la evaluación cuantitativa de la microarquitectura ósea en un modelo murino de osteoporosis mediante la combinación de técnicas de tinción de hematoxilina-eosina (HE) y microtomografía computarizada (Micro-CT).
Abstract
La microestructura ósea se refiere a la disposición y calidad del tejido óseo a nivel microscópico. Comprender la microestructura ósea del esqueleto es crucial para comprender la fisiopatología de la osteoporosis y mejorar su tratamiento. Sin embargo, el manejo de muestras óseas puede ser complejo debido a sus propiedades duras y densas. En segundo lugar, el software especializado dificulta el procesamiento y análisis de imágenes. En este protocolo, presentamos una solución rentable y fácil de usar para el análisis de la microestructura ósea trabecular. Se proporcionan pasos y precauciones detallados. La micro-TC es una técnica de imagen tridimensional (3D) no destructiva que proporciona imágenes de alta resolución de la estructura ósea trabecular. Permite la evaluación objetiva y cuantitativa de la calidad ósea, por lo que es ampliamente considerado como el método de referencia para la evaluación de la calidad ósea. Sin embargo, la histomorfometría sigue siendo indispensable, ya que ofrece parámetros cruciales a nivel celular, cerrando la brecha entre las evaluaciones bidimensionales (2D) y 3D de las muestras óseas. En cuanto a las técnicas histológicas, se optó por descalcificar el tejido óseo y posteriormente realizar la inclusión tradicional en parafina. En resumen, la combinación de estos dos métodos puede proporcionar información más completa y precisa sobre la microestructura ósea.
Introduction
La osteoporosis es una enfermedad ósea metabólica prevalente, especialmente entre los ancianos, y se asocia con un mayor riesgo de fracturas por fragilidad. A medida que la osteoporosis se vuelve más común en China1, habrá una creciente demanda de estudio de las estructuras óseas de animales pequeños 2,3. Los métodos anteriores para medir la pérdida ósea se basan en los resultados de la absorciometría bidimensional de rayos X de doble energía. Sin embargo, esto no capta los cambios en la microestructura arquitectónica del hueso trabecular, que es un factor clave para la resistencia esquelética4. La microestructura del hueso afecta su fuerza, rigidez y resistencia a las fracturas. Al comparar la microarquitectura ósea en estados normales y patológicos, se pueden identificar los cambios en la morfología, estructura y función del tejido óseo causados por la osteoporosis. Esta información contribuye a la comprensión del desarrollo de la osteoporosis y su asociación con otras enfermedades.
Las imágenes de microtomografía computarizada (Micro-TC) se han convertido recientemente en una técnica popular para la evaluación de la morfología ósea, donde pueden proporcionar datos precisos y completos sobre la estructura ósea y los parámetros de densidad, como la fracción de volumen óseo, el grosor y la separación 5,6. Al mismo tiempo, los resultados de Micro-CT pueden verse afectados por el software de análisis7. Varios sistemas comerciales de Micro-CT utilizan diferentes métodos de adquisición, evaluación e informes de imágenes. Esta inconsistencia dificulta la comparación e interpretación de los resultados reportados por diferentes estudios5. Además, actualmente no puede reemplazar la histomorfometría ósea para proporcionar a los investigadores información sobre los parámetros a nivel celular en el sistema esquelético8. Por su parte, las técnicas histológicas permiten la observación y medición directa de la morfología microscópica del hueso. La tinción con hematoxilina y eosina (HE) es una técnica de tinción común que se utiliza en histología para visualizar la estructura general de las células y los tejidos. Se utiliza para identificar la presencia de tejido óseo y su microarquitectura.
En este artículo se utiliza la microtomografía computarizada combinada con la técnica de corte de tejido (tinción de hematoxilina-eosina [HE]) para recoger imágenes de tejido óseo y realizar un análisis cuantitativo del hueso trabecular para evaluar los cambios de la microestructura ósea en un modelo de ratón con osteoporosis.
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Protocol
El protocolo animal ha sido aprobado por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu (Número de registro: 2020-34). Los ratones hembra C57BL/6J (12 semanas de edad, n = 14) se dividieron en dos grupos al azar, un grupo operado simuladamente (grupo Sham, n = 7) y un grupo modelo (grupo OVX, n = 7). Los animales se compraron a un proveedor comercial (ver Tabla de Materiales). Todos los ratones se mantuvieron en jaulas individuales a 22-26 °C con 45%-55% de humedad, se les permitió adaptarse a su nuevo entorno durante 1 semana y se les proporcionó libre acceso al agua y la dieta. Todos los estudios experimentales con animales se llevaron a cabo en la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu, y se hicieron todos los esfuerzos para minimizar el sufrimiento animal.
1. Preparación del modelo animal
- Anestesiar al ratón de 12 semanas de edad mediante inyección intraperitoneal con avertina al 1,25% (tribromoetanol en alcohol terc-amílico, ver Tabla de materiales) a una dosis de 0,02 mL/g. Coloque al ratón boca abajo sobre una mesa de operaciones quirúrgica estéril e inmovilice sus extremidades con cinta adhesiva de forma segura.
- Use tijeras (consulte la Tabla de materiales) para recortar cualquier vello que pueda afectar la operación quirúrgica.
NOTA: Se recomienda evitar daños en la piel mientras se prepara el sitio quirúrgico. - Lávese bien las manos y póngase guantes quirúrgicos. Desinfecte el lomo del ratón tres veces con povidona yodada (ver Tabla de Materiales) y use gasa médica (ver Tabla de Materiales) para secarlo.
NOTA: Tenga cuidado; mojar demasiado el cabello durante la desinfección puede provocar hipotermia postoperatoria en ratones. - Haga una incisión de aproximadamente 0,5-1,0 cm de largo, ubicada a 1 cm de distancia de un tercio de la línea media de la espalda del ratón, usando un bisturí (ver Tabla de Materiales). Separe suavemente la fascia y corte el músculo con unas tijeras de tejido (consulte la Tabla de materiales) hasta que el ovario sea visible. Lime los vasos sanguíneos circundantes con suturas no absorbibles (consulte la Tabla de materiales) y extirpe el ovario.
- Enjuague la cavidad con una solución salina al 0,9 %, luego suture la piel, el músculo y la fascia por separado (consulte la tabla de materiales).
- Repite la misma secuencia de pasos en el otro lado.
- Extraer la grasa periovárica del mismo tamaño que el ovario y realizar el mismo procedimiento quirúrgico mencionado anteriormente para los pasos restantes para establecer el modelo operado simulado.
- Espere un período de recuperación de 1 semana después de la cirugía. Después de 8 semanas, los modelos de ratón osteoporóticos se establecerán con éxito 9,10.
2. Micro-CT
- Sacrificar al ratón por inhalación excesiva de CO2 . Extraer la mayor cantidad posible de tejido blando del fémur del ratón después de la eutanasia y obtener una muestra fresca para escanear.
NOTA: Si bien no existe una solución perfecta para la preservación de muestras, se pueden tomar ciertas medidas para maximizar la calidad de los resultados de la exploración con microtomografía computarizada. Antes de la fijación, tenga cuidado de eliminar la mayor cantidad posible de tejido circundante. La formalina o formalina tamponada es el método preferido de fijación con almacenamiento en PBS11,12. - Haga doble clic en el icono del software del sistema de imágenes de micro-TC en el escritorio para iniciar el sistema (consulte Tabla de materiales). Seleccione un lecho de muestras compatible con el campo de visión de la muestra (FOV) de 18 mm x 18 mm. Cargue el lecho de muestras adecuado en la máquina y cierre la escotilla.
- Haga clic en el botón Calentamiento en el Panel de control.
NOTA: Se requirió un breve tiempo de calentamiento. No intente abrir la escotilla cuando se generen rayos X. Verifique la luz de rayos X encendidos en el panel frontal y en el monitor de la computadora para confirmar si se están generando rayos X. - Haga clic en el botón Menú para establecer una nueva base de datos y, a continuación, crear una nueva muestra y estudiar.
- Seleccione Manual en la lista desplegable Menú e introduzca valores personalizados de tensión y corriente en el Panel de control. Establezca Voltaje (kV ) en 90, Corriente (μA ) en 80, Modo de escaneo en Alta resolución, 14 min y FOV (mm) en 18 mm x 18 mm.
NOTA: Consulte el manual de los diferentes sistemas de micro TC para establecer los parámetros adecuados. - Coloque el hueso de forma segura con una película de plástico en el lecho de muestras. Cierre la escotilla. Asegúrese de que el sujeto esté centrado con precisión en la ventana de captura X pulsando los botones de ajuste de la máquina.
NOTA: El ajuste de la muestra debe ser lento y suave para evitar que caiga en la máquina por accidente. - Haga clic en el botón Inicio para iniciar la tomografía computarizada.
3. Análisis de datos de TC
- Ingrese el software (ver Tabla de Materiales) y seleccione los datos a analizar. Haga clic en Sub y establezca Tamaño de píxel en 10 μm. Mueva y cambie el tamaño de la región de interés (ROI) para incluir el fémur distal por encima del cartílago de crecimiento. Haga clic en Inicio (consulte la Figura 1).
NOTA: El tamaño de píxel de la reconstrucción del subvolumen se seleccionó a 10 μm, ya que el grosor de las trabéculas de imagen se estimó en aproximadamente 20-30 μm según los datos histológicos de estudios previos13. Si la relación señal-ruido es insuficiente para el procesamiento de datos, se debe realizar un escaneo de alta resolución de 1 h. - Haga clic en el botón Análisis 3D para obtener la reconstrucción 3D resultante.
- Exporte los datos del sistema de micro-TC a la computadora para su análisis.
- Importe los datos de TC reconstruidos. Haga clic en Procesar > calculadora de imágenes y, a continuación, haga clic en "Pad de región" > interactivo. Ajuste la casilla de verificación amarilla al ROI apropiado.
NOTA: La región de interés (ROI) comienza aproximadamente 540 μm proximal al cartílago de crecimiento y se extiende 1600 μm proximalmente para evaluar el metabolismo y la remodelación ósea real. - Seleccione el complemento Análisis de microarquitectura ósea (BMA) (consulte Tabla de materiales). Haga clic en Segmentar corteza y, a continuación, en Segmentar trabéculas.
NOTA: Tanto el hueso trabecular como el cortical se seleccionan automáticamente. Normalmente no se requiere ningún ajuste manual. - Haga clic en Guardar mapa de objetos final y luego haga clic en Medir hueso para calcular los índices morfométricos óseos.
NOTA: Aquí solo se calculó la densidad mineral ósea relativa (DMO), ya que no se agregó ningún control.
4. Descalcificación del tejido óseo
- Fijar las muestras óseas en paraformaldehído al 4% (ver Tabla de Materiales) durante 24 h. Lave las muestras tres veces con PBS (consulte la Tabla de materiales) durante 20 minutos cada vez.
- Enjuague el pañuelo tres veces con agua destilada durante 20 minutos cada vez. Transfiera el tejido a una solución de descalcificación que contenga EDTA (consulte la Tabla de materiales) y descalcifique durante 30 días con un cambio de solución semanal hasta el punto final.
NOTA: El pinchazo con aguja, el pellizco manual y la pinza se utilizan para terminar la descalcificación cuando el tejido óseo se ablanda o no hay sensación de resistencia cuando se punciona. El método físico de detección puede causar algún daño a la estructura del tejido, así que trate de evitar la fuerza excesiva o las pruebas repetidas. - Saque el tejido del fijador y use un bisturí para recortar el tejido en una campana extractora. Coloque el pañuelo recortado y la etiqueta correspondiente en una caja de deshidratación.
- Coloque la caja de deshidratación en una canasta y deshidréguela en un procesador de tejidos (ver Tabla de materiales) con alcohol de gradiente (etanol al 75% durante 4 h, etanol al 85% durante 2 h, etanol al 90% durante 2 h, etanol al 95% durante 1 h, etanol anhidro durante 30 min, etanol anhidro II durante 30 min, xileno I durante 5-10 min, xileno II durante 5-10 min, cera I durante 1 h, cera II durante 1 h, cera III durante 1 h).
- Use una máquina de inclusión (consulte la Tabla de materiales) para incrustar el tejido empapado en cera. Vierta la cera derretida en una caja de inclusión y coloque el tejido de la caja de deshidratación antes de que la cera se endurezca.
- Oriente el tejido de acuerdo con la superficie de inclusión y coloque la etiqueta correspondiente. Enfriar en una mesa de congelación a -20 °C (ver Tabla de Materiales). Retire el bloque de cera de la caja de inclusión después de solidificarlo y recorte el bloque de cera según sea necesario (consulte la Tabla de materiales).
- Cortar el bloque de cera recortado en portaobjetos de 3 μm de grosor en un micrótomo (ver Tabla de Materiales). Flotar los portaobjetos en agua tibia a 40 °C en una máquina esparcidora de pañuelos (ver Tabla de materiales) para aplanar el tejido y recogerlos con un portaobjetos.
- Hornear a 60 °C (ver Tabla de Materiales) hasta que el agua se evapore y la cera se derrita. Sácalo y guárdalo a temperatura ambiente (RT) para su uso posterior.
5. Tinción de HE
- Coloque los portaobjetos en xileno I durante 20 minutos, luego en xileno II durante 20 minutos. Además, coloque los portaobjetos en etanol anhidro I y etanol anhidro II durante 5 minutos cada uno, alcohol al 75% durante 5 minutos, y luego lave los portaobjetos con agua del grifo (consulte la Tabla de materiales).
- Incubar en hematoxilina (ver Tabla de Materiales) durante 3-5 min. Diferencie las muestras con una solución de ácido clorhídrico (ver Tabla de Materiales). Trate los portaobjetos con una solución de amoníaco (consulte la Tabla de materiales) para azularlos y luego lávelos con agua.
- Coloque los portaobjetos en alcohol de gradiente al 85%, 95% para deshidratarlos y tiña con solución de eosina (ver Tabla de materiales) durante 5 min.
- Coloque los portaobjetos en etanol anhidro I durante 5 minutos, etanol anhidro II durante 5 minutos y etanol anhidro III durante 5 minutos. Trate los portaobjetos con xileno I durante 5 minutos, xileno II durante 5 minutos y móntelos con bálsamo neutro (consulte la tabla de materiales).
- Examine cada portaobjetos bajo el microscopio. A continuación, elija los sectores representativos para el escaneo panorámico (consulte Tabla de materiales).
NOTA: Se requieren al menos tres cortes consecutivos para cada muestra. Antes del escaneo panorámico, las rodajas deben examinarse bajo un microscopio para asegurarse de que estén completas y claras. Asegúrese de que la cavidad de la médula ósea, el hueso cortical y el hueso esponjoso se muestren completamente y que se puedan ver los diferentes tipos de células óseas.
6. Análisis de imágenes HE
- Abra imágenes de educación superior con el software CaseViewer (consulte la tabla de materiales). Seleccione la región de interés (ROI) en la diapositiva y guárdela como una imagen en color.
NOTA: La selección del ROI es coherente con el software mencionado anteriormente. - Abra la imagen en ImageJ (consulte Tabla de materiales). Seleccione la herramienta Varita en la barra de herramientas. Haga clic en el hueso trabecular.
- Ajuste la tolerancia y la configuración contigua según sea necesario. Ve a Ajustes de > de imagen > Blanco y negro y haz clic en Aceptar. Repita los pasos para otras áreas del hueso.
- Invierte la selección y rellénala con color blanco. Guarde la imagen como máscara para su análisis (consulte la Figura 2).
NOTA: Para conocer la metodología detallada, consulte el trabajo publicado anteriormente14. - Abra la máscara en el software de análisis15,16 (ver Tabla de materiales). Ejecute Procesar > binario > Convertir binario para convertir la imagen en color en una imagen binaria.
- Utilice el complemento 17 (ver Tabla de Materiales) en el software para analizar los parámetros estructurales: Área de ejecución/Fracción de volumen para calcular el volumen óseo al volumen total de hueso (BV/TV [%])18,19.
NOTA: Este método es aplicable para las trabéculas óseas y la médula ósea, llenando todo el ROI en las imágenes de HE.
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Representative Results
Análisis de microtomografía computarizada
Se midieron los parámetros de microarquitectura trabecular en ratones de ambos grupos y se reportaron sus valores medios y DEs en la Tabla 1. En la Figura 3 se ilustra la distribución de algunos parámetros (es decir, la relación entre el volumen óseo y el volumen total de tejido, el grosor trabecular, la separación trabecular) dentro de cada grupo.
Estos resultados indican diferencias significativas entre los ratones del grupo OVX y Sham para una serie de parámetros que se estimaron a partir de Micro-CT. Es decir, la relación entre el volumen óseo y el volumen tisular total (VB/TV) en el grupo OVX fue un 3% menor que en el grupo Sham. El grosor trabecular en los ratones de OVX fue menor que en los del grupo Sham, con un porcentaje de diferencia relativa del 39,3%. La separación trabecular en los ratones OVX fue mayor que en los ratones Sham. La Figura 4 muestra las representaciones en 3D de las ROI trabeculares extraídas del volumen óseo reconstruido para cada grupo. En comparación con el grupo Sham (Figura 4A), la densidad ósea de los ratones después de la ovariectomía, las trabéculas eran escasas y mostraban osteoporosis (Figura 4B).
Análisis de tinción HE
Además, el análisis histopatológico confirmó los cambios encontrados en el análisis de Micro-CT. Después de 8 semanas, la tinción con HE mostró que el hueso trabecular (rojo) debajo de la placa de crecimiento del fémur distal de los ratones después de OVX se redujo en comparación con el grupo Sham, y casi no había una estructura trabecular gruesa obvia, y apareció una gran cantidad de gránulos similares a la grasa (Figura 5A). Con base en el análisis cuantitativo de las secciones de tejido, los ratones OVX tenían menos área ósea trabecular que el Sham (Figura 5B).
Figura 1: Captura de pantalla de la interfaz de reconstrucción de subvolúmenes. Una reconstrucción del subvolumen en el rectángulo verde para llegar a 10 μm en un campo de visión (FOV) de 5,12 mm x 5,12 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Construcción de la máscara de imagen en blanco y negro. (A1-A3): HE Imágenes del grupo Sham (Barra de escala = 200 μm). Las trabéculas óseas se muestran en negro dentro de la región seleccionada y otros tejidos en blanco. (B1-B3) Imágenes del grupo OVX (Barra de escala = 200 μm). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Comparación de los parámetros microestructurales de las trabéculas femorales distales entre los grupos OVX y Sham . (A) La relación entre el volumen óseo y el volumen tisular total (VB/TV [%]) en el grupo OVX fue menor que en el grupo Sham. (B) El grosor trabecular (TB.Th [μm]) en los ratones de OVX fue menor que en el grupo de Sham. (C) La separación trabecular (TB.sp [μm]) en los ratones OVX fue mayor que en los ratones Sham. *P < 0,05. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Imágenes representativas de Micro-TC del hueso trabecular en el fémur distal. En comparación con el grupo (A) Sham, la densidad ósea de los ratones después de la ovariectomía (B) mostró trabéculas escasas y mostró osteoporosis. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Análisis histológico del área ósea trabecular en el fémur distal de los grupos OVX y Sham. (A) Imágenes representativas teñidas con HE del fémur distal en cada grupo (barra de escala = 500 μm). Las flechas negras muestran trabéculas. (B) El análisis cuantitativo del área ósea trabecular del volumen total de tejido en el ROI seleccionado. *P < 0,05. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Parámetro | Grupo operado simuladamente (SHAM) (n = 5). |
Grupo de ovariectomía (OVX) (n = 5). |
Valor P |
| Relación entre el volumen óseo y el volumen total del tejido (%) | 7,3 ± 0,9 | 4,2 ± 0,5 | 0.012* |
| Espesor trabecular (μm) | 79,5 ± 5,5 | 53,4 ± 6,0 | 0.013* |
| Separación trabecular (μm) | 212,5 ± 8,7 | 249,4 ± 8,3 | 0.015* |
| Los valores son la media ± la desviación estándar. * Significativamente diferente (P<0 .05). |
|||
Tabla 1: Parámetros óseos trabeculares estimados a partir de Micro-CT.
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Discussion
La osteoporosis puede conducir a fracturas frecuentes, que son costosas, pueden causar dolor, discapacidad o incluso la muerte, y afectar seriamente la calidad de vida de los pacientes20. A lo largo de los años, el modelo de ovariectomía ha sido reconocido como uno de los métodos estándar para el estudio de la osteoporosis21. El modelo animal preclínico más común para la osteoporosis es la rata ovariectomizada (OVX). A pesar de ello, la mayoría de las investigaciones sobre los mecanismos de los trastornos óseos, incluida la osteoporosis, se han realizado con ratones22. Para establecer un modelo de osteoporosis en ratones hembra adulta C57/BL6J, se realiza una ovariectomía a las 12 semanas de edad, que es el momento óptimo para este procedimiento. Los ratones son maduros y fértiles a partir de las 8-12 semanas de edad, y la ovariectomía tiene un efecto significativo en su masa ósea en este momento10. Estudios anteriores muestran que antes de las 12 semanas, los huesos de los ratones crecen rápidamente y los indicadores de morfología ósea, DMO y biomecánica ósea aumentan rápidamente. La DMO total y la DMO ósea cortical se correlacionan significativamente con la edad de los ratones. Sin embargo, después de 12 semanas, el metabolismo óseo de los ratones entra en un período estable, y los indicadores anteriores tienden a ser estables23,24.
La microarquitectura ósea ha sido propuesta como el principal factor que influye en la fragilidad ósea, independientemente de la DMO. La fragilidad ósea de la osteoporosis no se explica completamente por un déficit en la masa ósea. La DMO solo puede explicar el 60%-70% de la fuerza ósea25. En términos de composición estructural, el hueso cortical comprende el 80% de la masa ósea, mientras que el hueso esponjoso exhibe solo el 10% de las mediciones después de perder el 50% de la masa ósea, lo que sugiere que las mediciones de masa ósea por sí solas no son suficientes para evaluar la pérdida de masa ósea. Además del volumen óseo, los cambios estructurales en las trabéculas óseas son fundamentales para la fortaleza ósea. El hueso esponjoso contiene tejido hematopoyético de la médula ósea o tejido adiposo. Su superficie es bastante grande, unas ocho veces más grande que la del hueso cortical. Esta gran superficie conectada a la médula ósea permite que el hueso esponjoso tenga una tasa de conversión ósea bastante alta. Es por ello que elegimos la microestructura de las trabéculas óseas como principal indicador para observar los cambios osteoporóticos. El tejido óseo trabecular en el esqueleto está constantemente en constante remodelación durante el crecimiento, durante el cual las trabéculas óseas recién formadas reemplazan a las existentes y forman hueso esponjoso secundario. Por lo tanto, en condiciones normales, el análisis morfométrico del hueso trabecular se centra principalmente en el área ósea esponjosa secundaria. El tejido óseo esponjoso primario, por otro lado, es una estructura congénitamente presente y relativamente estable que no está remodelada y, por lo tanto, debe excluirse del análisis. Generalmente, el hueso dentro de una cierta distancia del cartílago de crecimiento puede considerarse como un tejido que remodela activamente. Por lo tanto, seleccionamos una región de interés (ROI) que comienza desde 540 μm por encima del cartílago de crecimiento y abarca 1600 μm en la dirección proximal para el análisis. De acuerdo con nuestros hallazgos, los ratones exhiben características microestructurales muy diferentes en las regiones trabeculares después de la ovariectomía.
La tecnología Micro-CT utilizada en este estudio es una técnica de imagen 3D no destructiva desarrollada en las últimas décadas y que se está aplicando gradualmente al estudio farmacológico de hierbas etnomedicinales. Proporciona una comprensión clara de la microestructura interna de la muestra sin destruirla. En cuanto al examen histopatológico, el método de inclusión de resina daña la actividad enzimática y la antigenicidad de las proteínas y no puede utilizarse de forma fiable para la histoquímica o la inmunohistoquímica26. La inclusión tradicional de parafina se puede combinar con técnicas como la inmunohistoquímica (IHC), la hibridación fluorescente in situ (FISH) y el microscopio de barrido láser confocal (CLSM) para detectar cuantitativamente sustancias de baja abundancia en el tejido óseo a nivel molecular, obteniendo así una comprensión más profunda de los mecanismos y la regulación del metabolismo óseo. El escáner panorámico de portaobjetos puede convertir rápidamente los portaobjetos en imágenes digitales de alta resolución, lo que permite analizar cuantitativamente los datos de histomorfología ósea mediante un programa informático. En resumen, la combinación de la micro-TC y la histomorfología ósea puede proporcionar una evaluación más detallada y precisa de la microestructura ósea.
Tradicionalmente, la evaluación de la calidad ósea se limitaba en gran medida a la absorciometría de rayos X de doble energía (DXA), la tomografía computarizada de resolución limitada o la resonancia magnética técnicamente desafiante27. Aunque la combinación de las dos técnicas tiene sus ventajas únicas, también tiene sus limitaciones. En primer lugar, aunque la microtomografía computarizada permite la monitorización continua a largo plazo del mismo animal, la obtención de imágenes in vivo de microestructuras esqueléticas en animales pequeños vivos, especialmente ratones, sigue siendo un reto técnico28. En segundo lugar, la ausencia de un protocolo estructurado y reconocido internacionalmente para adquirir y analizar datos de diferentes instrumentos o usuarios dificulta la comparación de conjuntos de datos y la reproducción de los resultados de la investigación entre estudios. En tercer lugar, debido a las características de la Micro-TC, la exposición a la radiación ionizante es inevitable. En cuarto lugar, aunque nuestro protocolo simple y económico puede proporcionar un análisis cuantitativo de imágenes óseas teñidas con HE, se basa principalmente en una estrategia de segmentación semiautomática, que es más laboriosa que los métodos automatizados complejos.
En conclusión, la aplicación de esta tecnología sin duda dará un gran impulso a la investigación de la osteoporosis en etnomedicina durante el proceso de exploración.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo contó con el apoyo de la Administración Provincial de Medicina Tradicional China de Sichuan (2021YJ0175) y el Proyecto de Innovación de Investigación de Posgrado de la Facultad de Medicina Clínica (LCYJSKT2023-11) de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4% Paraformaldehyde | Biosharp | BL539A | |
| Adobe Photoshop | Adobe Inc. | ||
| Ammonia Solution | Chengdu Kolon Chemical Co., Ltd | 2021070101 | |
| Anatomical Forceps | Jinzhong surgical instrument Co., Ltd | J3C030 | |
| Anhydrous Ethanol | Chengdu Kolon Chemical Co., Ltd | 2022070501 | |
| Automatic Dyeing Machine | Thermo scientific | Varistain™ Gemini ES | |
| Bone Microarchitecture Analysis Add-on | AnalyzeDirect, Inc | ||
| C57BL/6J mice | SPF (Beijing) Biotechnology Co., Ltd. | ||
| Carrier Slides | Nantong Mei Wei De Experimental Equipment Co., Ltd | 220518001 | |
| Coverslips | Nantong Mei Wei De Experimental Equipment Co. | 220518001 | |
| Decalcification Solution | Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd | CR2203047 | |
| Delicate Scissors | Jinzhong surgical instrument Co., Ltd | ZJA010 | |
| Embedding box marking machine | Thermo scientific | PrintMate AS | |
| Embedding Machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5 | |
| Fiji: ImageJ | National Institutes of Health, USA | ||
| Film Sealer | Thermo scientific | Autostainer 360 | |
| Freezing Table | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5 | |
| H&E Staining Kit | Leagene | DH0020 | |
| Hydrochloric Acid Solution | Sichuan Xilong Science Co., Ltd | 210608 | |
| ImageJ2 Plugin | BoneJ 7.0.16 | ||
| Medical Gauze | Shandong Ang Yang Medical Technology Co. | ||
| Mersilk 3-0 Silk Braided Non-Absorbable Sutures | Ethicon, Inc. | SA84G | |
| Needle Holder | Jinzhong surgical instrument Co., Ltd | J32010 | |
| Neutral Balsam | Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd | 10004160 | |
| Oven | Shanghai Yiheng Scientific Instruments Co., Ltd | DHG-9240A | |
| PANNORAMIC Digital Slide Scanners | 3DHISTECH Ltd. | PANNORAMIC DESK/MIDI/250/1000 | |
| PBS buffer | Biosharp | G4202 | |
| Povidone-iodine solution 5% | Chengdu Yongan Pharmaceutical Co., Ltd | ||
| Quantum GX2 microCT Imaging System | PerkinElmer, Inc. | ||
| Rotary Microtome | Thermo scientific | HM325 | |
| Scalpel | Quanzhou Excellence Medical Co., Ltd | 20170022 | |
| Scan & Browse Software | 3DHISTECH Ltd. | CaseViewer2.4 | |
| Single-Use Sterile Rubber Surgical Gloves | Guangdong Huitong Latex Products Group Co., Ltd | 22B141EO | |
| Sodium Chloride Solution 0.9% | Sichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd | ||
| Sterile Hypodermic Syringes for Single Use | Shandong Weigao Group Medical Polymer Products Co., Ltd | ||
| Sterile Medical Suture Needles | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. | PW8068 | |
| Tissue Processor | Thermo scientific | STP420 ES | |
| Tissue Spreading and Baking Machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JK-6 | |
| Tribromoethanol | Nanjing Aibei Biotechnology Co., Ltd | M2920 | |
| Wax Trimmer | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JXL-818 | |
| Xylene | Chengdu Kolon Chemical Co., Ltd | 2022051901 |
References
- Wang, J., et al. The prevalence of osteoporosis in China, a community based cohort study of osteoporosis. Frontiers in Public Health. 11, 1084005 (2023).
- Stein, M., et al. Why animal experiments are still indispensable in bone research: A statement by the European Calcified Tissue Society. Journal of Bone and Mineral Research. 38 (8), 1045-1061 (2023).
- Kerschan-Schindl, K., Papageorgiou, M., Föger-Samwald, U., Butylina, M., Weber, M., Pietschmann, P. Assessment of bone microstructure by micro CT in C57BL/6J mice for sex-specific differentiation. International Journal of Molecular Sciences. 23 (23), 14585 (2022).
- Fonseca, H., Moreira-Gonçalves, D., Coriolano, H. J. A., Duarte, J. A. Bone quality: the determinants of bone strength and fragility. Sports Medicine. 44, 37-53 (2014).
- Bouxsein, M. L., Boyd, S. K., Christiansen, B. A., Guldberg, R. E., Jepsen, K. J., Müller, R. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. Journal of Bone and Mineral Research. 25 (7), 1468-1486 (2010).
- Akhter, M. P., Recker, R. R. High resolution imaging in bone tissue research-review. Bone. 143, 115620 (2021).
- Mys, K., et al. Quantification of 3D microstructural parameters of trabecular bone is affected by the analysis software. Bone. 142, 115653 (2021).
- Chavassieux, P., Chapurlat, R. Interest of bone histomorphometry in bone pathophysiology investigation: Foundation, present, and future. Frontiers in Endocrinology. 13, 907914 (2022).
- Komori, T.
- Zhu, S., et al. Ovariectomy-induced bone loss in TNFα and IL6 gene knockout mice is regulated by different mechanisms. Journal of Molecular Endocrinology. 60 (3), 185-198 (2018).
- Baum, T., et al. Osteoporosis imaging: effects of bone preservation on MDCT-based trabecular bone microstructure parameters and finite element models. BMC Medical Imaging. 15, 22 (2015).
- Nazarian, A., Hermannsson, B. J., Muller, J., Zurakowski, D., Snyder, B. D. Effects of tissue preservation on murine bone mechanical properties. Journal of Biomechanics. 42 (1), 82-86 (2009).
- Martín-Badosa, E., Amblard, D., Nuzzo, S., Elmoutaouakkil, A., Vico, L., Peyrin, F. Excised bone structures in mice: imaging at three-dimensional synchrotron radiation micro CT. Radiology. 229 (3), 921-928 (2003).
- Egan, K. P., Brennan, T. A., Pignolo, R. J. Bone histomorphometry using free and commonly available software. Histopathology. 61 (6), 1168-1173 (2012).
- Brandi, M. L. Microarchitecture, the key to bone quality. Rheumatology. 48 (suppl_4), iv3-iv8 (2009).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Domander, R., Felder, A. A., Doube, M.
- Parfitt, A. M., et al. Bone histomorphometry: standardization of nomenclature, symbols, and units: report of the ASBMR Histomorphometry Nomenclature Committee. Journal of Bone and Mineral Research. 2 (6), 595-610 (1987).
- Kazama, J. J., Koda, R., Yamamoto, S., Narita, I., Gejyo, F., Tokumoto, A. Cancellous bone volume is an indicator for trabecular bone connectivity in dialysis patients. Clinical Journal of the American Society of Nephrology: CJASN. 5 (2), 292-298 (2010).
- Watts, N. B. Postmenopausal osteoporosis: A clinical review. Journal of Women's Health. 27 (9), 1093-1096 (2018).
- Thompson, D. D., Simmons, H. A., Pirie, C. M., Ke, H. Z. FDA Guidelines and animal models for osteoporosis. Bone. 17 (4), S125-S133 (1995).
- Iwaniec, U. T., Yuan, D., Power, R. A., Wronski, T. J. Strain-dependent variations in the response of cancellous bone to ovariectomy in mice. Journal of Bone and Mineral Research. 21 (7), 1068-1074 (2006).
- Ferguson, V. L., Ayers, R. A., Bateman, T. A., Simske, S. J. Bone development and age-related bone loss in male C57BL/6J mice. Bone. 33 (3), 387-398 (2003).
- Glatt, V., Canalis, E., Stadmeyer, L., Bouxsein, M. L. Age-related changes in trabecular architecture differ in female and male C57BL/6J mice. Journal of Bone and Mineral Research. 22 (8), 1197-1207 (2007).
- Seeman, E. The structural and biomechanical basis of the gain and loss of bone strength in women and men. Endocrinology and Metabolism Clinics. 32 (1), 25-38 (2003).
- Ticha, P., et al. A novel cryo-embedding method for in-depth analysis of craniofacial mini pig bone specimens. Scientific Reports. 10 (1), 19510 (2020).
- Genant, H. K., Engelke, K., Prevrhal, S. Advanced CT bone imaging in osteoporosis. Rheumatology. 47 (suppl_4), iv9-iv16 (2008).
- Zaw Thin, M., Moore, C., Snoeks, T., Kalber, T., Downward, J., Behrens, A. Micro-CT acquisition and image processing to track and characterize pulmonary nodules in mice. Nature Protocols. 18 (3), 990-1015 (2023).
