Summary
Предварительное расследование подтверждает, что субарахноидальное кровоизлияние (САК) вызывает гибель перицитов головного мозга. Оценка сократительной способности перицитов после САК требует дифференциации жизнеспособных и нежизнеспособных перицитов головного мозга. В связи с этим была разработана процедура одновременной маркировки жизнеспособных и нежизнеспособных перицитов головного мозга в срезах мозга, что облегчает наблюдение с помощью конфокального микроскопа высокого разрешения.
Abstract
Перициты являются важнейшими клетками-стенками, расположенными в микроциркуляции головного мозга, которые играют ключевую роль в активной модуляции мозгового кровотока путем регулирования сократительной способности. Обычно их сократительная способность измеряется путем наблюдения морфологических сдвигов и изменений диаметра капилляров в непосредственной близости при определенных обстоятельствах. Тем не менее, посттканевая фиксация, оценка жизнеспособности и последующая сократительная способность перицитов визуализированных перицитов головного мозга оказывается под угрозой. Аналогичным образом, генетическая маркировка перицитов головного мозга не позволяет провести различие между жизнеспособными и нежизнеспособными перицитами, особенно при неврологических состояниях, таких как субарахноидальное кровоизлияние (САК), когда наше предварительное исследование подтверждает гибель перицитов головного мозга. Для преодоления этих ограничений был разработан надежный протокол, позволяющий одновременно флуоресцентно помечать как функциональные, так и нефункциональные перициты мозга в отделах мозга. Этот метод мечения позволяет визуализировать с помощью конфокального микроскопа с высоким разрешением, одновременно отмечая микроциркуляторное русло среза мозга. Этот инновационный протокол позволяет оценить сократительную способность перицитов головного мозга, их влияние на диаметр капилляров и структуру перицитов. Исследование сократительной способности перицитов головного мозга в контексте САК дает глубокое понимание ее влияния на церебральную микроциркуляцию.
Introduction
Перициты головного мозга, отличающиеся тонкими выпуклостями и выступающими телами клеток, окружают микроциркуляцию 1,2. В то время как увеличение мозгового кровотока в основном обусловлено расширением капилляров, более мелкие артерии демонстрируют более медленные темпы расширения3. Сократительная способность перицитов оказывает влияние на диаметр капилляров и морфологию перицитов, влияя на сосудистую динамику4. Сокращение перицитов головного мозга приводит к сужению капилляров, а при патологических сценариях чрезмерное сокращение может препятствовать потоку эритроцитов5. Различные факторы, в том числе норадреналин, высвобождаемый из locus coeruleus, могут индуцировать сокращение перицитов головного мозга в капиллярах6. Выполняя регуляторную роль в мозговом кровотоке, перициты проявляют синтез 20-HETE, выступая в качестве датчика кислорода во время гипероксии7. Вызванное окислительно-нитративным стрессом сокращение перицитов головного мозга пагубно влияет на капилляры5. Несмотря на исследования сокращения перицитов головного мозга как in vivo, так и ex vivo, сохраняются ограниченные знания относительно визуализации жизнеспособных и нежизнеспособных перицитовмозга в срезах мозга.
Важно отметить, что посттканевая фиксация перицитов головного мозга ставит под угрозу их жизнеспособность и последующую оценку сократительной способности. Более того, в таких сценариях, как неврологические расстройства (например, субарахноидальное кровоизлияние - САК), трансгенное мечение перицитов головного мозга не позволяет дифференцировать жизнеспособные и нежизнеспособные перициты, что подтверждается нашим предварительным исследованием САК-индуцированной смерти перицитов головного мозга9.
Чтобы преодолеть эти трудности, мы использовали TO-PRO-3 для маркировки живых перицитов, в то время как умершие были окрашены йодидом пропидия (PI). Мы использовали технологии конфокальной визуализации высокого разрешения для визуализации жизнеспособных и нежизнеспособных перицитов мозга в срезах мозга, сохраняя активность срезов во время визуализации. Целью данной статьи является представление воспроизводимого метода визуализации жизнеспособных и нежизнеспособных перицитов головного мозга в срезах мозга, служащего ценным инструментом для исследования влияния перицитов головного мозга на церебральную микроциркуляцию после САК.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Протокол эксперимента был одобрен Комитетом по этике и использованию животных Куньминского медицинского университета (kmmu20220945). Для настоящего исследования использовались крысы Sprague-Dawley (SD) обоего пола массой 300-350 г.
1. Индукция модели SAH
- Обезболивайте крыс 2% изофлураном и 100% кислородом. Поддерживайте анестезию, обеспечивая непрерывную ингаляционную анестезию изофлураном (1%-3%). Закрепите голову крысы с помощью стереотаксического аппарата (см. таблицу материалов).
- Создайте модель SAH, выполнив следующие действия.
- Введите иглу для микроинъекций в супраселлярный бачок. Затем с помощью шприцевого насоса вводят аутологичную кровь из хвостовой артерии крысы (без антикоагулянта) в супраселлярную цистерну (см. таблицу материалов).
- Имплантировать иглу для микроинъекций в правый боковой желудочек головного мозга по указанным координатам: брегма, −0,8 мм; боковой, 1,4 мм; глубина, 4 мм9. Для групп САК вводят 0,2 мл крови из хвостовой артерии крысы. Для фиктивных групп вводят тот же объем изотонического физиологического раствора (рис. 1А).
2. Подготовка и стабилизация среза мозга
- Глубоко обезболивайте крыс с помощью 2% ингаляций изофлурана. После обезглавливания извлеките весь мозг и погрузите его в ледяную искусственную спинномозговую жидкость (ACSF).
ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте свежеприготовленные растворы ACSF со следующим составом: 134 мМ NaCl, 2,8 мМ KCl, 29 мМ NaHCO3, 1,1 мМ 2 PO4, 1,5 мМ MgSO4, 2,5 мМ CaCl 2и 10,11 мМ D-глюкозы (см. Таблицу материалов). Поддерживайте рН в пределах от 7,3 до 7,4. - Используйте вибратом (см. Таблицу материалов) для получения острых срезов мозга толщиной 200 мкм от крыс SD в ледяной ACSF, аэрированной 5% CO2 и 95%O2 (рис. 2).
- Поместите острые срезы мозга толщиной 200 мкм в камеру хранения на нейлоновую сетку, погруженную в ACSF. Уравновешивают раствор ACSF с 95% O2 и 5%CO2, поддерживая температурный диапазон 35-37 °C. Дайте срезам мозга стабилизироваться в течение 2 часов, дав им время приспособиться (рисунок 3).
3. Мечение перицитов в острых срезах головного мозга с помощью TO-PRO-3
ПРИМЕЧАНИЕ: Перициты из острых срезов головного мозга флуоресцентно мечили с помощью индикатора TO-PRO-310.
- Добавьте флуоресцентный краситель TO-PRO-3 в ACSF, достигнув конечной концентрации 1 мкМ. Инкубируйте острые срезы мозга при комнатной температуре в темной среде с ACSF, содержащим TO-PRO-3, в течение 20 минут.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не забывайте надевать латексные перчатки при работе с TO-PRO-3 для защиты. - Переместите сетчатое ситечко из нейлоновой сетки, несущее срезы мозга, из загрузочной камеры в 6-луночную камеру промывки пластин (см. Таблицу материалов). Оставьте ломтики мозга в промывочной камере в течение 10 минут (Рисунок 4D).
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап ополаскивания прекращает процесс окрашивания, уменьшает фоновую маркировку и предотвращает неспецифическое окрашивание. - Промывайте препараты в течение 15 минут раствором ACSF, уравновешенным смесью 5% CO 2 и 95% O2. Этот этап промывки останавливает поглощение красителя и сводит к минимуму фоновую маркировку (Рисунок 4C).
4. Окрашивание невитальных перицитов мозговой микроциркуляции в острых срезах головного мозга
- Инкубируют срезы мозга, предварительно загруженные TO-PRO-3 при 37 °C изолектином B4, конъюгированным с Alexa Fluor 488 (FITC-ISOB4; 5 мкг/мл, см. таблицу материалов), в течение 30 мин в темной среде. После инкубации промывают срезы мозга в течение 15 мин в ACSF (рис. 4E).
- Инкубируют срезы мозга в ACSF с 5% CO2 и 95%O2, как обычно. Добавьте йодид пропидия (PI) в концентрации 37 мкМ к обоим растворам при 37 °C. Это позволит пометить нежизненно важные перициты головного мозга. Инкубируйте препараты в этом растворе ACSF в течение 60 мин в темноте (Рисунок 4F).
- Затем промойте препараты в течение 15 минут растворами ACSF, чтобы остановить поглощение красителя и свести к минимуму фоновую маркировку.
5. Визуализация витальных и невитальных перицитов головного мозга в острых срезах головного мозга
- Аккуратно перенесите кусочки мозга в конфокальную чашку со стеклянным дном (см. Таблицу материалов) с помощью пластиковых пипеток Пастера. Наполните посуду раствором АКСФ, предварительно уравновешенным 5%СО2 и 95%О2. Используйте железную сетку, чтобы закрепить срезы мозга крысы на месте.
- Перенесите конфокальную посуду со стеклянным дном на предмет конфокального микроскопа. Расположите острый срез мозга на дне чашки и пропитайтеего раствором ACSF, уравновешенным смесью 95%O2 и 5%CO2 во время конфокальной микроскопии (рис. 5A и рис. 5Ab').
- Визуализируйте клетки стенки коры головного мозга с помощью 40-кратного объектива. Захват стопок изображений с помощью совместимого программного обеспечения (см. Таблицу материалов). Используйте соответствующие фильтры для IB4 (возбуждение/излучение 460 нм/520 нм), PI (возбуждение/излучение 545 нм/595 нм) и TO-PRO-3 (возбуждение/излучение 606 нм/666 нм) (рисунок 5D).
ПРИМЕЧАНИЕ: Снимайте изображения со следующими деталями: объектив DIC N1 40×, 3 × 12 бит: 512 × 512 пикселей (0,22 × 0,22 мм), калибровка: 0,42 мкм/пиксель. - Идентификация микроциркуляторного русла головного мозга и перицитов на основе их сети и морфологии. Найдите определенную область, содержащую сеть микроциркуляторного русла головного мозга, на каждом срезе мозга и сделайте снимки.
- Внимательно запишите местоположение изображения, чтобы обеспечить согласованность при последующих снимках (рис. 5B, C). Для дальнейшей обработки и анализа используйте программное обеспечение для анализа изображений (ImageJ) и программное обеспечение для редактирования фотографий (см. Таблицу материалов).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В нормальных физиологических условиях перициты головного мозга, как правило, не подвергаются клеточной гибели. Этот феномен показан на рисунке 6 , где желтый цвет указывает на наличие жизненно важных перицитов головного мозга; перициты головного мозга не показывают окрашивания ПИ, что указывает на их жизнеспособность. Для дальнейшего изучения того, остаются ли перициты прикрепленными к микроциркуляторному руслу после гибели клеток, были использованы методы на модели крыс с САК и проведена последующая визуализация.
Разработаны методы визуализации как витальных, так и невитальных перицитов головного мозга в срезах мозга после САК. Как показано на рисунке 7, витальные перициты головного мозга (синие стрелки) расположены в пределах микроциркуляторного русла, в то время как невитальные перициты мозга представлены белыми стрелками. Такая одновременная визуализация позволяет идентифицировать как жизненно важные, так и невитальные перициты мозга в срезах мозга. Кроме того, было замечено, что PI-меченные невитальные перициты головного мозга оставались прикрепленными ко всему микроциркуляторному руслу.
Рисунок 1: Модель SAH . (А) Голова крысы была прочно закреплена на стереотаксическом аппарате для обеспечения стабильности. Модель САК индуцировалась путем осторожного введения стереотаксической иглы в супраселлярный бачок. (В,В) В модели САК кровь поступает в субарахноидальное пространство внутри черепа, воздействуя на мозг. Полушария головного мозга наполняются кровью примерно через 24 ч после САК. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Острая подготовка цельного среза мозга . (А) Нижняя камера была покрыта агарозным клеем для фиксации. (Б) Клей был тщательно нанесен на нижнюю камеру, чтобы прочно прилипнуть к мозгу. (C) Окружающий резервуар был заполнен ледяным ACSF для поддержания температуры. (D) Требуемая толщина сечения была тщательно определена. (Д,Ф). Срезы мозга были тщательно перенесены на 6-луночную пластину. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Перенос пипеток и загрузки красителя в 6-луночный планшет. (А) Острые срезы головного мозга переносили с помощью пластиковых пипеток Пастера (3 мл). Длина пипетки, использованной на рисунке (а), составляла 18,2 см. Для пунктов (b) и (c) тонкий наконечник пластиковой пипетки Пастера был тщательно обрезан, чтобы предотвратить возможное повреждение срезов мозга во время переноса. 6-луночные планшеты были эффективно переведены из (B) в (C) для флуоресцентного окрашивания в водяной бане с температурой 37 °C. (B) В одной из лунок 6-луночной пластины размещался небольшой сетчатый сетчатый фильтр с тонкими трубками, расположенными для подачи газа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Инкубация острых срезов мозга. Была проведена систематическая процедура маркировки перицитов с TO-PRO-3 в острых срезах мозга. (А) Первоначально одна лунка шестилуночной пластины (12 × 8 см) была заполнена 10 мл ACSF, обеспечивая надлежащую аэрацию путем барботирования раствора с помощью тонкой трубки, соединенной со смесью 95%O2 и 5% CO2. (Б) Впоследствии срезы мозга были тщательно перенесены на шестилуночную пластину. (C) 10 мкл исходного раствора TO-PRO-3 вводили в камеру загрузки красителя, осторожно перемешивая для облегчения растворения красителя (D). (Д,Ж) Для дальнейшей характеристики срезов головного мозга было проведено окрашивание IB4 (1 мкМ в ACSF) и PI (1 мкМ в ACSF). Эти последовательные шаги позволили успешно маркировать перициты с помощью TO-PRO-3 в острых срезах мозга, тем самым облегчая последующий анализ и исследование меченых перицитов головного мозга. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Визуализация витальных и невитальных перицитов головного мозга в срезах мозга. (А) Раствор уравновешивают смесью 95%О2 и 5%СО2, подаваемой по трубке. (Б-Е) Установка для визуализации с высоким разрешением меченых TO-PRO-3, IB4-меченных эндотелиальных и PI-меченых клеток в острых срезах головного мозга. (E) Конфокальная микроскопия. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Изображение жизненно важных перицитов головного мозга в срезах мозга. (A) Церебральная микроциркуляторная сеть была помечена IB4 (зеленый). (B) Нежизненно важные клетки были помечены PI. (C) Жизненно важные перициты были помечены TO-PRO-3 (желтый цвет). (D) Отобразится объединенное изображение. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: Репрезентативное изображение витальных и невитальных перицитов головного мозга на срезе мозга после САК. (А) Церебральная микроциркуляторная сеть была помечена IB4 (зеленый). (B) Нежизненно важные клетки были помечены PI (красный). (C) Жизненно важные перициты были помечены TO-PRO-3 (желтый цвет). (D) Отобразится объединенное изображение. Синими стрелками обозначены примеры жизненно важных перицитов мозга, а белыми стрелками — невитальные перициты мозга. Примечательно, что ядра перицитов не выступают над поверхностью микрососудов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 8: Положительная корреляция между количеством невитальных перицитов и временем после САК. Конфокальная визуализация высокого разрешения использовалась для захвата перицитов головного мозга в различные моменты времени после САК. Заметная гибель клеток перицитов головного мозга начиналась через 6 ч после САК, на что указывают белые стрелки на рисунке (А). Впоследствии, начиная с 6-часовой отметки, наблюдалось существенное увеличение гибели перицитов. Количество невитальных перицитов показало положительную корреляцию со временем, прошедшим после САК, как показано на рисунке (В). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Разработаны методы конфокальной визуализации высокого разрешения для визуализации жизненно важных перицитов головного мозга, невитальных перицитов головного мозга и микроциркуляторного русла в срезах мозга. В острых срезах мозга крыс процесс включает в себя первоначальное мечение перицитов TO-PRO-311, за которым следует микрососудистые эндотелиальные клетки IB412; В дальнейшем идентификация погибших перицитов проводится с помощью ПИ. Этот протокол прост, воспроизводим и очень применим для функциональных исследований.
Для специфического отслеживания перицитов головного мозга в нервной системе используется дальний красный флуорофор TO-PRO-3. В то время как TO-PRO-3 преимущественно окрашивает ядра фиксированной ткани13, он избирательно включается в живые перициты ex vivo при применении физиологического раствора14. Предыдущие исследования подтвердили однозначную идентификацию перицитов головного мозга мышей с помощью TO-PRO-315. Этот флуорофор эффективно мечет жизненно важные перициты головного мозга11. Напротив, PI, обычно используемый заряженный флуорохром для оценки жизнеспособности клеток в режиме реального времени12, служит маркером ухудшения состояния клеток при нанесении до фиксации (окрашивание PI перед фиксацией)16. Однако, поскольку морфологические характеристики перицитов, особенно их ядер, не выходят за пределы поверхности микрососудов, различение эндотелиальных и перицитарных ядер с помощью ПИ-окрашивания может быть сложной задачей, на что указывает белая стрелка на рисунке 8А. Исследования, включающие электронную микроскопию для трехмерной реконструкции области CA1 гиппокампа крысы, показали, что примерно одна треть эндотелия покрыта сомами и отростками перицитов17.
На рисунке 6 в микроциркуляторном русле наблюдаются перициты головного мозга, меченные TO-PRO-3. Конфокальные изображения микроциркуляторного русла головного мозга, меченные IB4 и PI, показывают, что только несколько клеток подвергаются клеточной гибели в процессе секционирования, о чем свидетельствует отсутствие PI-положительных мертвых клеток на рисунке 6. Следовательно, модель SAH используется для исследования присутствия невитальных перицитов. На рисунке 7 показано, что в пределах срезов мозга гибель клеток более выражена в перицитах по сравнению с эндотелиальными клетками. Кроме того, на рисунке 8А наблюдается значительное увеличение гибели перицитов, начиная с 6 ч после САК. На рисунке 8В показана положительная корреляция между количеством невитальных перицитов и временем, прошедшим после САК. Тем не менее, всестороннее исследование, визуализирующее как жизненно важные, так и невитальные перициты головного мозга, не было задокументировано в меру имеющихся знаний.
В настоящее время остается неясным, проявляют ли перициты других видов или систем (например, сердца, тонкой кишки) также витальные и невитальные состояния в острых срезах после САК. В заключение, представленный протокол предлагает воспроизводимый подход к визуализации как витальных, так и невитальных перицитов мозга в срезах мозга после САК. Благодаря своей простоте и надежности, этот метод может быть использован для выявления функционального и структурного разнообразия перицитов в срезах мозга и облегчения детальных клеточных исследований в различных моделях заболеваний, связанных с патофизиологией перицитов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Исследование поддержано грантами Национального фонда естественных наук Китая (81960226,81760223); Фонд естественных наук провинции Юньнань (202001AS070045,202301AY070001-011)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-well plate | ABC biochemistry | ABC703006 | RT |
| Adobe Photoshop | Adobe | Adobe Illustrator CS6 16.0.0 | RT |
| Aluminium foil | MIAOJIE | 225 mm x 273 mm | RT |
| CaCl2·2H2O | Sigma-Aldrich | C3881 | RT |
| Confocal imaging software | Nikon | NIS-Elements 4.10.00 | RT |
| Confocal Laser Scanning Microscope | Nikon | N-SIM/C2si | RT |
| Gas tank (5% CO2, 95% O2) | PENGYIDA | 40L | RT |
| Glass Bottom Confocal Dishes | Beyotime | FCFC020-10pcs | RT |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | RT |
| Glue | EVOBOND | KH-502 | RT |
| Ice machine | XUEKE | IMS-20 | RT |
| Image analysis software | National Institutes of Health | Image J | RT |
| Inhalation anesthesia system | SCIENCE | QAF700 | RT |
| Isolectin B 4-FITC | SIGMA | L2895–2MG | Store aliquots at –20 °C |
| KCl | Sigma-Aldrich | 7447–40–7 | RT |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P0662 | RT |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich | M7506 | RT |
| NaCl | Sigma-Aldrich | 7647–14–5 | RT |
| NaH2PO4·H2O | Sigma-Aldrich | 10049–21–5 | RT |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich | S5761 | RT |
| Pasteur pipette | NEST Biotechnology | 318314 | RT |
| Peristaltic Pump | Scientific Industries Inc | Model 203 | RT |
| Propidium (Iodide) | Med Chem Express | HY-D0815/CS-7538 | Store aliquots at –20 °C |
| Stereotaxic apparatus | SCIENCE | QA | RT |
| Syringe pump | Harvard PUMP | PUMP 11 ELITE Nanomite | RT |
| Thermostatic water bath | OLABO | HH-2 | RT |
| Vibrating microtome | Leica | VT1200 | RT |
References
- Dalkara, T., Gursoy-Ozdemir, Y., Yemisci, M. Brain microvascular pericytes in health and disease. Acta Neuropathologica. 122 (1), 1-9 (2011).
- Dore-Duffy, P., Cleary, K.
- Peppiatt, C. M., Howarth, C., Mobbs, P., Attwell, D. Bidirectional control of CNS capillary diameter by pericytes. Nature. 443 (7112), 700-704 (2006).
- Attwell, D., Mishra, A., Hall, C. N., O'Farrell, F. M., Dalkara, T.
- Yemisci, M., Gursoy-Ozdemir, Y., Vural, A., Can, A., Topalkara, K., Dalkara, T. Pericyte contraction induced by oxidative-nitrative stress impairs capillary reflow despite successful opening of an occluded cerebral artery. Nature Medicine. 15 (9), 1031-1037 (2009).
- Korte, N., et al. Noradrenaline released from locus coeruleus axons contracts cerebral capillary pericytes via α2 adrenergic receptors. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2023).
- Hirunpattarasilp, C., Barkaway, A., Davis, H., Pfeiffer, T., Sethi, H., Attwell, D. Hyperoxia evokes pericyte-mediated capillary constriction. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 42 (11), 2032-2047 (2022).
- Neuhaus, A. A., Couch, Y., Sutherland, B. A., Buchan, A. M. Novel method to study pericyte contractility and responses to ischaemia in vitro using electrical impedance. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2013-2024 (2017).
- Gong, Y., et al. Increased TRPM4 Activity in cerebral artery myocytes contributes to cerebral blood flow reduction after subarachnoid hemorrhage in rats. Neurotherapeutics: The Journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 16 (3), 901-911 (2019).
- Mai-Morente, S. P., et al. Pericyte mapping in cerebral slices with the far-red fluorophore TO-PRO-3. Bio-protocol. 11 (22), e4222 (2021).
- Mai-Morente, S. P., Marset, V. M., Blanco, F., Isasi, E. E., Abudara, V. A nuclear fluorescent dye identifies pericytes at the neurovascular unit. Journal of Neurochemistry. 157 (4), 1377-1391 (2021).
- Zhao, H., et al. Rationale for the real-time and dynamic cell death assays using propidium iodide. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (4), 399-405 (2010).
- Van Hooijdonk, C. A., Glade, C. P., Van Erp, P. E. TO-PRO-3 iodide: A novel HeNe laser-excitable DNA stain as an alternative for propidium iodide in multiparameter flow cytometry. Cytometry. 17 (2), 185-189 (1994).
- Lacar, B., Herman, P., Platel, J. C., Kubera, C., Hyder, F., Bordey, A. Neural progenitor cells regulate capillary blood flow in the postnatal subventricular zone. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 32 (46), 16435-16448 (2012).
- Mai-Morente, S. P., Marset, V. M., Blanco, F., Isasi, E. E., Abudara, V. A nuclear fluorescent dye identifies pericytes at the neurovascular unit. Journal of Neurochemistry. 157 (4), 1377-1391 (2021).
- Hezel, M., Ebrahimi, F., Koch, M., Dehghani, F. Propidium iodide staining: a new application in fluorescence microscopy for analysis of cytoarchitecture in adult and developing rodent brain. Micron (Oxford, England). 43 (10), 1031-1038 (2012).
- Mathiisen, T. M., Lehre, K. P., Danbolt, N. C., Ottersen, O. P. The perivascular astroglial sheath provides a complete covering of the brain microvessels: An electron microscopic 3D reconstruction. Glia. 58 (9), 1094-1103 (2010).
