Summary
Den foreløpige undersøkelsen bekrefter at subaraknoidalblødning (SAH) forårsaker hjernepericyttdød. Evaluering av pericytkontraktilitet post-SAH krever differensiering mellom levedyktige og ikke-levedyktige hjernepericytter. Derfor er det utviklet en prosedyre for å merke levedyktige og ikke-levedyktige hjernepericytter samtidig i hjerneseksjoner, noe som letter observasjon ved hjelp av et høyoppløselig konfokalmikroskop.
Abstract
Pericytter er viktige veggmalericeller som ligger i cerebral mikrosirkulasjon, sentrale i aktivt modulerende cerebral blodstrøm via kontraktilitetsjusteringer. Konvensjonelt måles deres kontraktilitet ved å observere morfologiske skift og nærliggende kapillærdiameterendringer under spesifikke omstendigheter. Likevel blir post-vevsfiksering, evaluering av vitalitet og påfølgende pericytkontraktilitet av avbildede hjernepericytter kompromittert. På samme måte kommer genetisk merking av hjernepericytter til kort når det gjelder å skille mellom levedyktige og ikke-levedyktige pericytter, spesielt i nevrologiske forhold som subaraknoidalblødning (SAH), hvor vår foreløpige undersøkelse validerer hjernens pericyttdød. En pålitelig protokoll er utviklet for å overvinne disse begrensningene, noe som muliggjør samtidig fluorescerende merking av både funksjonelle og ikke-funksjonelle hjernepericytter i hjerneseksjoner. Denne merkingsmetoden tillater høyoppløselig konfokalmikroskopvisualisering, samtidig som den markerer hjernesnittmikrovaskulaturen. Denne innovative protokollen gir et middel til å vurdere hjernens pericytkontraktilitet, dens innvirkning på kapillærdiameter og pericytstruktur. Undersøkelse av hjernens pericytkontraktilitet innenfor SAH-konteksten gir innsiktsfull forståelse av dens effekter på cerebral mikrosirkulasjon.
Introduction
Hjernepericytter, preget av deres slanke fremspring og utstående cellelegemer, omkranser mikrosirkulasjonen 1,2. Mens cerebral blodstrømforstørrelse hovedsakelig drives av kapillær dilatasjon, viser mindre arterier langsommere utvidelseshastigheter3. Pericytkontraktilitet påvirker kapillærdiameter og pericytmorfologi, noe som påvirker vaskulær dynamikk4. Sammentrekning av hjernens pericytter fører til kapillær innsnevring, og i patologiske scenarier kan overdreven sammentrekning hindre erytrocytstrømmen5. Ulike faktorer, inkludert noradrenalin frigjort fra locus coeruleus, kan indusere hjernens pericyttkontraksjon i kapillærene6. Med en regulatorisk rolle i cerebral blodstrøm utviser pericytter 20-HETE syntese, som fungerer som en oksygensensor under hyperoksi7. Oksidativ-nitrativ stressutløst sammentrekning av hjernepericytter påvirker kapillærene negativt5. Til tross for både in vivo og ex vivo undersøkelser av hjernepericyttkontraksjon8, fortsetter begrenset kunnskap om avbildning av levedyktige og ikke-levedyktige hjernepericytter i hjerneskiver.
Avgjørende er at post-vevsfikseringsavbildning av hjernepericytter kompromitterer deres vitalitet og påfølgende kontraktilitetsvurdering. Videre, i scenarier som nevrologiske lidelser (f.eks. Subaraknoidalblødning - SAH), klarer ikke transgen merking av hjernepericytter å skille mellom levedyktige og ikke-levedyktige pericytter, som bekreftet av vår foreløpige SAH-induserte hjernepericyttdødsstudie9.
For å overvinne disse utfordringene brukte vi TO-PRO-3 for å merke levende pericytter, mens avdøde ble farget med propidiumjodid (PI). Vi brukte høyoppløselige konfokale bildebehandlingsteknologier for å visualisere levedyktige og ikke-levedyktige hjernepericytter i hjerneskiver samtidig som vi bevarte skiveaktivitet under avbildning. Denne artikkelen tar sikte på å presentere en reproduserbar metode for avbildning av levedyktige og ikke-levedyktige hjernepericytter i hjerneskiver, som tjener som et verdifullt verktøy for å undersøke virkningen av hjernepericytter på cerebral mikrosirkulasjon etter SAH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Den eksperimentelle protokollen ble godkjent av Animal Ethics and Use Committee of Kunming Medical University (kmmu20220945). Sprague-Dawley (SD) rotter av begge kjønn, 300-350 g, ble brukt til denne studien.
1. Indusere SAH-modellen
- Bedøv rottene ved hjelp av 2% isofluran og 100% oksygen. Oppretthold anestesi ved å tilføre kontinuerlig inhalasjonsanestesi med isofluran (1%-3%). Fest rottens hode ved hjelp av et stereotaktisk apparat (se materialfortegnelse).
- Opprett SAH-modellen ved å følge trinnene nedenfor.
- Sett en mikroinjeksjonskanyle inn i suprasellar sisterne. Deretter injiseres autologt blod fra rottens halearterie (uten antikoagulant) inn i suprasellar cisternen ved hjelp av en sprøytepumpe (se materialfortegnelse).
- Implanter en mikroinjeksjonsnål i høyre laterale hjerneventrikel ved hjelp av de nevnte koordinatene: bregma, -0,8 mm; lateral, 1,4 mm; dybde, 4 mm9. For SAH-grupper, injiser 0,2 ml blod fra rottehalearterien. For narregrupper, administrer samme volum isotont saltvann (figur 1A).
2. Forberedelse og stabilisering av hjerneskiver
- Dypt bedøve rotter ved hjelp av 2% isofluran innånding. Etter halshugging, trekk ut hele hjernen og senk dem i iskald kunstig cerebrospinalvæske (ACSF).
MERK: Bruk nytilberedte ACSF-løsninger med følgende sammensetning: 134 mM NaCl, 2,8 mM KCl, 29 mM NaHCO3, 1,1 mM NaH 2 PO 4, 1,5 mM MgSO4, 2,5 mM CaCl2og 10,11 mM D-glukose (se materialfortegnelse). Oppretthold en pH mellom 7,3 og 7,4. - Bruk en vibratome (se materialtabell) for å forberede akutte hjerneskiver med en tykkelse på 200 μm fra SD-rottene i iskald ACSF som luftes med 5% CO 2 og 95% O 2 (figur 2).
- Plasser de 200 μm tykke akutte hjerneskivene i et lagringskammer på et nylonnett nedsenket i ACSF. Balansere ACSF-løsningen med 95 %O2 og 5 % CO2, og opprettholde et temperaturområde på 35-37 °C. La hjerneskiver stabilisere seg i 2 timer, noe som gir dem tid til å justere seg (figur 3).
3. Merking av pericytter i akutte hjerneskiver med TO-PRO-3
MERK: Pericytter fra akutte hjerneskiver ble fluorescerende merket ved hjelp av sporstoffet TO-PRO-310.
- Tilsett det fluorescerende fargestoffet TO-PRO-3 til ACSF, og oppnå en endelig konsentrasjon på 1 μM. Inkuber de akutte hjerneskivene ved romtemperatur i mørke omgivelser med TO-PRO-3-holdig ACSF i 20 minutter.
MERK: Husk å bruke latekshansker når du håndterer TO-PRO-3 for beskyttelse. - Overfør silen av nylonnetting, som bærer hjerneskivene, fra lastekammeret til et 6-brønns skyllekammer (se materialfortegnelse). La hjerneskivene bli i skyllekammeret i 10 minutter (figur 4D).
MERK: Dette skylletrinnet avslutter fargeprosessen, reduserer bakgrunnsmerkingen og forhindrer uspesifikk farging. - Skyll preparatene i totalt 15 minutter ved bruk av ACSF-løsning som er ekvilibrert med en blanding av 5% CO 2 og 95% O2. Dette skylletrinnet stopper fargestoffopptaket og minimerer bakgrunnsmerkingen (figur 4C).
4. Farging av ikke-vitale pericytter av cerebral mikrosirkulasjon i akutte hjerneskiver
- Inkuber hjerneskiver forhåndslastet med TO-PRO-3 ved 37 °C med isolektin B4 konjugert til Alexa Fluor 488 (FITC-ISOB4; 5 μg/ml, se materialfortegnelse) i 30 minutter i mørke omgivelser. Etter inkubering, skyll hjerneskivene i 15 minutter i ACSF (figur 4E).
- Inkuber hjerneskivene i ACSF gasset med 5% CO 2 og 95% O2 som vanlig. Tilsett propidiumjodid (PI) i en konsentrasjon på 37 μM til begge løsningene ved 37 °C. Dette vil merke ikke-vitale hjernepericytter. Inkuber preparatene i denne ACSF-løsningen i 60 minutter i mørket (figur 4F).
- Skyll deretter preparatene i 15 minutter med ACSF-løsninger for å stoppe fargeopptaket og minimere bakgrunnsmerking.
5. Avbildning av vitale og ikke-vitale hjernepericytter i akutte hjerneskiver
- Overfør forsiktig hjerneskiver til konfokale fat med glassbunn (se materialfortegnelse) ved hjelp av plastpasteurpipetter. Fyll oppvasken med ACSF-oppløsning som tidligere er ekvilibrert med 5% CO 2 og 95% O2. Bruk et jernnett for å sikre rottehjerneskiver på plass.
- Overfør glassbunnens konfokale retter til scenen i et konfokalmikroskop. Plasser den akutte hjerneskiven i bunnen av fatet og perfus9 den med ACSF-løsning likevektet med en blanding av 95%O2 og 5% CO2 under konfokalmikroskopiavbildning (figur 5A og figur 5Ab ').
- Visualiser veggcellene i hjernens kortikale mikrovaskulatur ved hjelp av et 40x mål. Ta bildestakker med kompatibel programvare (se Materialfortegnelse). Bruk egnede filtre for IB4 (eksitasjon/utslipp 460 nm / 520 nm), PI (eksitasjon / utslipp 545 nm / 595 nm) og TO-PRO-3 (eksitasjon / utslipp 606 nm / 666 nm) (figur 5D).
MERK: Ta bilder med følgende detaljer: 40× DIC N1 objektivlinse, 3 × 12 bit: 512 × 512 piksler (0,22 × 0,22 mm), kalibrering: 0,42 μm/px. - Identifiser cerebral mikrovaskulatur og pericytter basert på deres nettverk og morfologi. Finn et bestemt område som inneholder et cerebralt mikrovaskulaturnettverk på hver hjerneskive og ta bilder.
- Legg nøye merke til bildeplasseringen for å sikre konsistens i påfølgende opptak (figur 5B,C). For videre behandling og analyse, bruk bildeanalyseprogramvare (ImageJ) og fotoredigeringsprogramvare (se Materialfortegnelse).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Under normale fysiologiske forhold gjennomgår hjernepericytter vanligvis ikke celledød. Figur 6 illustrerer dette fenomenet, med gult som indikerer tilstedeværelse av vitale hjernepericytter; hjernen pericytter viser ingen farging med PI, noe som indikerer deres levedyktighet. For ytterligere å undersøke om pericytter forblir festet til mikrovaskulaturen etter celledød, ble metoder benyttet i en SAH rottemodell, og påfølgende avbildning ble utført.
Metoder for avbildning av både vitale og ikke-vitale hjernepericytter i hjerneskiver etter SAH er utviklet. Som vist i figur 7 er vitale hjernepericytter (blå piler) lokalisert innenfor mikrovaskulaturen, mens ikke-vitale hjernepericytter er representert med hvite piler. Denne samtidige visualiseringen gjør det mulig å identifisere både vitale og ikke-vitale hjernepericytter i hjerneskiver. Videre ble det observert at PI-merkede ikke-vitale hjernepericytter forble festet til hele mikrovaskulaturen.
Figur 1: SAH-modell . (A) Rottehodet var godt festet til det stereotaktiske apparatet for å sikre stabilitet. SAH-modellen ble indusert ved forsiktig å stikke en stereotaktisk nål inn i suprasellar sisterne. (B,C) I SAH-modellen kommer blod inn i subaraknoidrommet i skallen, og påvirker hjernen. De cerebrale hemisfærene fylles med blod ca. 24 timer etter SAH. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Akutt tilberedning av hele hjerneskiver . (A) Det nederste kammeret ble belagt med agaroselim for fiksering. (B) Limet ble omhyggelig påført det nederste kammeret for å feste seg fast til hjernen. (C) Den omkringliggende tanken ble fylt med iskald ACSF for å opprettholde temperaturen. (D) Den ønskede seksjonstykkelsen ble nøye definert. (E,F). Hjerneskivene ble omhyggelig overført til en 6-brønnsplate. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Overføringspipetter og fargestoffbelastning i en 6-brønnsplate. (A) Akutte hjerneskiver ble overført ved hjelp av plastiske Pasteur-pipetter (3 ml). Lengden på pipetten som ble brukt i (a) var 18,2 cm. For (b) og (c) ble den fine spissen av plast Pasteur-pipetten forsiktig trimmet for å forhindre potensiell skade på hjerneskivene under overføring. 6-brønnsplatene ble effektivt overført fra (B) til (C) for fluorescensfarging i et vannbad på 37 °C. (B) En brønn på 6-brønnsplaten hadde plass til en liten sil av nylonnetting, med fine rør plassert for gasslevering. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Inkubasjon av akutte hjerneskiver. En systematisk prosedyre ble nøye fulgt for å merke pericytter med TO-PRO-3 i de akutte hjerneskivene. (A) I utgangspunktet ble en brønn med en seksbrønnsplate (12 × 8 cm) fylt med 10 ml ACSF, noe som sikrer riktig lufting ved å boble løsningen ved hjelp av fint rør koblet til en blanding av 95%O2 og 5% CO2. (B) Deretter ble hjerneskivene omhyggelig overført til seksbrønnsplaten. (C) 10 μL av TO-PRO-3-stamløsningen ble introdusert i fargestofflastingskammeret, forsiktig omrøring for å lette fargestoffoppløsning (D). (E,F) For ytterligere å karakterisere hjerneskivene ble det utført farging med IB4 (1 μM i ACSF) og PI (1 μM i ACSF). Disse sekvensielle trinnene muliggjorde vellykket merking av pericytter med TO-PRO-3 i akutte hjerneskiver, og dermed lette etterfølgende analyse og undersøkelse av de merkede hjernepericyttene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Avbildning av vitale og ikke-vitale hjernepericytter i hjerneskiver. (A) Oppløsningen er ekvilibrert med en blanding av 95%O2 og 5% CO2 levert gjennom slangen. (VG Nett) Oppsett for høyoppløselig avbildning av TO-PRO-3-merkede, IB4-merkede endotel- og PI-merkede celler i akutte hjerneskiver. (E) Konfokal mikroskopi. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Bilde av vitale hjernepericytter i hjerneskiver. (A) Cerebral mikrovaskulatur var merket med IB4 (grønn). (B) Ikke-vitale celler ble merket med PI. (C) Vitale pericytter ble merket med TO-PRO-3 (gul). (D) Det sammenslåtte bildet vises. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Representativt bilde av vitale og ikke-vitale hjernepericytter i hjernesnitt etter SAH. (A) Cerebral mikrovaskulatur ble merket med IB4 (grønn). (B) Ikke-vitale celler ble merket med PI (rød). (C) Vitale pericytter ble merket med TO-PRO-3 (gul). (D) Det sammenslåtte bildet vises. Blå piler indikerer eksempler på vitale hjernepericytter, mens hvite piler indikerer eksempler på ikke-vitale hjernepericytter. Spesielt stikker kjernene av pericytter ikke over den mikrovaskulære overflaten. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 8: Positiv korrelasjon mellom antall ikke-vitale pericytter og tid etter SAH. Høyoppløselig konfokal avbildning ble brukt til å fange hjernens pericytter på forskjellige tidspunkter etter SAH. Merkbar celledød av hjernepericytter begynte ved 6 timer etter SAH, som indikert av hvite piler i (A). Deretter var det en betydelig økning i pericyttdød fra 6-timersmerket og fremover. Antallet ikke-vitale pericytter viste en positiv korrelasjon med tiden som gikk etter SAH, som vist i (B). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Utviklet er høyoppløselige konfokale bildebehandlingsteknikker for å visualisere vitale hjernepericytter, ikke-vitale hjernepericytter og mikrovaskulaturen i hjerneskiver. I akutte hjerneskiver hos rotter innebærer prosessen innledende merking av pericytter med TO-PRO-311, etterfulgt av mikrovaskulære endotelceller med IB412; Deretter utføres identifisering av avdøde pericytter ved bruk av PI. Denne protokollen er enkel, reproduserbar og svært anvendelig for funksjonell forskning.
For å spesifikt spore hjernens pericytter i nervesystemet, brukes den langt røde fluoroforen TO-PRO-3. Mens TO-PRO-3 hovedsakelig flekker kjernene til fast vev13, inkorporerer den selektivt i levende pericytter ex vivo når den påføres i fysiologisk saltvann14. Tidligere studier har bekreftet den entydige identifiseringen av murine hjernepericytter ved bruk av TO-PRO-315. Denne fluoroforen merker effektivt vitale hjernepericytter11. I motsetning til dette fungerer PI, en ofte brukt ladet fluorokrom for sanntids cellelevedyktighetsvurdering12, som en markør for forringende celler når den påføres før fiksering (pre-fiksering PI-farging)16. Men siden de morfologiske egenskapene til pericytter, spesielt deres kjerner, ikke strekker seg over den mikrovaskulære overflaten, kan det være utfordrende å skille mellom endotel- og pericytkjerner ved hjelp av PI-farging, som indikert av den hvite pilen i figur 8A. Studier som involverer elektronmikroskopi for tredimensjonal rekonstruksjon av CA1-regionen av rottehippocampus har antydet at omtrent en tredjedel av endotelet er dekket av somas og prosesser av pericytes17.
I figur 6 er hjernepericytter merket med TO-PRO-3 observert i mikrovaskulaturen. Konfokale bilder av cerebral mikrovaskulatur merket med IB4 og PI viser at bare noen få celler gjennomgår celledød under snittingsprosessen, noe som fremgår av fraværet av PI-positive døde celler i figur 6. Følgelig brukes SAH-modellen til å undersøke tilstedeværelsen av ikke-vitale pericytter. Figur 7 illustrerer at celledød i hjernesnitt er mer fremtredende i pericytter sammenlignet med endotelceller. I tillegg er det i figur 8A observert en signifikant økning i pericyttdød som starter 6 timer etter SAH. Figur 8B viser en positiv sammenheng mellom antall ikke-vitale pericytter og tiden etter SAH. Likevel er en omfattende studie av både vitale og ikke-vitale hjernepericytter ikke dokumentert etter beste kunnskap.
Foreløpig er det usikkert om pericytter fra andre arter eller systemer (f.eks. hjerte, tynntarm) også manifesterer vitale og ikke-vitale tilstander i akutte skiver etter SAH. Avslutningsvis tilbyr den medfølgende protokollen en replikerbar tilnærming for avbildning av både vitale og ikke-vitale hjernepericytter i hjerneskiver etter SAH. På grunn av sin enkelhet og pålitelighet kan denne teknikken brukes til å avdekke det funksjonelle og strukturelle mangfoldet av pericytter i hjerneskiver og legge til rette for detaljerte cellulære undersøkelser i ulike sykdomsmodeller relatert til pericytpatofysiologi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer at de ikke har noen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Studien ble støttet av tilskudd fra National Natural Science Foundation of China (81960226,81760223); Natural Science Foundation i Yunnan-provinsen (202001AS070045,202301AY070001-011)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-well plate | ABC biochemistry | ABC703006 | RT |
| Adobe Photoshop | Adobe | Adobe Illustrator CS6 16.0.0 | RT |
| Aluminium foil | MIAOJIE | 225 mm x 273 mm | RT |
| CaCl2·2H2O | Sigma-Aldrich | C3881 | RT |
| Confocal imaging software | Nikon | NIS-Elements 4.10.00 | RT |
| Confocal Laser Scanning Microscope | Nikon | N-SIM/C2si | RT |
| Gas tank (5% CO2, 95% O2) | PENGYIDA | 40L | RT |
| Glass Bottom Confocal Dishes | Beyotime | FCFC020-10pcs | RT |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | RT |
| Glue | EVOBOND | KH-502 | RT |
| Ice machine | XUEKE | IMS-20 | RT |
| Image analysis software | National Institutes of Health | Image J | RT |
| Inhalation anesthesia system | SCIENCE | QAF700 | RT |
| Isolectin B 4-FITC | SIGMA | L2895–2MG | Store aliquots at –20 °C |
| KCl | Sigma-Aldrich | 7447–40–7 | RT |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P0662 | RT |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich | M7506 | RT |
| NaCl | Sigma-Aldrich | 7647–14–5 | RT |
| NaH2PO4·H2O | Sigma-Aldrich | 10049–21–5 | RT |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich | S5761 | RT |
| Pasteur pipette | NEST Biotechnology | 318314 | RT |
| Peristaltic Pump | Scientific Industries Inc | Model 203 | RT |
| Propidium (Iodide) | Med Chem Express | HY-D0815/CS-7538 | Store aliquots at –20 °C |
| Stereotaxic apparatus | SCIENCE | QA | RT |
| Syringe pump | Harvard PUMP | PUMP 11 ELITE Nanomite | RT |
| Thermostatic water bath | OLABO | HH-2 | RT |
| Vibrating microtome | Leica | VT1200 | RT |
References
- Dalkara, T., Gursoy-Ozdemir, Y., Yemisci, M. Brain microvascular pericytes in health and disease. Acta Neuropathologica. 122 (1), 1-9 (2011).
- Dore-Duffy, P., Cleary, K.
- Peppiatt, C. M., Howarth, C., Mobbs, P., Attwell, D. Bidirectional control of CNS capillary diameter by pericytes. Nature. 443 (7112), 700-704 (2006).
- Attwell, D., Mishra, A., Hall, C. N., O'Farrell, F. M., Dalkara, T.
- Yemisci, M., Gursoy-Ozdemir, Y., Vural, A., Can, A., Topalkara, K., Dalkara, T. Pericyte contraction induced by oxidative-nitrative stress impairs capillary reflow despite successful opening of an occluded cerebral artery. Nature Medicine. 15 (9), 1031-1037 (2009).
- Korte, N., et al. Noradrenaline released from locus coeruleus axons contracts cerebral capillary pericytes via α2 adrenergic receptors. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2023).
- Hirunpattarasilp, C., Barkaway, A., Davis, H., Pfeiffer, T., Sethi, H., Attwell, D. Hyperoxia evokes pericyte-mediated capillary constriction. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 42 (11), 2032-2047 (2022).
- Neuhaus, A. A., Couch, Y., Sutherland, B. A., Buchan, A. M. Novel method to study pericyte contractility and responses to ischaemia in vitro using electrical impedance. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2013-2024 (2017).
- Gong, Y., et al. Increased TRPM4 Activity in cerebral artery myocytes contributes to cerebral blood flow reduction after subarachnoid hemorrhage in rats. Neurotherapeutics: The Journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 16 (3), 901-911 (2019).
- Mai-Morente, S. P., et al. Pericyte mapping in cerebral slices with the far-red fluorophore TO-PRO-3. Bio-protocol. 11 (22), e4222 (2021).
- Mai-Morente, S. P., Marset, V. M., Blanco, F., Isasi, E. E., Abudara, V. A nuclear fluorescent dye identifies pericytes at the neurovascular unit. Journal of Neurochemistry. 157 (4), 1377-1391 (2021).
- Zhao, H., et al. Rationale for the real-time and dynamic cell death assays using propidium iodide. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (4), 399-405 (2010).
- Van Hooijdonk, C. A., Glade, C. P., Van Erp, P. E. TO-PRO-3 iodide: A novel HeNe laser-excitable DNA stain as an alternative for propidium iodide in multiparameter flow cytometry. Cytometry. 17 (2), 185-189 (1994).
- Lacar, B., Herman, P., Platel, J. C., Kubera, C., Hyder, F., Bordey, A. Neural progenitor cells regulate capillary blood flow in the postnatal subventricular zone. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 32 (46), 16435-16448 (2012).
- Mai-Morente, S. P., Marset, V. M., Blanco, F., Isasi, E. E., Abudara, V. A nuclear fluorescent dye identifies pericytes at the neurovascular unit. Journal of Neurochemistry. 157 (4), 1377-1391 (2021).
- Hezel, M., Ebrahimi, F., Koch, M., Dehghani, F. Propidium iodide staining: a new application in fluorescence microscopy for analysis of cytoarchitecture in adult and developing rodent brain. Micron (Oxford, England). 43 (10), 1031-1038 (2012).
- Mathiisen, T. M., Lehre, K. P., Danbolt, N. C., Ottersen, O. P. The perivascular astroglial sheath provides a complete covering of the brain microvessels: An electron microscopic 3D reconstruction. Glia. 58 (9), 1094-1103 (2010).
